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Anleitung 


zum 


Sammeln der Kryptogamen. 


Bearbeitet 


3553 Sydow. 


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nt 1 u W: 


Stuttgart. 
Julius Hoffmann. 
1885. 


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Vorwort. 


In seiner langjährigen botanischen Praxis ist 
dem Verfasser des vorliegenden Büchleins viel- 
fach die Frage vorgelegt worden: „Wo und wie 
sammelt man Kryptogamen?“ Gar mancher hat 
sich von dem Studium der kryptogamischen Ge- 
wächse nur dadurch ablenken lassen, dass seine 
ersten, ohne Anleitung vorgenommenen Präpa- 
rierungsversuche ein negatives Resultat er- 
gaben. Und doch bieten gerade die Krypto- 
samen eine Fülle des Interessanten und Beleh- 
renden; sie zeigen einen Reichtum der Formen, 
der unsere Bewunderung erweckt, der aber auch‘ 
den Forscher mit magischer Gewalt fesselt. 

Wohl sind Anleitungen zum Sammeln und 
Präparieren der Gewächse im allgemeinen perio- 
disch erschienen. Die meisten derselben be- 
schäftigten sich aber nur mit den Phanerogamen, 
der Kryptogamen wurde kaum Erwähnung ge- 
than. Die erste ausführlichere Anleitung zum 
Sammeln der Kryptogamen gab J. Nave in sei- 
nem Büchlein: ‚Anleitung zum Einsammeln, Prä- 
parieren und Untersuchen der Pflanzen mit be- 


‚sonderer Rücksicht auf die Kryptogamen‘. Dres- 


den 1864. ‘Der; Verfasser, als‘ Algologe'’Dbe- 
kannt, behandelt die Familie der Algen in sehr 
detaillierter Weise, während die andern Familien 
der Kryptogamen sehr stiefmütterlich wegkommen. 

Seit dieser Zeit — über zwei Dezennien — 
ist kein ähnliches Werk erschienen. Wohl finden 
sich in den verschiedenen, kleineren und grösseren 


IV 


botanischen Schriften Beschreibungen gewisser 
Präparationsmethoden. Dem Anfänger werden 
aber in den meisten Fällen nur geringe littera- 
rische Hilfsmittel zu Gebote stehen, auch ist es 
zeitraubend und mühselig, alle diese Werke nach- 
zusehen, um das Wichtigste über das Einsammeln 
der Kryptogamen, über deren Präparation und 
Einreihung in das Herbar, sowie über die mecha- 
nischen Erfordernisse beim Untersuchen zu er- 
fahren. Diesem Uebelstande sucht Verfasser durch 
vorliegendes Büchlein abzuhelfen. Dasselbe soll 
dem Anfänger auf die oben erwähnte Frage Ant- 
wort geben. Der Stoff selbst gliedert sich nach 
den natürlichen Familien der Kryptogamen. Um 
den Anforderungen der Zeit und Wissenschaft 
zu genügen, sind auch die verschiedenen Kultur- 
methoden kurz beschrieben worden. Das jeder 
Abteilung angefügte Verzeichnis der hauptsäch- 
lichsten systematischen Litteratur und der be- 
kannteren Exsiccaten-Sammlungen dürfte man- 
chem willkommen sein. 

Die in der Einleitung enthaltene kurze Be- 
schreibung des Mikroskopes — gleichsam nur eine 
Terminologie der Teile desselben — ist in der 
Voraussicht gegeben worden, dass es manchem 
Anfänger vielleicht nicht sogleich möglich ist, 
sich irgend eins der grösseren mikrographischen 
Werke anzuschaffen. 

Möge das Büchlein den oft so wunderschönen 
kryptogamischen Gewächsen neue Freunde zu- 
führen und dadurch das Studium derselben fördern. 
Das ist der innigste Wunsch des Verfassers. 


Wilmersdorf bei Berlin, im Juni 1835. 


P. Sydow. 


Einleitung. 


Selten bietet ein Studium so viel Belehrung und 
zugleich Angenehmes, als jenes der Kryptogamen. 
Der unerschöpfliche Formenreichtum derselben, das 
so oft Geheimnisvolle ihrer Lebensweise, das Wun- 
derbare ihres Baues, das ist es, das jeden, der an 
dieses Studium herantritt, so anregt und fesselt. 
Doch nicht mühelos erschliesst sich die Natur dem 
Menschen. Sie verlangt, dass man sie aufsuche, 
sich unmittelbar mit ihr beschäftige. Nicht daheim, 
nicht aus Büchern ist sie zu erlernen und zu ver- 
stehen. Darum heisst es, hinaus in die freie Natur, 
in Wald und Feld, um sie an der Quelle ihres 
Lebens zu schauen. Hundertmal und aber hundert- 
mal muss der Forscher die heimischen Fluren durch- 
streifen, um Aufklärung zu erhalten. Gar viel sind 
der Täuschungen. In noch höherem Masse als bei 
den Phanerogamen wird an den Kryptogamen- 
Forscher die Aufgabe gestellt, selbst zu sammeln 
und eine Sammlung, ein Herbarium anzulegen. 

Das Herbarium muss aber nach wissenschaft- 
lichen Prinzipien geordnet und zusammengestellt 
sein, denn nur dann vermag es seinen Zweck zu 
erfüllen, nämlich den, der Rekapitulation und Ver- 
gleichung zu dienen. 

1 


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So einfach nun auch die Anlage einer solchen 
Sammlung erscheint, so dürfte es doch nicht über- 
flüssig sein, den Anfänger auf die Punkte auf- 
merksam zu machen, welche bei der Anlage und 
Aufbewahrung des Herbariums nicht ausser acht 
gelassen werden dürfen. 

Jede gesammelte Art oder Form wird in einem 
besonderen Bogen Papier aufbewahrt. Da die Kon- 
servierung der Pflanzen sehr von dem zu verwendenden 
Papier abhängt, so nehme man stets nur festes, gut 
geleimtes Papier. Auf die Farbe desselben kommt es 
weniger an, das ist Geschmackssache. Fliesspapier 
darf unter keinen Umständen zur Aufbewahrung 
der Pflanzen verwandt werden. In kurzer Zeit 
nisten sich in diesem Papier Insekten in solcher 
Menge ein, dass sie auch die schönste und reich- 
haltigste Sammlung bald total zerstören. 

Besitzt man von einer Art mehrere Varietäten 
und Formen, so werden dieselben in einen gemein- 
schaftlichen Bogen Papier: gelegt. Zur leichteren 
Orientierung wird in der unteren linken Ecke der 
Name der im Bogen liegenden Pflanze vermerkt. 

Alle Arten einer Gattung legt man in einen 
besonderen Gattungsbogen. Zu solchen Gattungs- 
bogen eignet sich sehr gut blaues Deckelpapier, denn 
da dieselben öfter aufgeschlagen werden, so sind sie 
auch leichter dem Zerreissen ausgesetzt. 

Die Artbogen werden mit der Falzseite nach 
links, die Gattungsbogen mit dieser Seite nach 
rechts gelegt. 

Die Gattungen ordnet man später zu Familien 
U..S. W., 

Die Pflanzensammlung muss so eingerichtet 
sein, dass jede Pflanze schnell, ohne viel Zeitverlust 
und Mühe herausgenommen werden kann. Am 


BE 0 


leichtesten lässt sich dies durch alphabetische An- 
ordnung des ganzen Herbariums bewerkstelligen. 
Der Wert einer Sammlung wächst mit der Anzahl 
der vorhandenen Exemplare. Man suche deshalb 
dieselbe Pflanze aus den verschiedensten Gegenden 
zu erhalten. Nur dann erhält man ein richtiges 
Bild der Pflanze, wenn man die durch anderes 
Substrat und wechselnde Standorte hervorgerufenen 
Formen besitzt und vergleicht. Fin lehrreiches 
Beispiel ist Hypnum cupressiforme. Die extremsten 
Formen dieses Mooses lassen, jede für sich allein 
betrachtet, kaum die Stammart erkennen, leicht ist 
dies jedoch, wenn man die Übergangsformen an- 
einander reiht. 

Die Gattungen werden weiter zu Fascikeln ver- 
einigt. Es empfiehlt sich, diese nicht zu voluminös 
zu gestalten. Liegen viele Pflanzen aufeinander, so 
leiden sie durch den gegenseitigen Druck; auch ist auf 
das Einrangieren neuer Arten Bedacht zu nehmen. 
Die einzelnen Fascikel legt man in entsprechend 
grosse, nicht zu dünne Pappdeckel, welche mittels 
durchgezogener Bänder zusammengeschnürt werden 
können. Solche Pappdeckel sind billig, und jeder 
kann sie selbst verfertigen. Wer mehr anwenden 
kann und will, lasse sich vom Buchbinder Papp- 
kästchen anfertigen. 

In denselben leiden die Pflanzen nicht durch 
Druck, ferner sind sie vor Staub geschützt. Die 
Mappen oder Kästen stellt man auf Regalen oder 
besser in gut verschliessbaren Schränken auf. An 
jedem Fascikel wird an der dem Beschauer zu- 
gekehrten Seite eine Etikette befestigt, die den In- 
halt angibt. 

Die Sammlung ist an einem trockenen, staub- 
freien, keinem grossen Temperaturwechsel unter- 


Br a A 


worfenen Orte aufzubewahren. Bei feucht liegenden 
Pflanzen treten gar leicht Schimmelbildungen auf, 
welche nicht nur dem Ansehen der Exemplare 
schaden, sondern auch der Untersuchung hinderlich 
sind. 

Über die Aufbewahrung der Exemplare in Papier- 
kapseln ist näheres bei den einzelnen Familien zu 
ersehen. 

Jedem Exemplar ist ein Zettel, eine Etikette, bei- 
zugeben, die in lateinischer Schrift und wenn mög- 
lich auch in lateinischer Sprache folgende Angaben 
enthält: 

ı) Den Namen der Pflanze und auch der Va- 

rietät oder Form. 

2). Die; 'Angabe”.des Autors, d.h. ‘den Namen 
desjenigen Botanikers, welcher der Pflanze 
zuerst den angeführten Namen gab. Diese 
Angabe ist sehr wichtig, da oft unter dem- 
selben Namen verschiedene Pflanzen be- 
schrieben sind. So ist z. B. Bryum margi- 
natum 2. S.. eine ganz andere Pflanze als 
Bryum marginatum Dicks. Letztere Pflanze 
ist das heutige Mnium serratum Drid. 

3) Den geographischen Fundort. Je spezieller 
diese Angabe, desto wertvoller ist sie. Pflanzen 
ohne Bezeichnung des Fundortes haben etwa 
den Wert kultivierter Exemplare. 

4) Den speziellen Standort, d. i. die Angabe der 
Bodenbeschaffenheit (Wiese, Acker, Wald u. dgl.) 

5) Die geognostische Unterlage oder die Be- 
schaffenheit des Substrates, auf dem die 
Pflanze wächst. 

6) Datum des Einsammelns (Monat und Tag). 

7) Den Namen des Sammlers. Vor den Namen 
setzt man die Abkürzung des lateinischen 


EINE 


Wortes legit, z. B.: leg. N. N. heisst: gesam- 
melt von N. N. — Geht die Pflanze in dritte 
Hand über, so wird noch die Bemerkung: 
com. N. N. hinzugefügt, die Abkürzung von 
communicavit, d. h. mitgeteilt von N. N. 

7) In manchen Fällen ist es nötig, auf der 
Etikette auch die wichtigsten Synonyma zu 
notieren. 

Die Etikette wird mit Gummi arabicum auf dem 

Papierkonvolut befestigt. 

Da man Diatomeen und Desmidieen selten rein, 
d. h. unvermengt mit andern Arten erhält, so fertigt 
man so viele Exemplare an, als Arten im Präparat 
enthalten sind. Auf jeder Etikette hebt man eine 
Spezies besonders hervor, notiert aber ferner die 
Namen der andern Arten. 

Viele Kryptogamen, z. B. die Moose, Characeen, 
die meisten Krustenflechten und zarteren, kleinen 
Algen werden von Insekten und deren Larven nicht 
belästigt. Die grösseren Algen, Flechten und fast 
alle Pilze muss man aber gegen solche feindlichen 
Invasionen zu schützen suchen. 

Die bewährtesten Mittel, um das Herbar von 
Insekten rein .zu halten, sind: öfteres Durchsehen 
der einzelnen Bogen und das Vergiften der Pflanzen 
mit Sublimat oder durch Schwefelkohlenstoff. 

In ı Liter starken Alkohols werden 25 Gramm 
Quecksilber-Sublimat aufgelöst und mit dieser Flüs- 
sigkeit die Pflanzen auf beiden Seiten bestrichen. 
Der Alkohol verdampft schnell, während das Subli- 
mat zurückbleibt. 

Schwefelkohlenstoff wird wie folgt angewendet. 
Man lässt eine hermetisch verschliessbare Blechkiste 
anfertigen, in welcher sich einige Centimeter über 
dem Boden einige Leisten befinden, auf welche die 


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aufgebundenen Pflanzenmappen gelegt werden. Auf 
den Boden selbst setzt man eine flache Porzellan- 
schale mit Schwefelkohlenstoff. Die aufsteigenden 
Dämpfe desselben durchdringen die Pflanzen und 
zerstören jegliches tierische Leben. 

Der Schwefelkohlenstoff ist sehr flüchtiger Natur 
und ein leicht entzündbarer Stof. Man nehme daher 
die Prozedur des Vergiftens der Pflanzen an einem 
nicht feuergefährlichen Orte vor, auch darf man der 
Kiste nicht mit brennendem Lichte nahe kommen. 

Wer sich ausführlicher über die Anlage und 
Einrichtung des Herbariums unterrichten will, dem 
sei das im gleichen Verlage erschienene Büchlein: 
„C. Mylius, Das Anlegen von Herbarien der deut- 
schen Gefässpflanzen“ warm empfohlen. 


Das Mikroskop. 


Nur wenige Kryptogamen lassen sich auf makro- 
skopischem Wege, d. h. mit dem blossen Auge oder 
unter Zuhilfenahme einer Lupe, bestimmen, die 
grosse Mehrzahl derselben erfordert eine mikrosko- 
pische Untersuchung. Der Kryptogamenforscher 
kann also des Mikroskopes nicht entbehren; er 
muss bemüht sein, sich ein solches anzuschaffen. 
Doch glaube man nicht, dass mit dem blossen An- 
kauf des Mikroskopes genug gethan sei, dass man 
nur hineinzusehen brauche, um sogleich wichtige 
Entdeckungen zu machen. Das mikroskopische 
Sehen ist im Gegenteil sehr verschieden von dem 
gewöhnlichen, es will gelernt sein. Treffend sagt 
daher Julius Sachs in seiner „Geschichte der Bo- 
tanik“: „Das Sehen ist eine Kunst, die gelernt und 


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ausgebildet sein will, ein bestimmter Zweck muss 
den Willen des Beobachters anregen, genau sehen 
zu wollen und das Gesehene richtig zu unter- 
scheiden und zu verbinden.“ — Es ist also nicht 
genug, dass wir das mikroskopische Bild mit un- 
sern Sinnen wahrnehmen, — wir sehen unter dem 
Mikroskope den Gegenstand nur immer in zwei 
Dimensionen, in der Breite und in der Länge, nie 
vermögen wir zu gleicher Zeit auch die dritte Raum- 
ausdehnung, die Dicke, wahrzunehmen — sondern 
das Sehen mit dem Mikroskop erfordert auch die 
Thätigkeit unseres Geistes. Das Mikroskop zeigt, 
je stärker es vergrössert, nur desto kleinere Teile 
des Ganzen. Daher kann nur „geschickte und über- 
legte korporative, sorgfältige Kombination der ver- 
schiedenen Bilder und lange Übung“ über den 
mikroskopischen Bau eines Körpers Klarheit ver- 
schaffen. 

Von einem Mikroskopiker wird verlangt, dass er 
„geschickte Hände, gute Augen, Gemütsruhe und 
Selbsterkenntnis‘ besitze. 

Die Anfertigung mikroskopischer Präparate er- 
fordert eine gewisse manuelle Geschicklichkeit. Was 
nun das Sehen anbetrifftt, so beobachte man mit 
dem rechten Auge, ohne jedoch das linke zu 
schliessen. Durch das Zukneifen des letzteren 
werden die Schliessmuskeln desselben sehr bald 
ermüdet und schmerzlich affıziert. Man gewöhnt 
sich übrigens sehr leicht daran, nur das mikrosko- 
pische Bild zu sehen, ohne durch das offene linke 
Auge gestört zu werden. Sollte sich etwa ein Hang 
zum Schielen einstellen, so ist diesem durch öfteres 
Ausruhen und einige Achtsamkeit leicht abzuhelfen. 
Kurzsichtigkeit ist dem mikroskopischen Beobachten 
nicht hinderlich. — Harting sagt in seinem Buche 


N 


„Das Mikroskop“: „Wir müssen uns in einem 
Gemütszustande befinden, der es uns möglich macht, 
mit nebelfreiem Blick zu sehen und mit vorurteils- 
freiem Verstande zu schliessen. Als Haupterfor- 
dernis hierzu nenne ich die Gemütsruhe während 
der Untersuchung. Wie leicht es auch scheinen 
mag, dass dieser Forderung Genüge geschehe, es 
lehrt die Erfahrung dennoch, dass das Gegenteil 
sich Geltung verschaflt. Dies hat vorzüglich bei 
mikroskopischen Untersuchungen seine Richtigkeit; 
diese veranlassen nicht selten lebhafte Gemütsein- 
drücke, welche mit der gewünschten Gemütsruhe 
während der Beobachtung unvereinbar sind.“ 
Der Mikroskopiker soll nie als positive Thhatsache 
hinnehmen, was vielleicht Wahrscheinlichkeit oder 
gar nur Möglichkeit bietet. Nirgends sind Täu- 
schungen leichter als hier. 

Das zusammengesetzte Mikroskop, denn nur ein 
solches ist für den Kryptogamenforscher brauchbar, 
gibt das vergrösserte Bild des Gegenstandes. Es 
muss also zum mindesten aus zwei optischen Gläsern 
bestehen, aus einer dem beobachtenden Auge nahen 
Linse (dem Bildbetrachter, Okular) und einer zweiten, 
dem zu vergrössernden Gegenstand nahen Linse 
(Bilderzeuger, Objektiv). — Diese beiden, natürlich 
so zu einander gestellten Linsen, dass das Bild 
nahe an den Brennpunkt des Okulars fällt, würden 
also das einfachste zusammengesetzte Mikroskop 
darstellen. Unsere heutigen Instrumente zeigen aber 
einen komplizierteren Bau. Das Okular besteht aus 
zwei plankonvexen Gläsern. Beide haben dieselbe 
Wirkung wie eine bikonvexe Linse, verhindern aber 
das Zustandekommen der sehr störenden farbigen 
Ränder. Das Objektiv besteht aus drei plankonvexen 
achromatischen Linsen. 


Be 


Objektiv und Okular müssen sich in einem ganz 
bestimmten, unverrückbaren Abstand zu einander 
befinden, der zu beobachtende Gegenstand muss 
genau in dem Brennpunkt des Objektivs liegen, und 
um das Bild des Gegenstandes zu sehen, muss ihm 
eine genügende Quantität Licht zugeführt werden 
können. Sämtliche Linsen müssen genau zentriert, 
d. h. so angeordnet werden, dass die optischen 
Mittelpunkte derselben genau in eine grade Linie 
fallen. Es kann nun nicht meine Aufgabe sein, 
an dieser Stelle eine ausführliche Beschreibung der 
einzelnen Teile des Mikroskopes zu geben. Das 
Nachstehende diene nur zur vorläufigen Orientierung 
der Bestandteile des Mikroskopes. Wer sich gründ- 
lich hierüber belehren will, den verweise ich auf 
die reichhaltige, vortreftliche Literatur, die wir über 
dieses Instrument besitzen. 

H. v. Mohl, Mikrographie. Tübingen. 1846. 

Harting, Das Mikroskop. Braunschweig. 1859. 

Dippel, Das Mikroskop. Braunschweig. 1872. 

J. Sachs, Geschichte der Botanik. München. 1875. 

Naegeli und Schwendener, Das Mikroskop. 1877. 

W. Behrens, Hilfsbuch zur Ausführung mikro- 
skopischer Untersuchungen. Braunschweig. 1883. 

Dippel, Grundzüge der allgemeinen Mikroskopie. 
Braunschweig. 1885. 


Die Teile eines zusammengesetzten Mikroskopes 
lassen sich in drei Gruppen bringen. Die der ersten 
Gruppe sind bestimmt, den optischen Apparat zu 
tragen, die der zweiten dienen zum Tragen des 
Objektes und die der dritten Gruppe bilden den 
Beleuchtungsapparat. 

Wir bemerken zunächst den sogenannten Fuss 
(f) des Mikroskopes (siehe umstehende Fig. 1). 

1* 


Sees 


Derselbe ist massiv aus Messing gearbeitet, hufeisen- 
förmig* und mit einem hinten vorspringenden, 
stützenden Zapfen (fı) versehen. Auf dem Fusse 
erhebt sich eine ebenfalls massive Säule (g). Bei 
grösseren Instrumenten ist diese Säule, wie auch 
im gegebenen Falle, oben mit einem Gelenk ver- 
sehen. Man kann dadurch den Apparat beliebig 
neigen und somit bequemer in sitzender Stellung 
beobachten. Ein zweiter wichtiger Teil ist die 
Mikroskopröhre oder der Tubus (tt). Derselbe trägt 
oben (c) das Okular, welches auf den Tubus ge- 
setzt wird. Unten am Tubus (bei o) ist das Ob- 
jektiv mittels eines Schraubengewindes befestigt. 
Der Tubus lässt sich in einer Messinghülse (r) leicht 
auf und ab bewegen. Zur ungefähren Einstellung 
des Tubus dient der Trieb (z); derselbe stellt eine 
mit einem Zahnrade in eine Zahnleiste des Tubus 
eingreifende Schraube dar. Durch Umdrehen dieser 
Schraube lässt sich der Tubus und mit ihm das 
Objektiv dem zu beobachtenden Objekt bis auf 
einen gewissen Abstand nähern. Die genaue (scharfe 
oder feine) Einstellung des Objekts in den Brenn- 
punkt des Objektivs bewirkt die Mikrometerschraube 
(m). Ihr Gewinde (n) besteht aus vielen, sehr nie- 
drig verlaufenden Umgängen und greift in den un- 
tern massiven Teil (v w) einer Säule (d) ein. Ober- 
halb w ist diese Säule röhrenförmig. Innerhalb 
derselben setzt sich die Achse der Schraube m ohne 
Gewinde fort bis etwa zu dem Punkte e. Hier 
fasst sie losein die Vertiefung eines mit der Tubus- 
hülse r fest verbundenen und durch einen Spalt in 
die Säule d hineinragenden Messingzapfens ein. Im 
obersten Teile von d befindet sich eine Spiralfeder, 
welche den genannten Zapfen auf die Schraubenachse 
drückt. Drehtman nun die Mikrometerschraube (m), 


so bewegen sich Zapfen, Hülse und Mikroskopröhre 
entweder etwas nach aufwärts oder entgegengesetzt 
abwärts. Die erwähnte Spiralfeder wird dement- 
sprechend mehr zusammengedrückt oder sie dehnt 
sich etwas aus. Der Tubus bewegt sich %tets völlig 
lotrecht. Zum Tragen des Objekts dient der Tisch 
(p). Derselbe besteht aus einer meist quadratischen, 
dicken Metallplatte und befindet sich bei normaler 
Stellung des Mikroskopes in vollkommen horizon- 
taler Lage. Genau senkrecht unter dem Objektiv 
besitzt der Tisch eine kreisrunde Öffnung. Das zu 
beobachtende Objekt wird so auf den Tisch gelegt, 
dass es sich über der Mitte der Öffnung befindet. 
Um bei einer Schiefstellung des Mikroskopes das 
Objekt nicht zu verrücken, sind auf der Tischplatte 
zwei federnde Klammern angebracht. 

Der Beleuchtungsapparat hat den Zweck, dem 
Objekte das nötige Licht zuzuführen. 

Hierzu dient der unter dem Tische befindliche 
und um seine Achse drehbare Beleuchtungsspiegel (Ss). 
Die eine Seite desselben ist hohl, die andere eben 
geschliffen. Damit man diesen Spiegel nach allen 
Richtungen hin, auch abwärts und aufwärts, be- 
wegen kann, ist an demselben ein Hebelwerk (h) 
angebracht. Dieser Spiegel wirft die reflektierten 
Lichtstrahlen auf das Objekt. Es ist nun oft er- 
forderlich, dass diese gespendete Lichtmenge in 
gewisser Weise modifiziert wird. Hierzu dient die 
Blendvorrichtung. An der untern Tischfläche be- 
findet sich eine Vorrichtung, der sogenannte Schlitten. 
Es ist dies ein viereckiges Metallstück, welches durch 
zwei an demselben befestigte Griffe (aa) ein- und 
ausgeschoben werden kann. Genau unter der Tisch- 
öffnung ist an dem Schlitten eine Metallhülse (b) 
angebracht, in welche sich der Blendcylinder (i) ein- 


wu Ce 


schieben lässt. Letzterem können niedrige Metall- 
cylinder aufgesetzt werden, welche dieselbe Grösse 
der Tischöffnung haben und in der Mitte mit einem 
kreisförmigen, verschieden grossen Loche versehen 
sind. — 

Die wichtigste Anforderung an ein Mikroskop 
ist, dass es vollkommen klare und scharfe Bilder gibt, 
d. h. die Vergrösserung muss in der Peripherie 
wesentlich dieselbe als in der Mitte sein, das er- 
zeugte Bild muss an allen Stellen deutlich heraus- 
treten und auch die feineren und feinsten Details 
scharf und deutlich zeigen. Ferner darf die Ver- 
grösserungskraft nicht eine zu geringe sein. 

Es gibt verschiedene Vorrichtungen und Methoden, 
um einen positiven Beweis von der Güte des In- 
struments zu erhalten. Alle Angaben über Ver- 
grösserung eines Mikroskopes beziehen sich nur 
auf diejenige in einer Dimension des Raumes, es 
sind Linearvergrösserungen. In früheren Zeiten 
waren sehr verschiedene Manipulationen erforder- 
lich, um diese Linearvergrösserung zu bestimmen. 
Heute hat man es leichter. Bei jedem neueren 
Instrument ist bereits vom Optiker die Vergrösse- 
rung sehr genau bestimmt und auf einer Tabelle 
verzeichnet. Anders liegt die Sache bei einer Prü- 
fung des Begrenzungs- und Auflösungsvermögens 
eines Mikroskopes, d. h. ob es scharfe klare, alle 
feinen Strukturverhältnisse zeigenden Bilder gibt. 
Hierzu bedient man sich der sogenannten Probe- 
oder Tastobjekte. Es sind dies auf eine gewisse 
Weise präparierte, sehr kleine Organismen oder 
Teilchen von Pflanzen oder Tieren. Man überzeugt 
sich, wie viel man von ihrer Konstruktion sehen 
kann und ob man das Bild in einem Zustande er- 
blickt, welcher der Erfahrung gemäss von einem 


I EN 


guten Instrument erzeugt wird. Ferner existieren 
Abbildungen und Beschreibungen zur Kontrolle dieser 
Leistungen. 

Man prüfe das Instrument an einem Tage, der 
ein möglichst gleichmässiges, nicht zu dunkles und 
namentlich nicht durch vorüberziehende Wolken 


gıv ken 3 . gi 


wechselndes Licht bietet. Das Mikroskop stelle man 
dicht vor das geöffnete Fenster, die Beleuchtung sei 
eine zentrale. 

Zur Prüfung des Begrenzungsvermögens, d.h. 
ob die Vergrösserung scharfe, zarte und farblose 
Konturen zeigt, eignen sich für schwache und 
mittlere Objektivsysteme folgende Objekte: 

I) für ganz schwache Objektivsysteme (ro bis 
50fache Vergrösserung) dienen die Kalkkörperchen 
von Synapta-Arten (Tiere aus der Abteilung der 
Seewalzen oder Holothurien.) Die Konturen müssen 
durch eine schwarze Linie scharf begrenzt sein. 
(Fig. 2.) 

2) Für Vergrösserungen von 350—450 eignen 


a 


sich gut die Schüppchen von Schmetterlingsflügeln, 
und zwar von Lycaena Alexis oder L. Argus. 

Auf den elliptischen, gestielten Schüppchen (in 
Kanadabalsam eingeschlossen) müssen sich die 


Längsstreifen als doppelte Linien zeigen, ferner 
müssen die Tüpfel auf diesen Streifen kleine deut- 
liche Kreise darstellen. (Fig. 3.) 

Um das Auflösungsvermögen zu prüfen, ver- 
wendet man folgende Tastobjekte: 


TR 
(IHREN, 


ONNENHENNNENRENNDNN HEADS 
(ONLINE URLUSUSERLLLIUNUNIURTENLEUN 


LEEREN RENNEN 
PRWURDIIENUUNIUUGUNN INUNDUUNNTINULENUNUNITTVZ 


NIIT ETEEETNOTUEEURNNLATEEUNENUNHNENETRNAHTULDZ 
RENTNER DETEKTEI TR EUNNUTTRUSCRNNTN 


UIUNONANANENNEUNERTIKULIAALITAAGSSSSSEISLANGEOCGECSSGSSSGSENRGTTITETTITEONNARINTN NTSC BASTI HNTTNTTNTITITTEITITTTTTTTT IN, 


Fig. 4. 


ı) Die Schuppen von Hipparchia Janira. Die- 
selben zeigen zwischen den Längsstreifen sehr viele 
zarte Querstreifen. Je stärker die Vergrösserung 
ist, in desto feinere Details werden diese Streifen 
aufgelöst. Fine 500 fache Vergrösserung hievon 
stellt Fig. 4 dar. 

2) Die Kieselpanzer von Pieurosigma angulatum 
Sm. Bei einer Vergrösserung bis 150 lässt sich 
keine Zeichnung auf den Schalen erkennen; bei 
250 facher Vergrösserung treten die ersten Spuren 


a. 


einer Zeichnung auf; bei 300facher lassen sich 
Streifensysteme erkennen, welche sich gegenseitig 
schneiden; bei 450—480ofacher lösen sich die 
Striche in aneinander gereihte Sechsecke auf. Bei 
noch stärkeren Vergrösserungen treten diese Sechs- 
ecke immer deutlicher hervor. 

Den Mikroskopiertisch stellt man, wenn irgend 
möglich, an ein Fenster gegen Norden oder Nord- 
westen, Der Tisch muss fest und sicher stehen. 
Jede Störung macht sich unangenehm bemerkbar. 

Zur Beleuchtung dient am besten das Licht, 
welches von einem gleichmässigen, weissen Wolken- 
schleier reflektiert wird. Direktes Sonnenlicht an- 
zuwenden ist verwerflich, ja unmöglich, weil jeder 
Beobachter in wenigen Augenblicken geblendet ist. 
Auch das Licht des wolkenlosen Himmels eignet 
sich nicht zu mikroskopischer Beobachtung. Wäh- 
rend man in das Mikroskop sieht, wendet man so 
lange den Beleuchtungsspiegel hin und her, bis 
man eine gleichmässig helle Beleuchtung des Ge- 
sichtsfeldes hat. 

Lampenlicht ist für die mikroskopische Unter- 
suchung höchst untauglich, es verdirbt die Augen 
und ist daher nur in dringenden Ausnahmefällen 
anzuwenden. Eine mattgeschliffene Glaskugel über 
die Flamme gesetzt, hebt die Nachteile etwas auf. 
Auch kann man zwischen Flamme und Beleuch- 
tungsspiegel einen Schirm von Pausepapier an- 
bringen, wodurch das grelle Licht gedämpft wird. 

Bei richtiger Behandlung erhält sich ein Mikro- 
skop jahrelang unverändert. Es ist also nicht genug, 
dass man ein gutes Instrument erwirbt, man muss 
es auch in gutem Zustande zu erhalten suchen. Der 
Erzfeind des Mikroskopes ist der Staub, weil der- 
selbe eine stete Reinigung der Gläser nötig macht, 


AR ee 


wodurch diese mit der Zeit leiden. Man bewahre 
deshalb das Instrument, wenn es nicht benutzt 
wird, stets in dem beigegebenen Kästchen oder 
stelle es unter eine hermetisch schliessende Glas- 
glocke. 

Die Metallteile sind leicht rein zu halten. Tro- 
ckenes Abreiben mit Wildleder oder Leinwand wird 
in den meisten Fällen genügen. Nie wende man 
hiezu Alkohol oder dergleichen an, da dieser den 
Goldlack auflöst. Sind die Gläser — Okular und 
Objektiv — bestaubt oder angelaufen, so reinigt 
man sie mit alter, ganz weicher, in destilliertem 
Wasser gewaschener Leinwand; die anhaftenden 
Leinwandfasern werden mit einem weichen Haar- 
pinsel entfernt. Haucht man die Gläser ein wenig 
an, so muss der Anflug ganz gleichmässig ver- 
schwinden, ist dies nicht der Fall, so befinden sich 
noch Staubteilchen etc. auf denselben. Die innere 
Seite des Objektivglases lässt sich schwieriger rei- 
nigen, weil dieselbe wegen der Fassung schwer zu- 
gänglich ist. Man umwickelt ein Holzstäbchen mit 
einem Bäuschchen feiner, weicher Leinwand und sucht 
mit diesem das Glas zu erreichen. Nie darf man 
die Gläser mit demselben Tuche reinigen, welches 
zum Abwischen der ÖObjektträger und Deckgläser 
dient. Vor der Berührung mit Reagentien ist die 
untere Linse des Objektivs sorgfältig zu schützen. 
Sollte dieselbe zufällig von diesen benetzt werden, 
so muss man sie so lange in destilliertem Wasser 
abspülen, bis jede Spur der Reagentien entfernt ist. 
Mit Alkohol die Linsen zu reinigen, ist durchaus 
zu verwerfen. Dieselben sind mit Kanada-Balsam 
gekittet, der Alkohol kann leicht in die Linsen- 
fassung eindringen, den Balsam auflösen und so 


das ganze System verderben. 
2 


Keine Schraube am Mikroskope darf mit Öl, 
Glycerin etc. geschmiert werden. 

Auch auf die Einstellung des Mikroskops ist 
grosse Sorgfalt zu verwenden. Damit man beim 
Hinabschieben des Tubus nicht auf das Deckglas 
stösst und dasselbe zerbricht, empfiehlt es sich, den 
Tubus vorsichtig bis dicht auf das Objekt herab, 
tiefer als erforderlich, zu schieben. Während dieser 
Zeit sieht man scharf von der Seite über das Objekt 
weg. Auf diese Weise verhindert man sicher das 
Zerbrechen der Deckgläser oder gar des Objektivs. 
Nun bewegt man den Tubus aufwärts bis zur 
groben Einstellung und stellt dann mit der Mikro- 
meterschraube fein ein. 

Das Mikroskop ist ein kostbares Instrument. 
Beim Ankauf desselben wende man sich nur an 
einen vorzüglichen, durch die Anfertigung guter 
Mikroskope bekannten Optiker. Nie lasse man sich 
vielleicht durch einen etwas niedern Preis beein- 
flussen, ein mittelmässiges Mikroskop zu erwerben. 
Dasselbe bereitet später nur Ärger und Verdruss. 
Im Anfange kann ja der optische Apparat weniger 
umfangreich sein, später kann derselbe je nach 
Bedürfnis vervollständigt werden. Vor Ankauf eines 
durch Zeitungsannoncen angepriesenen Instruments, 
desgleichen der sogenannten „Salon- und Schul- 
Mikroskope“ ist nicht genug zu warnen. Solche 
Instrumente sind nur zu Spielereien verwendbar, für 
wissenschaftliche Zwecke aber völlig unbrauchbar. 
Um nun auch die Frage: Wo und bei wem soll ich 
ein Mikroskop kaufen? zu beantworten, führe ich 
eine Reihe deutscher Werkstätten auf, deren Lei- 
stungen auf diesem Gebiete rühmlichst bekannt sind. 

L. Beneche in Berlin (früher Ben&che & Wasserlein). 

Emil Boecker in Wetzlar. 


Engelbrecht & Hentzold in Wetzlar. 

Dr. E. Hartnack in Potsdam. 

Otto Himmler (vormals Himmler & Bartling) in 
Berlin, Simeonstrasse 27. 

J. Klönne & G. Müller, Berlin, Prinzenstr. 69. 

E. Leitz in Wetzlar. 

Sigmund Merz in Firma G. & S. Merz in 
München. 

S. Plossel & Co. in Wien IV, Goldegg-Gasse 6. 

Karl Reichert in Wien VIII, Josefstadt, Benno- 
Gasse 26. 

F. W. Schieck, Berlin, Hallesche Str. 14. 

Franz Schmidt & Haensch, Berlin, Stallschreiber- 
Strasse 4. 

W. & H. Seibert (E. Gundlachs Nachfolger) in 
Wetzlar. 

Paul Waechter, Berlin, Grüner Weg 16. 

R. Wasserlein, Berlin, Bernburgerstrasse 34. 

Rudolf Winkel in Göttingen. 

Dr. Karl Zeiss in Jena. 


Kleine Utensilien des Mikroskopikers. 


Die zum Anfertigen mikroskopischer Präparate 
erforderlichen Instrumente sind folgende: 


I. Einige gute Rasiermesser. 

2. Skalpelle zum Zurechtschneiden des Pfianzen- 
teilles vor dem Schneiden mit dem Rasiermesser. 

3. Präparier-Nadeln und Lanzetten. 

4. Zwei verschieden gebaute Pinzetten. 

5. Eine kleine Schere. 

6. Mehrere Tusch- oder Haarpinsel. 


en 


7. Dünne Glas-Stäbe zum Zusetzen der Rea- 
gentien. 

8. Kleine Porzellanschälchen mit flachem Boden. 

9. Einige Uhrgläser von verschiedener Grösse. 

ıo. Eine Spirituslampe nebst Dreifuss. 

ıı. Glasglocken zum Schutz der Präparate oder 
Kulturen. 

T2.@ Reazentien. 


DD: Pflanzenreich gliedert sich in folgende 
grosse Abteilungen: 


A. Phanerogamen — Samenpflanzen. 
I. Angiospermen — Bedecktsamige. 
a. Dikotyledonen — Zweikernblättrige; 
b. Monokotyledonen — Einkernblättrige. 


IH. Gymnospermen — Nacktsamige. 


B. Kryptogamen — Sporenpflanzen. 
I. Cryptogamae vasculares — Gefässkryp- 
togamen. 
a. Filices — Farne; 
b. Lycopodiaceen — Bärlappgewächse; 
c. Equisetaceen — Schachtelhalme; 
d. Rhizocarpeen — Wurzelfrüchtler. 


II. Cryptogamae cellulares — Zellenkryp- 
togamen. 
Bryophyten: 
a. Musci frondosi — Laubmoose; 
b. Musci hepatici — Lebermoose; 
(c. Characeae — Armleuchtergewächse.) 
Thallophyten: 
a. Algae — Algen: 
b. Lichenes — Flechten; 
c. Fungi — Pilze. 


Bin 2183 


I. Die Pilze. 


Die Pilze sind als die niedrigste Klasse des 
Pflanzenreichs zu betrachten. Niemals finden wir 
in ihren Zellen Chlorophyll, das allen andern Pflan- 
zen (mit alleiniger Ausnahme der Flechten) die herr- 
liche grüne Farbe verleiht. Sehr bezeichnend nennt 
sie daher auch Reichenbach ‚„grünlose Pflanzen“. 

Ein auf die Dauer giltiges System der Pilze 
existiert zur Zeit nicht, da von vielen Arten unsere 
Kenntnis noch sehr mangelhaft ist. G. Winter hat 
seiner Bearbeitung der Pilze für L. Rabenhorsts 
Kryptogamenflora II. Aufl. folgende Übersicht zu 
Grunde gelegt. 


Schizomyceten 


Asexuelle Reihe Sexuelle Reihe 

Saccharomyceten Myxomyceten 
nn N Zygomyceten 
Basidiomyceten Ascomyceten Oomyceten. 


Eine detalliierte Schilderung der einzelnen Grup- 
pen zu geben, würde den Rahmen vorliegender Ab- 
handlung zu weit ausdehnen, auch dem Zweck der- 
selben wenig entsprechen. 


1- Das’ Sammeln-der Bilze. 


Die Pilze benötigen zu ihrer üppigen Entwicke- 
lung der Anwesenheit von in Zersetzung begriffenen 
Organismen. Wo Moder und Verwesung vorhanden, 
wo Pflanzen kränkeln, dort erscheint auch stets 
eine reiche Pilzvegetation. Keine Klasse der Pflanzen 
ist daher so allgemein, so allüberall verbreitet, als 
die der Pilze, da jene Vorbedingungen ihrer Exi- 
stenz eben überall in der Natur vorhanden sind. 


a 


Zu jeder Jahreszeit, vornehmlich jedoch zur Zeit der 
reichlichen Niederschläge im Spätherbst und Winter, 
bietet die Natur dem Pilzsammler ihre Gaben dar, 
bei jeder Temperatur, jeder Witterung vermag er, 
wie kein anderer Sammler naturwissenschaftlicher 
Objekte, erfolgreiche Exkursionen zu unternehmen. 
Nur die eisige Kälte des Winters und hoher Schnee 
können ihm draussen ein Halt zurufen. Doch drinnen 
im Haus und Hof findet er auch dann noch seine 
Beute. Sobald die wärmespendende Sonne und 
laue Südwinde den Schnee geschmolzen haben, be- 
ginne der junge Mykologe seine Excursionen. Haupt- 
sächlich wird ihm der Wald jetzt Vertreter der Pilz- 
welt bieten, da hier die Grundbedingungen der 
Pilzentwickelung — verwesende Organismen, Feuch- 
tigkeit und Schutz vor eisigen Winden — in reichem 
Masse vorhanden sind. Hier untersuche er vor 
allem die alten, faulenden Baumstümpfe. Schon 
von weitem sind die verschiedenfarbigen Stereum- 
und Corticium-Arten zu erkennen. Bei genauerer 
Untersuchung, oft unter Zuhilfenahme der Lupe, 
wird er noch manche Pyrenomyceten, seltener frei- 
lich Discomyceten und Myxomyceten finden. Die 
am Boden liegenden, abgefallenen dürren Zweige 
bieten ferner manch seltenen Fund. Namentlich 
findet man die Pilze auf der dem Boden zugekehrten 
Seite entwickelt. Dürre, noch stehende Schösslinge 
und an den Sträuchern und Bäumen festsitzende 
dürre Äste sind ebenfalls zu untersuchen; die wasser- 
reichen, gallertartigen, strukturlosen, mannigfache 
Gestalt annehmenden Formen der Tremellineen 
finden sich auf ihnen. An alten Zäunen, Pfählen 
und Brettern macht sich der rote Dacryomyces stil- 
latus bemerkbar. Die abgefallenen, faulenden 
Blätter der Bäume beherbergen wieder andere Arten. 


ee TAN EZ 


Auch den feuchtliegenden trockenen Stengeln und 
Halmen von Kräutern und Gräsern müssen wir un- 
sere Aufmerksamkeit schenken. — An sonnigen, 
mit kleinen Moosen — Barbula, Bryum, Ceratodon — 
bewachsenen Abhängen, an Eisenbahndämmen, 
Grabenrändern wird man oft Vertreter der Familie 
der Pezizeen, besonders Humaria- und Leucoloma- 
Arten sammeln können. Oft sind dieselben freilich 
zwischen den Moosrasen so versteckt, dass nur 
ein günstiger Zufall sie entdecken lässt. Durch ihre 
meist rote Farbe sind sie gekennzeichnet. Wie 
auch der Sammler von Insekten sich nicht scheuen 
darf, tierische Exkremente zu untersuchen, da er 
sonst viele Arten in seiner Sammlung vermissen 
würde, so muss auch der Pilzsammler diesen Ob- 
jekten seine Aufmerksamkeit schenken. Besonders 
ist der Mist von Hirschen, Rehen, Hasen, Hunden 
und Füchsen zu untersuchen. Die kleinen, punkt- 
förmigen, schwarzen Sordarien und die Scheiben 
oder Schüsselchen von Ascobolus-Arten finden sich 
auf ihnen. 

Der angehende Pilzsammler mache es sich also 
zur Pflicht, jedes abgebrochene, am Boden liegende 
Aestchen, jedes Holzstück, welches auf der Erde 
liegt, jeden alten Baumsturz, jede Anhäufung von 
Kräuterstengeln oder Grashalmen, jedes Blatt zu 
untersuchen, alle anderen im Walde liegenden or- 
ganischen Gegenstände, wie Mist, faulendes Papier, 
alte Lappen, Strickenden etc. — letztere Substrate 
werden von einer ganzen Reihe, oft sehr seltener 
Pilze erwählt — mitzunehmen, um sie zu Hause im 
Zimmer untersuchen zu können, da man draussen 
bei flüchtiger Durchmusterung sehr leicht einen Pilz 
übersehen kann. Sollten auf diesen Gegenständen 
sich zufällig keine Pilze vorfinden, so werfe man 


dieselben doch nicht einfach beiseite. Man kann 
durch geeignete Kulturen (s. unten) noch Pilze dar- 
auf erzielen. Nicht selten wird der Fall eintreten, 
dass man unreife Pilze mitgebracht hat. Man suche 
diese nun zur Reife zu bringen. Dies geschieht, 
indem man die Objekte an einem der nächsten Tage 
wieder hinaus in den Wald trägt und sie an ge- 
schützter Stelle, mit Laub verdeckt, auslegt. Be- 
quemer ist es natürlich, wenn ein Garten zur Ver- 
fügung steht, in dem man dann die Aeste, Blätter 
etc. in gleicher Weise unter abgefallenes Laub legt. 

Im April, Mai, Juni richte man sein Augenmerk 
auf abgefallenes Laub und vorjährige Grashalme, 
auf denen man selten vergebens nach Pilzen suchen 
wird. Namentlich findet man auf diesen Substraten 
Ascosporeen, Sphaeriaceen, Pleosporeen etc. — Da 
manche Blätter sehr leicht zerfallen, andere wieder 
ihrer Zersetzung grösseren Widerstand leisten, so 
muss man eben zur rechten Zeit die verschiedenen 
Lokalitäten aufsuchen. Wie der Augenschein lehrt, 
dauern die Blätter unserer Eichen am längsten, man 
wird demnach auch auf ihnen noch später im Jahre 
Vertreter der Pilzwelt finden. 

Auf vorjährigen, stehenden oder am Boden lie- 
genden Kräuterstengeln und Grashalmen finden wir 
jetzt zahlreiche einfache Pyrenomyceten. Bei stehen- 
den Stengeln und Halmen achte man hauptsäch- 
lich auf den untern, von Gras, Blättern oder Moos 
umhüllten Teil derselben und zwar umsomehr, je 
trockener der Standort ist. Man wird hier jetzt 
auch selten die zierlichen, gelblichen oder rötlichen 
Becher kleiner Pezizeen (Helotium) vermissen. 

Die dickere Stengel und Äste bewohnenden 
Diaporthe-, Valsa-, Massaria-Arten etc. gebrauchen 
meist etwas längere Zeit zu ihrer völligen Entwicke- 

9%* 


re 


lung, ja dieselben reifen oft erst im Spätherbst oder 
Winter, oder selbst im Frühling des zweiten Jahres. 
Auch beim Einsammeln dieser Substrate richte man 
sich stets nach dem betreffenden Standorte. Ist 
derselbe feucht, so finde tman die Pilze auch noch 
an sitzenden oder hängenden, umgeknickten Zweigen 
und Ästen der Bäume und Sträucher. An sehr 
nass oder gar direkt im Wasser liegenden Zweigen 
wird man meist vergebens nach Pilzen suchen, da 
die darauf wachsenden Arten sehr schnell verfaulen. 
Stehen die auf Pilze zu untersuchenden Bäume oder 
Sträucher an trockenen Orten, so achte man nur 
auf die abgefallenen, am Boden liegenden Zweige 
und Äste, da die noch festsitzenden dürren Äste 
meist gar keine Pilze beherbergen oder nur die 
ersten Entwickelungsstadien derselben zeigen, mithin 
also unbrauchbar für die spätere Untersuchung und 
fürs Herbarium sind. Bei noch stehenden Schöss- 
lingen, Brombeer-Ranken u. s. w. achte man hier 
stets auf den untern im abgefallenen Laube oder 
zwischen Moos versteckten Teil derselben. Schöne 
Discomyceten finden sich hier. 

Man kann sich übrigens schon durch eine Un- 
tersuchung mit der Lupe überzeugen, ob der ge- 
fundene Pilz reif, d. h. Sporen tragend ist. Man 
durchschneide den Pilzkörper mit dem Messer. Zeigt 
sich der Innenraum mit einer dicken, schleimigen 
Masse erfüllt, so nehme man den Pilz mit, da jene 
Masse von den Schläuchen und Sporen gebildet 
wird; zeigt das Innere dagegen eine leere Höhlung, 
so sind die Sporen bereits ausgestreut. Der Pilz 
ist also zu alt und wertlos. 

Vom August bis Dezember ist nun die Zeit des 
Einsammelns besonders für Äste bewohnende Pilze, 
ferner für Polyporeen, Thelephoreen, Clavarien, 


ag 


Gasteromyceten, Myxomyceten und namentlich für 
Agaricineen, also für Pilze, die im Volksmunde als 
„Schwämme“ allgemein bekannt sind. Warme Regen 
im Herbste befördern in hohem Masse die Ent- 
wickelung der Pilze, und wir sehen deshalb auch zu 
dieser Jahreszeit die Märkte oft förmlich über- 
schwemmt mit essbaren Pilzen, während diese in 
der heissen und trockenen Jahreszeit sehr spärlich 
auftreten. — Im Waldesdunkel ist die Heimat der 
Agaricus-Arten. In allen Farben, in rot, orange, 
gelb, grün, braun, weiss, blau, in den verschiedensten 
Farben-Nüancen bieten sie sich dem Auge des Be- 
schauers dar. Doch auch auf Aeckern, Grasrainen, an 
Wegen, auf bebautem Boden, in Gärten, auf Dung- 
haufen, auf Wiesen etc. finden wir viele Agaricineen, 
welche aber weniger durch grelle Farben ausgezeichnet 
sind. Die als Tintenpilze bekannten Coprinus-Arten 
suche man an Wegrändern, in Furchen, auf Acker- 
land, Dunghaufen, am Grunde modernder Baum- 
stümpfe, in hohlen Weidenstämmen etc. Zur Ein- 
sammlung dieser oft ephemeren Pilze empfehlen sich 
die jüngeren Exemplare, da oft die älteren schon auf 
dem Heimwege von der Exkursion verderben. Die 
meist plumpen, gesellig wachsenden, oft eine wunder- 
bare, selbst abenteuerliche Gestalt annehmenden Gas- 
teromyceten suche man in Wäldern, unter Gebüsch 
in Parkanlagen, in Hecken, Baumgärten, an Wiesen- 
rändern u. s. w. — Phallus impudicus Z. macht 
sich schon von weitem durch seinen höchst wider- 
lichen Aasgeruch bemerkbar. Die Erdsterne, Greaster, 
fallen durch ihre zierliche Gestalt leicht ins Auge. — 
Die Hymenogastrei sind grösstenteils schwer zu 
finden, da der Pilzkörper meist unterirdisch seine 
Entwickelung beschliesst, seltener bis zur Hälfte aus 
dem Boden hervorragt und auch dann gewöhnlich 


noch vom abgefallenen Laube und den Nadeln der 
Coniferen bedeckt wird. Äusserlich sind dieselben 
den 'T'rüffeln nicht unähnlich, doch ein Schnitt durch 
den Pilzkörper genügt zur Orientierung. Die Schnitt- 
fläche bei Hymenogastreen zeigt viele kleinere und 
grössere, verschieden gestaltete, runldiche, läng- 
liche oder gewundene und gekrümmte Kammern 
(Hohlräume), bei den Trüffeln besteht der Innen- 
raum dagegen aus einer festen, marmorierten Masse. 

In den regenreichen Tagen des September und 
Oktober ist auch die günstigste Zeit zum Einsam- 
meln der oft wunderschönen Becherpilze, der Pezi- 
zeen. Auf festem, kurz berastem Waldboden 
— besonders in Eichenwaldungen —, auf feuchtem 
Sandboden, auf Lehmwegen, an Grabenrändern, 
auf Schuttplätzen, Komposthaufen ist ihre Heimat. 
Zwischen Moosen, Barbula-, Bryum-, Ceratodon-, 
Polytrichum-Rasen, lugen die roten Scheiben oder 
Schüsselchen hervor; oft überdecken sie förmlich 
den Moosrasen, so dass sie schon von weitem dem 
Auge bemerkbar sind. Alte Kohlenstellen, Meiler- 
haufen seien dem Pilzsammler besonders empfohlen. 
Sie beherbergen manch interessanten Pilz. 

Auf im Walde liegenden grösseren Federn, auf 
Hörnern oder Klauen von Tieren, auf dem Gewölle 
der Raubvögel wächst eine Tuberacee, die schöne 
Onygena corvina, die bei oberflächlicher Betrachtung 
für einen kleinen Agaricus gehalten werden könnte; 
ein Blick .auf die Unterseite des Hutes genügt in- 
dessen, um uns Gewissheit zu verschaffen. Auch 
Ascobolus-Arten kommen auf Gewöllen vor. Fau- 
lendes Papier, alte Lappen zeigen die tiefschwarzen 
Torula-Rasen, oder sie sind bedeckt mit andern 
kleinen Pilzen. — Die auf altem Kuh- und Pferde- 
Dünger wachsenden Pyrenomyceten und Discomy- 


Begg 


ceten sind bei trockenem Wetter schwer zu ent- 
decken; es empfiehlt sich daher, den Dünger an- 
zufeuchten und dann auf die Anwesenheit von 
Pilzen zu untersuchen. Die darauf wachsenden 
Ascobolus-Arten, wie auch alle Pezizeen haben näm- 
lich die Eigentümlichkeit, bei Trockenheit bedeutend 
zusammenzuschrumpfen, bei feuchtem, regnerischem 
Wetter dagegen wieder ihre frühere Gestalt an- 
zunehmen. 

Tote Insekten und deren Larven aus den Ord- 
nungen der Coleopteren, Hymenopteren und Hemi- 
pteren werden von einer ganzen Reihe von Pilzen 
bewohnt. Hierher gehören Vertreter der Gattungen 
Cordiceps, Entomophtora, Laboulbenia, Tarichium 
etc. — Die allbekannte, im Herbst auftretende 
Krankheit der Stubenfliege verursacht Entomoph- 
thora Muscae (Cohn). Die vom Pilze infizierten 
Fliegen sitzen mit ausgestreckten Beinen und dick 
angeschwollenem, weiss geringeltem Leibe, gleichsam 
wie angeklebt an Fenstern und Stubengeräten fest, 
bedeckt und rings umgeben von einem Hofe weissen 
Staubes, der von den ausgeschleuderten Sporen des 
Pilzes gebildet wird. Entomophth. sphaerosperma 
Fres. richtet unter den Raupen des Kohlweisslings oft 
grosse Verheerungen an. Auf toten, in den heissen 
Tagen des Sommers im Wasser liegenden Tieren 
siedeln sich Saprolegnien an. Auch der Körper des 
Menschen wird von Pilzen nicht verschont. Ver- 
treter aus der Familie der Schizomyceten sind es, 
die hier ihre Wohnstätte haben; so findet sich z. B. 
in dem weissen, sich an die Zähne setzenden Schleim 
Leptothrix buccalis Rodn. Auf Brot und Käse, auf 
stehenden Speiseresten, Früchten etc. treten sehr 
häufig Pilze auf, die als „Schimmel“ bezeichnet 
werden. Auf gekochten Kartoffelscheiben, Stärke- 


kleister, Fruchtdekokten entwickeln sich Schimmel- 
Pilze und Schizomyceten. 

An dem feuchten Holzwerk in Kellern und Berg- 
werken, an den Tapeten in feuchten Zimmern sie- 
deln sich gerne Pilze an. — Die Gruppe der Tube- 
raceen führt mit wenigen Ausnahmen im lockern 
Waldboden ein unterirdisches Dasein. In Algen 
vegetieren parasitische Pilze. Die verschiedenar- 
tigsten Flüssigkeiten werden von Schizomyceten be- 
wohnt, im Blute, Urin, Magensafte, in Wunden 
wuchern dieselben. Allbekannt sind die Hefenpilze, 
die im ‚Wein, ‚Bier etc. ‚die verschiedenartissten 
Zersetzungen hervorrufen. 

Es erübrigt uns nun noch, die auf lebenden 
Pflanzenteilen parasitierenden Pilze in den Kreis 
unserer Betrachtung zu ziehen. 

Wenn wir von den wenigen, auf Flechten para- 
sitisch lebenden Pilzen absehen, die auch im Winter 
gesammelt werden können, so ist das Leben der- 
selben an die wärmere Jahreszeit gebunden. Wenn 
es draussen im Freien wieder sprosst und grünt, 
wenn Wald und Feld und Flur sich mit Phanero- 
gamen schmücken, dann treten auch die heimlichen 
Feinde derselben, die pilzlichen Schmarotzer auf. 
Peronosporeen eröffnen im zeitigen Frühjahr den 
Reigen. Sie erscheinen als ein grauer Überzug auf 
der Unterseite der Blätter, während die Oberseite 
meist eine gelbliche Fleckenbildung annimmt. Ver- 
einzelt findet man Peronosporeen auch im Sommer, 
etwas häufiger wieder im Herbst. Im April und 
Mai treten nun die Aecidien-Formen der Uredineen 
auf. Meist auf der Unterseite der Blätter, aber auch 
an Stengeln und dünnen grünen Zweigen vorkom- 
mend, bilden sie hier gewöhnlich rundliche Häufchen 
von gelblicher Farbe, doch treten sie auch in un- 


regelmässiger Anordnung auf der ganzen Blattfläche 
auf. Es sind kleine, becher- oder schüsselförmige 
Behälter, die anfangs geschlossen, später aber weit 
geöffnet sind und einen zierlich eingeschnittenen 
Rand erkennen lassen. Einzelne Aecidien findet 
man auch noch im Sommer und Herbst. Treten 
sie in Menge auf der betreffenden Pflanze auf, so 
rufen sie eigentümliche Deformierungen derselben 
hervor. Wem sind nicht schon die Veränderungen 
aufgefallen, welche durch Aecidium Cyparissiae an 
Euphorbia Cyparissias veranlasst werden. Der Habitus 
der Pflanze ist völlig verändert. Ebenfalls im April 
und Mai erscheinen auf angeschwollenen Stellen 
der Zweige der Juniperus-Arten die gelblichen oder 
rotbraunen, gallertartigen zylindrischen, zungen- 
oder bandförmigen, oft gekrümmten und gebogenen 
Fruchtkörper der Gymnosporangien-Arten. 

Im Mai und Juni tritt nun ferner die Bildung 
der Uredo-Formen, jene gelblichbraunen oder rost- 
gelben, rundlichen, ovalen, bis länglich-linealischen 
Sporenhäufchen auf den Blattflächen der Pflanzen 
auf. In den Sommermonaten erreichen diese den 
Höhepunkt ihrer Entwickelung. 

Vom Juli bis zum Spätherbst folgt dann die 
weitere Fruchtform der Uredineen, die Teleuto- 
sporen, die überwinternden Sporen. Die Teleuto- 
sporenlager zeichnen sich meist durch dunklere Fär- 
bung vor jenen der Uredo aus. Habituell zeigen 
sie sonst keinen Unterschied. 

In früherer Zeit, als man noch nicht wusste, dass 
die verschiedenen Aecidien- und Uredo-Formen nur 
Entwickelungszustände anderer Pilze — Puccinia, 
Uromyces, Gymnosporangium, Chrysomyxa etc. — 
darstellen, wurden Aecidium und Uredo als selbst- 
ständige Genera betrachtet. Heute existieren diese 


9 
— a 


als solche nicht mehr, sondern nur ihre Namen als 
Bezeichnung für verschiedene Stadien der Entwicke- 
lung eines und desselben Pilzes sind erhalten, so 
ist z. B. Aecidium leucospermum DC. die Aecidien- 
form zu Puccinia fusca (Relh). Allerdings gibt es 
noch eine ganze Anzahl Aecidien- und Uredo-Arten, 
von denen man die dazu gehörige Teleutosporen- 
form zur Zeit noch nicht kennt. Dieselben behalten 
vorläufig ihren alten Namen. 

Eine Reihe von Uredineen ist dadurch aus- 
gezeichnet, dass sie ihre verschiedenen Entwickelungs- 
zustände — Aecidium, Uredo, Teleutosporen — 
nicht auf derselben Nährpflanze beenden, sondern 
verschiedener Wirte bedürfen. So gehört das auf 
Rhamnus Frangula Z. und R. cathartica Z. auf- 
tretende Aecidium zu Puccinia coronata Corda. 
Diesen notwendigen Wohnungswechsel, den der Pilz 
zu seiner vollständigen Entwickelung vornehmen muss, 
bezeichnet man mit dem Namen „Heteröcie“* im Ge- 
gensatz zur „Autöcie“, d. i. Wohnungsbeständigkeit. 

In den Sommermonaten treten nun auch ferner 
die verderblichsten aller pflanzlichen Parasiten auf, 
die Ustilagineen, Brandpilze. — Dieselben bewohnen 
teils die Blütenteile und Fruchtknoten und zerstören 
diese gänzlich, teils rufen sie in dem Gewebe der 
Blätter längliche, dunkle, von der durchscheinenden 
Epidermis bedeckte Streifen hervor, teils bilden sie 
an den Stengeln, Halmen und Blättern grosse, meist 
rundliche Anschwellungen. Besonders haben von 
ihnen die Gramineen und darunter vorzugsweise die 
Getreidearten, ferner Cyperaceen, Liliaceen, Poly- 
goneen und Sileneen zu leiden. Welchen Schaden 
sie anrichten können, weiss am besten der Land- 
wirt, wird ihm ja nicht selten durch sie die Hälfte, 
ja zwei Drittel der ganzen Ernte zerstört. 


Synchytrien findet man namentlich in den regen- 
reichen Monaten des Frühjahrs und des Herbstes. 

Der unter dem Namen „Mehltau‘ allgemein be- 
kannte weissgraue Überzug so vieler Pflanzen rührt 
von Erysipheen her, deren Conidienformen ‚„Oidium“ 
im Laufe des Sommers erscheinen und bis in den 
Herbst vegetieren. Die Schlauchsporen der Frysi- 
pheen findet man in den kleinen, punktförmigen, 
schwarzen Perithecien, die sich von dem grauen 
Oidium deutlich abheben. — Den ‚„Russtau‘“, der 
gewöhnlich die Oberfläche der Blätter so vieler 
Pflanzen befällt, rufen Cladosporium-, Capnodium- 
und Fumago-Arten hervor. Die niedern Entwicke- 
lungsstadien vieler Pilze, jene zahlreichen Formen, 
welche als Spermogonien, Pycniden, oder auch Coni- 
dien bekannt sind, bewohnen lebende Pflanzenteile 
und rufen hier stets eine Fleckenbildung hervor. 
Vertreter der alten Gattungen Septoria, Ascochyta, 
Phyllosticta, Ramularia etc. gehören hierher. In 
den Monaten August bis Oktober erreichen diese 
Formen den Höhepunkt ihrer Entwickelung. Reka- 
pitulieren wir vorstehendes, so muss es sich auch 
der Mykologe zur Pflicht machen, jedes Blatt, das 
Fleckenbildung, oder weisse, graue oder schwarze 
Überzüge zeigt, zu untersuchen. Nicht selten zeigt 
der infizierte Pflanzenteil eine Missbildung, Ver- 
krümmung oder blasige Auftreibung. 

Die Fleckenbildung der Blätter kann freilich auch 
tierischen Ursprungs sein, hervorgerufen durch 
Insektenstiche, Minierraupen etc. Nicht gar zu oft 
wird man sich täuschen lassen; einige Übung lehrt 
bald das Richtige erkennen. 


© 


2, Das Präparieren der gesammelten Pilze 


Zum Transportieren der frisch gesammelten 
Pilze bedient man sich einer Mappe und einer 
Botanisiertrommel oder Reisetasche. Die Mappe 
besteht aus zwei Pappdeckeln, welche mittels durch- 
gezogener Schnüre zusammengebunden werden. Die 
Pappdeckel durch einen Leder oder Leinwandrücken 
zu verbinden, ist nicht gerade notwendig. In die 
Mappe legt man zunächst als Umschlag einen grös- 
seren Bogen recht starken Packpapiers und in diesen 
ferner eine beliebige Anzahl einzelner Bogen Papier. 
Zweckmässig ist es, auch an den beiden schmalen 
Seiten der Mappe Schnüre anzubringen, durch deren 
Zusammenbinden das Herausfallen einzelner Pilze 
verhütet wird. Diese Mappe dient zur Aufnahme 
der Pilze, die auf Blättern, Stengeln, Halmen und 
dünneren Ästen vorkommen. In jeden Bogen lege 
man stets nur eine Art. Hierdurch wird von vorn- 
herein ein Durcheinanderkommen der verschiedenen 
Pilzarten verhütet und so die spätere Untersuchung 
wesentlich erleichtert. Man häufe die Blätter dicht 
aufeinander, wodurch sie viel länger frisch bleiben 
und ein Einlegen auch am nächsten, oder selbst 
einem noch späteren Tage ermöglichen. 

Die Botanisiertrrommel oder Reisetasche dient 
zur Aufnahme der dickeren Äste, der auf dem Boden 
oder an Baumstümpfen, auf Rinde oder Mist ge- 
sammelten Pilze. Es empfiehlt sich, stets einige 
kleine Schachteln mitzunehmen, um darin Pezizeen, 
Myxomyceten, welche schon durch leichten Druck 
beschädigt werden, aufzubewahren. Selbstverständ- 
lich wird auch in der Trommel jede Pilzart für sich 
in einen Bogen Papier eingeschlagen. 

Eine Lupe, ein scharfes Messer, eine kleine 


Stichsäge, unter Umständen auch Hammer und 
Meissel bilden die fernere Ausrüstung des Mykologen. 

Die pilzbefallenen Blätter und weicheren Pflanzen- 
teile werden wie phanerogamische Pflanzen zwischen 
Fliesspapier unter Anwendung gelinden Drucks ge- 
presst. Zu scharfer Druck zerstört die Pilzhäufchen. 
Dickere Stengel, Halme und Äste trocknet man, 
ohne sie einzulegen, an der Luft. Sind die Stengel 
und Äste sehr dick, so werden sie der Länge nach 
gespalten. Dicke Holzstücke von Hirnschnitten zer- 
schneidet man zu dünnen Scheiben und trocknet 
sie gleichfalls an der Luft. Die schönen Pezizeen 
bringe man niemals in die Pflanzenpresse;, sie wer- 
den dadurch nur zerstört. Die kleinen, auf feuchter 
Erde oder zwischen Moosen wachsenden Humaria-, 
Leucoloma-Arten etc. hebt man mit einer dünnen 
Schicht Erde ab, presst sie aber ebenfalls nicht. Da 
diese Erdstückchen und kleinen Moosrasen leicht 
auseinanderfallen, so befestige man dieselben durch 
eine Gelatinelösung auf festem Kartonpapier oder 
noch besser in flachen Pappschachteln (Apotheker- 
schachteln). Auf dieselbe Weise verfahre man mit 
den Myxomyceten, 

Telephoreen und kleinere, flache Polyporeen 
trocknet man unter Anwendung gelinden Drucks. 
Will man grössere Polyporeen im Herbarium selbst 
aufbewahren, so fertigt man davon etwa !a—ı cm 
dicke Radialschnitte an. Dieselben zeigen die Form 
des Hutes und die Poren. 

Wie wir gesehen haben, verursacht bei den bis- 
her angeführten Pilzen die Präparation derselben 
fürs Herbarium keine Schwierigkeiten. Wesentlich 
anders liegt nun die Sache bei den grösseren, flei- 
schigen Hutpilzen. Alle früheren Versuche, diese 
Pilze so zu präparieren, dass sie ein brauchbares 


ER 1 


Objekt für das Pilzstudium abgeben, fielen fruchtlos 
aus. Man suchte deshalb nach anderweitigen Hilfs- 
mitteln. Lange Zeit begnügte man sich.mit Abbil- 
dungen. Wohl sind Abbildungen von nicht zu un- 
terschätzendem Werte, namentlich bei Vergleichung 
der Formen leisten sie gute Dienste, doch können 
sie nie das Objekt selbst ersetzen. Die Abbildung 
kann man nicht studieren, ihr fehlt das Körperliche. 
Nur in dem Falle werden Abbildungen bleibenden 
Wert haben, wenn sich die Hand des Künstlers 
mit dem speziellen Forscher vereinigt. Nur Hand- 
zeichnungen nach der Natur können die Farben- 
nüancierungen wiedergeben. Jede Vervielfältigung 
derselben durch Druck wird aber mehr oder weniger 
Mängel hervorrufen. Der Preis solcher kolorierter 
Druckwerke ist aber ein so hoher, dass’ es ver- 
hältnismässig nur wenigen vergönnt ist, sich die- 
selben anzuschaffen. 

Von andern wurden Pilzmodelle aus Wachs oder 
Papiermach& hergestellt. Es lässt sich nicht be- 
streiten, dass solche Pilzmodelle, vorausgesetzt, 
dass sie sorgfältig” ausgeführt und gut koloriert 
sind, zum Bestimmen der Pilze sehr gut gebraucht 
werden können; die Natur zu ersetzen, vermögen 
aber auch sie nicht. Hierzu tritt noch zweierlei. 
Soll solche Sammlung plastischer Pilze gut erhalten 
bleiben, so ist sie sorgfältig vor Staub zu schützen. 
Dieselbe muss in gut verschliessbaren Schränken 
aufbewahrt werden. Solche Schränke sind aber 
nicht billig und nehmen einen grossen Raum ein. 
Schon letzteres allein verbietet oft die Anschaffung 
einer solchen Sammlung. Ferner ist der Preis dieser 
Pilzmodelle ziemlich bedeutend. So kostet z. B. die 
Arnoldische Pilzsammlung — die beste ihrer Art — 
bis jetzt 176 Mark. Dafür erhält man 264 Nummern. 


ee 


Im Jahre 1827 wurde von Lüdersdorfi*) em- 
pfohlen, die Hutpilze auf folgende Art zu präpa- 
rieren. Man lasse die frischen Pilze etwas abtrocknen, 
lege sie dann in ein Gefäss, das mit gewöhnlichem 
Hammeltalg gefüllt ist und erhitze diesen bis auf 
etwa 55° C., so dass die Pilze vollständig von dem 
flüssigen Talg durchdrungen werden. Damit der 
Talg besser eindringen kann, werden die dicken 
Pilze mit einer Nadel durchstochen. Hat man Pilze 
mit langen, dünnen Stielen, so zieht man durch diese 
einen Draht, ihnen dadurch die erforderliche Halt- 
barkeit gebend. Solche präparierte Pilze sollen 
(nach Lüdersdorff) genau ihre Gestalt und Farbe 
behalten. Von verschiedenen Forschern angestellte 
Versuche haben aber ergeben, dass diese Behaup- 
tung sich keineswegs bewahrheitet. Die grossen, 
dicken Hutpilze, besonders Boletus-Arten, werden 
überhaupt nur dann von dem Talg vollständig durch- 
drungen, wenn man den Hut und auch den Stiel 
durch Nadelstiche fast siebartig durchlöchert. Da- 
durch aber werden die Exemplare völlig verunstaltet 
und sind wertlos. Auch die Farbe des Pilzes ver- 
ändert sich sehr schnell. Bei Anwendung ganz 
frischen Hammeltalges hielt sich die Farbe einige 
Zeit, je älter der Talg war, desto schneller vollzog 
sich der Farbenwechsel. 

Da auch diese Methode sich nicht bewährte, 
griff man zu dem einfachsten Mittel, die Pilze zu 
trocknen, zurück. 

W. Lasch in Driesen machte im Jahre 1830 auf 


*) Das Auftrocknen der Pflanzen fürs Herbarium und die 
Aufbewahrung der Pilze nach einer Methode, wodurch jenen 
ihre Farbe, diesen ausserdem auch ihre Gestalt erhalten wird. 
Bearbeitet von F. Lüdersdorff, Berlin, 1827. Haude und 
Spenersche Buchhandlung. 8. m. Kpfrt. Preis 2 M. 


ZEN) 7 2 ua 2 


eine neue Art der Präparation aufmerksam. Ihm, 
dem ausgezeichneten Mykologen, war ja bekannt, 
dass grössere Hutpilze sich nicht zwischen Fliess- 
papier trocknen lassen, dass freiliegende aber beim 
Trocknen sich zu sehr verkrümmen und zusammen- 
schrumpfen, deshalb sagte er sich, muss man sich 
begnügen, gewisse instruktive Teile von ihnen zu 
erhalten. Er empfahl nun, Längendurchschnitte 
von Hut und Stengel anzufertigen und diese zu- 
sammen mit dem von den fleischigen Teilen mög- 
lichst befreiten Hut nach Art der Phanerogamen 
zwischen Fliesspapier zu trocknen und die trockenen 
Stücke auf Papier mit schmalen Streifen gummierten 
Papiers zu befestigen. Letzteres wurde von B. Auers- 
wald 1860 dahin modifiziert, dass er die Pilzschnitte 
ganz mit Gummi arabicum auf Papier aufklebte. 

So viel Mühe man sich nun auch gab, so oft 
man auch das Trockenpapier wechselte, die Resul- 
tate befriedigten nicht. Die Farben veränderten 
sich gar bald und Insekten zerstörten die Präparate 
in der Sammlung. Daher vermochte sich auch diese 
Methode keinen Eingang zu verschaffen. Die Hut- 
pilze blieben nach wie vor das Aschenbrödel. Man 
sehe nur ältere Sammlungen nach. Die so arten- 
reiche Familie ist am wenigsten vertreten. Und 
trifft man auf Hutpilze, so sind dieselben entweder 
dunkelbraun oder völlig schwarz. Jede Spur der 
ursprünglichen Farbe ist verloren. 

Endlich, im Jahr 1880, wurde nun von G. Her- 
pell in St. Goar eine Methode veröffentlicht, welche 
alle diese Übelstände mit einem Schlage beseitigt. 
In seinem Büchlein (G. Herpell, Das Präparieren und 
Einlegen der Hutpilze für das Herbarium. Bonn, 
1880... 8. m. 2 Kpfrt.. Preis 3 Mare) hespreht 
Verfasser in ausführlichster, minutiösester Weise 


Fe 


seine Art und Weise der Präparation. Es ist daher 
jedem sich für die Sache Interessierenden ein Durch- 
lesen des Büchleins zu empfehlen. — Meine Auf- 
gabe kann nicht sein, alle Einzelheiten dieser Me- 
thode hier anzuführen, das würde fast einem Ab- 
schreiben des ganzen Büchleins gleichkommen. Doch 
kann ich nicht umhin, die Bemerkung zu machen, 
dass die Anwendung der Herpellschen Methode eine 
grössere Kenntnis der Hutpilze voraussetzt. 
Herpell wendet statt des Gummischleims tieri- 
schen Leim, die Gelatine an, da diese sich gegen 
Pflanzenfarben nahezu indifferent verhält. Er ver- 
fertigt zunächst sogenanntes „Gelatinepapier‘, das 
man durch dickes Bestreichen von starkem Schreib- 
papier mit einer Lösung von ı Teil Gelatine in 
5 Teilen Wasser erhält. Zum Gebrauche macht 
man es auf der nicht bestrichenen Seite nass und 
legt es mit dieser Seite auf eine flache, angefeuch- 
tete Schüsse. Nun beginnt man mit der Anfer- 
tigung der Präparate. Man teilt mit einem recht 
scharfen Messer den ganzen Pilz, also Hut samt 
Stiel, in zwei gleiche Hälften. Von jeder dieser 
Hälften schneidet man nun von oben nach unten 
etwa 2 mm dicke Blätter ab, die somit einen Längs- 
durchschnitt des ganzen Pilzes darstellen. Diese 
Blätter legt man auf das Gelatinepapier. Von einem 
zweiten, ebenfalls halbierten Exemplar schneidet man 
dicht unter dem Hute die Stielhälften ab und ver- 
sucht nun von den Hutstücken. sowohl wie von 
den Stielstücken das Fleisch bis auf eine ganz dünne 
Schicht wegzuschneiden. Hierzu eignet sich am 
besten ein Messer mit abgerundeter Spitze. Auch 
diese Stücke werden auf das Gelatinepapier gelegt. 
Das Letztere nimmt man nun von der Schüssel, lässt 
es etwas abtrocknen und bringt es dann zur völ- 


BE. ae 


ligen Austrocknung in die Pflanzenpresse. Die auf 
dem Gelatinepapier aufgetrockneten Präparate wer- 
den nun mit der Schere ausgeschnitten und mit 
Gummi arabicum auf weisses, starkes Papier geklebt. 
Es ist jedoch unbedingt notwendig, diese Präparate 
zuvor zu vergiften. Dies geschieht am besten mit 
einer Ioprozentigen Auflösung von (JQuecksilber- 
chlorid in Spiritus, mit der man die trockenen 
Präparate bepinselt. Um sie vor Staub und Schimmel 
zu schützen, empfiehlt sich ein schwacher Überzug 
von Collodium. 

Das Aufkleben der getrockneten Stücke geschieht 
folgendermassen. Zuerst wird der Stiel aufgeklebt, 
dann setzt man an das obere Ende desselben eine 
Huthälfte, so dass man hierdurch eine Seitenansicht 
des Pilzes erhält. Die Längenausschnitte werden 
daneben geklebt. 

Für die wissenschaftliche Bestimmung ist es 
unbedingt notwendig, die reifen Sporen zu besitzen, 
um sie mit dem Mikroskope untersuchen zu können. 
Dieselben sind sehr leicht zu erhalten. Man schnei- 
det von einem Pilz den Stiel ab und legt den Hut 
auf ein Blatt Papier. Die Sporen streuen von selbst 
aus. Sie geben ein naturgetreues Bild der Hut- 
unterfläche; jede Lamelle, jede Pore spiegelt sich 
wieder. Bei Herstellung dieser Sporenpräparate ist 
noch ein Punkt zu berücksichtigen: die Farbe der 
Sporen. Man darf für die verschiedenen Pilze nicht 
ein und dasselbe Papier zum Auffangen der Sporen 
verwenden, so würden z. B. weisse Sporen auf 
weissem Papier sich kaum erkennen lassen. Man 
nimmt daher verschieden gefärbtes Papier. Ungefähr 
lässt sich schon von der Farbe der Lamellen, be- 
sonders der älteren Exemplare, ein Schluss auf die 
Farbe der Sporen ziehen. Um nun das so ge- 


a a 


wonnene Sporenbild dauernd zu erhalten, bestreicht 
man die Unterseite des Papiers mit einer Klebe- 
flüssigkeit.. Man verwendet hierzu entweder eine 
spirituöse Harzlösung, oder Gummischleim oder 
Gelatinelösung. Herpell schildert nun in sehr aus- 
führlicher Weise, welches von den genannten Klebe- 
mitteln und in welcher Zusammensetzung man es 
für die einzelnen Pilzgattungen und Ordnungen ge- 
brauchen kann. Dem Anfänger, der nur wenige 
Agaricineen kennt, dürfte es schwer werden, aus 
allen den angeführten Modifikationen das Richtige 
zu treffen. Nach meinen bisherigen Erfahrungen 
genügt eine Auflösung von Schellack in Spiritus. 

Diese Herpellsche Methode liefert sehr instruktive 
Präparate. Doch erfordert ihre Herstellung einen 
bedeutenden Zeitaufwand. Will jemand Pilzpräparate 
in grösserer Zahl anfertigen, so möchte ich folgendes 
empfehlen. Die frischen Stengel- und Hutschnitte 
bestreicht man auf der Innenfläche mit einer recht 
dicken Gummi arabicum- oder Gelatinelösung und 
legt sie sogleich auf weisses Kartonpapier. Die 
Flüssigkeit dringt in die Substanz der Schnitte ein 
und verdrängt die Feuchtigkeit. Diese Präparate 
lässt man etwas an der Luft abtrocknen und bringt 
sie dann in die Pflanzenpresse. Nach einigen Tagen 
sind sie vollständig trocken. Die Farbe ist bei allen 
von mir auf diese Weise angefertigten Präparaten 
gut erhalten. Man erspart sich die Mühe des An- 
fertigens des Gelatinepapiers, des Ausschneidens der 
trockenen Pilzstücke und des nochmaligen Auf- 
klebens derselben. 

Kleine Agaricineen, z. B. Marasmius-, Collybia- 
Arten u. a. trocknet man am besten ganz, ohne 
sie zu zerschneiden. Aus mir zugegangenen, brief- 
lichen Mitteilungen entnehme ich über diesen Punkt 

3* 


folgendes. Um ganze Pilze zu trocknen, bediene 
man sich des Trockenofens, als solcher ist z. B. 
der Bratofen in der Küche gut zu verwenden. Auf 
eine dicke Schicht Fliesspapier lege man die zu 
trocknenden Pilze und erhitze nun den Öfen so, 
dass die Pilze „knochentrocken‘ werden. Da die 
Hitze die Feuchtigkeit schnell absorbiert, so haben 
diese trockenen Pilze meist gut ihre natürliche Farbe 
behalten. In diesem Zustande sind sie aber sehr 
zerbrechlich und können daher nicht in der Mappe 
untergebracht werden. Man legt deshalb nun die 
Pilze auf angefeuchtetes Papier oder in den Keller. 
Dieselben saugen schnell so viel Feuchtigkeit auf, 
dass sie geschmeidig werden. Man drückt die 
Exemplare nun mit den Fingern etwas zusammen, 
und trocknet sie völlig in der Pflanzenpresse. Vor- 
teilhafter dürfte es sein, diese Pilze an Orte zu 
legen, welche stark der Zugluft ausgesetzt sind und 
sie noch vor der völligen Austrocknung zu pressen. 

Die gesammelten ganzen Pilze in einer Konser- 
vierungs-Flüssigkeit aufzubewahren, zeigt dieselben 
Übelstände, wie jene Sammlung plastischer Pilze, 
ja noch in höherem Masse. Der Preis der Flüs- 
sigkeit und der nötigen Gläser würde ein ganz 
enormer sein. Eine solche Konservierungs-Flüssigkeit, 
welche Fäulnis und Schimmelbildung verhindert, 
zugleich aber Farbe und Gestalt unverändert erhält, 
ist auch zur Zeit nicht bekannt. Weder Salzwasser, 
noch verdünnter Alkohol besitzen diese Eigenschaften. 
Ersteres vermag die Fäulniserscheinungen nur kurze 
Zeit hinzuhalten, letztere Flüssigkeit extrabiert die 
meisten Farbstoffe. Dasselbe tritt bei einer Mischung 
aus gleichen Teilen Glycerin und Wasser ein. 

Die Wickersheimersche Konservierungs-Flüssig- 
keit ist überhaupt für pflanzliche Organismen nicht 


anzuwenden. Sie extrahiert die Farben infolge ihres 
hohen Gehaltes an Methylalkohol (Holzgeist), ferner 
erfolgt schon nach kurzer Zeit eine so tiefgreifende 
Zersetzung des Zellgewebes, dass z. B. Pilze schliess- 
lich eine weiche, schlüpfrige, fast gallertartige Masse 
darstellen und für eine Untersuchung absolut un- 
brauchbar sind. 

Will man lebende Pilze behufs Bestimmung an 
einen Mykologen senden, so empfiehlt sich hierfür 
eine übersättigte wässerige Salicylsäure-Lösung, der 
man ein wenig Spiritus beifügt. In dieser Flüssig- 
keit erhalten sich die Pilze geraume Zeit unverändert. 

Die getrockneten Pilze werden nun dem Her- 
bar einverleibt. Jede Form kommt in eine Papier- 
kapsel, auf der man die Etikette befestigt. Die 
Pappschachteln klebt man auf Kartonpapier. Sehr 
grosse Polyporeen können auch einzeln für sich 
in einem Schranke aufbewahrt werden, doch muss 
dann im Herbar auf dieselben hingewiesen werden. 
Das Gleiche gilt von den Schizomyceten, Saccha- 
romyceten, Saprolegnien, die man am besten in der 
Präparatensammlung (s. unten) unterbringt. 

Da es nun nicht möglich ist, alle Pilze selbst 
zu sammeln, so suche man sein Herbar durch Tausch 
zu vergrössern. Man wende sich an andere Myko- 
logen, schliesse sich einem Tauschverein an, oder 
suche einige der Exsiccaten-Sammlungen zu erwerben, 
sei es durch Kauf oder durch Beiträge. 


3. Das Bestimmen der Pilze 


Wohl keine andere Abteilung der Pflanzenwelt 
bietet beim Bestimmen solche Schwierigkeiten dar, 


Abbe re 


als die der Pilze. Es liegt dies teils an der Un- 
masse der vorkommenden Arten, teils an der immer- 
hin noch sehr lückenhaften Kenntnis vieler der- 
selben. Selbst der erfahrene Mykologe steht oft 
vor einem Rätsel. Doch soll dies Geständnis den 
Anfänger nicht abschrecken. Nur frisch ans Werk, 
Uebung macht den Meister. 

Als zu den verhältnismässig leichter zu bestim- 
menden gehören die Uredineen und Ustilagineen 
und ferner anschliessend an diese die Perono- 
sporeen,. Eiysipheen. und  Sphaeropsideen,: gene 
oben angeführten niederen Entwickelungsstufen — 
Spermogonien, Pycniden und Conidien — von Pyre- 
nomyceten. In weiterer Steigerung folgen dann 
Pyrenomyceten, Discomyceten und vor allem die 
eigentliche Hutpilze, die Agaricineen. 

Beim Bestimmen leistet nun das Herbarium die 
besten Dienste, da man immer die vorhandenen 
Arten zum Vergleiche mit den neu gefundenen an- 
wenden muss und wird. Die besten Beschreibungen 
vermögen das zur Vergleichung dienende, richtig 
bestimmte Exemplar zusersetzen: 

Folgende Punkte mache sich der angehende My- 
kologe zu feststehendem Gesetz: 

ı) alles Beobachtete sofort zu notieren, z. B. 
bei Agaricineen: Farbe des Hutes, des Stieles 
und des Fleisches, Farbenwechsel des Fleisches 
am frischen Schnitte, Konsistenz des Fleisches, 
ob spröde, zäh, schwammig, Geruch, Aus- 
scheidung von Säften an Bruchstellen etc. 

2) stets die Sporen zu zeichnen und 

3) mikroskopische Präparate anzufertigen. 

Nur die wenigsten Pilze lassen sich mittels der 
Lupe bestimmen. Zu diesen gehören Gasteromyceten 
und Hymenomyceten; aber selbst auch hier wird man 


N 


das Mikroskop oft noch zu Rate ziehen müssen. 
Der Bau der Sporen ist auch hier massgebend. — 

Alle übrigen Pilze lassen sich nur mikroskopisch 
sicher bestimmen. 

Die Behandlung der einzelnen Gruppen ist sehr 
verschieden; im grossen und ganzen folge ich dem 
oben zitierten Winterschen Werk. 

Die geringe Grösse, ferner die Formenmannig- 
faltigkeit einer Species verursacht bei Untersuchung 
der Schizomyceten bedeutende Schwierigkeiten. 
Sie erfordern ein Immersionssystem mit mindestens 
tausendfacher Linearvergrösserung. Die Präparation 
ist sehr einfach. Man bringt ein Tröpfchen der sie 
enthaltenden Flüssigkeit, oder ein kleines Teilchen 
des von diesen Pilzen bewohnten Substrates auf den 
Objektträger und sucht nun die Art zu bestimmen. 
Oefter macht sich der Zusatz eines Färbemittels, 
Jodlösung, notwendig. 

Die Untersuchung der Saccharomyceten er- 
folgt auf ähnliche Weise. 

BeiMyxomyceten empfiehlt es sich, das Prä- 
parat in einem Uhrglase vorzubereiten. Man nehme 
ein einzelnes Sporangium oder eine kleine Quantität 
eines Aethaliums; sollten Formen mit Capillitium 
vorliegen, so ist dieses durch Ausschwämmen von 
den anhaftenden Sporen zu befreien. Das Präparat 
bringt man dann auf den Objektträger unter Zusatz 
absoluten Alkohols, um zunächst die Luft zu ver- 
drängen. Nachträglich muss man, wie bei allen 
Präparaten, noch Wasser hinzufügen. Man bringt 
einen Tropfen an den Rand des liegenbleibenden 
Deckglases, worauf sich das Wasser allmählich unter 
das Deckglas zieht und den Alkohol verdrängt. 

Die Zygomyceten bilden oft verworrene, dicht 
verfilzte Hyphengeflechte, welche die Sexualorgane 


EV eaog = 


tragen. Man legt ein solches Hyphengeflecht in ein 
Uhrgläschen mit Alkohol, stellt dasselbe auf einen 
schwarzen Gegenstand und sucht nun mittels zweier 
stumpfer Präpariernadeln einen Fruchtträger, eine 
Zygospore zu isolieren und auf den Objektträger zu 
übertragen. Doch darf man das Deckglas nicht an- 
drücken, sondern muss vielmehr zwischen Objekt- 
träger und Deckglas einen schmalen Streifen Papier 
oder eine Borste legen, da sonst die Zygospore 
zerstört wird. 

Die Synchytrien leben auf Blättern und 
Stengeln. Sie erfordern Schnitte, welche man von 
dem Substrat anfertigt und auf dem Objektträger in 
einem Tropfen Wasser untersucht. — Zum Schnei- 
den bedient man sich breiter Rasiermesser; je 
schärfer das Messer ist, desto besser gelingt das 
Präparat; bei stumpfem Messer werden die Zellen 
zerrissen und gezerrt, auch darf das Messer keine 
Scharten aufweisen, weil sonst an der Schnittfläche 
Streifen entstehen, welche störend einwirken. Grös- 
sere Gegenstände schneidet man aus freier Hand, 
indem man sie mit der einen Hand hält und mit 
der andern das Messer darüber hinwegführt. Dünne, 
sehr biegsame Gegenstände, wie z. B. Blätter, kann 
man jedoch nicht mit der blossen Hand halten und 
verfährt deshalb folgendermassen. Man schneidet 
ein Stückchen des den Pilz tragenden Blattes ab, 
steckt es zwischen die Hälften eines Stückes Hol- 
lundermark, (das letztere hat man vorher mit einem 
scharfen Messer der Länge nach halbiert) und 
schneidet nun mit dem Rasiermesser senkrecht 
auf die Halbierungsfläche des Hollundermarkes von 
diesem und dem dazwischen steckenden Blattstücke 
dünne Scheibchen ab. Die fertigen Schnitte nimmt 
man mit einem feinen Pinsel auf und überträgt sie 


ae 


auf den Objektträger. Nach einiger Uebung ge- 
lingen solche Schnitte sehr leicht. 

Bei Synchytrien dürfen die Schnitte nicht zu 
zart sein, weil sonst die die Dauersporen enthaltende 
Galle zerstört wird. 

Die Untersuchung der Oosporen der Perono- 
sporeen erfolgt wie bei Synchytrium. Die Conidien- 
form bildet die bekannten weissen oder grauen 
schimmelartigen Ueberzüge auf den Blättern. Mit 
einem kleinen Messer oder der Staarnadel bringt 
man eine Partie des Pilzes auf den Objektträger 
und fügt nun Alkohol hinzu. 

Die Saprolegnien werden wie die Zygomy- 
ceten präpariert. 

Die Ustilagineen lassen sich sehr leicht unter- 
suchen. Ein wenig Sporenpulver auf den Objekt- 
träger in Alkohol gebracht, genügt, um Farbe, Bau 
und Grösse der Sporen zu erkennen. Die habituell 
gleichen Genera Ustilago und Tilletia unterscheiden 
sich wesentlich durch die Keimungsweise ihrer 
Sporen, daher ist es nötig, auch jüngere Entwicke- 
lungsstadien zu untersuchen, die man in den jüngsten 
Teilen der vom Pilze befallenen Nährpflanze findet. 

Um Uredineen zu bestimmen genügt es nicht, 
wenn man eine Partie des Sporenpulvers aus dem 
Sporenhäufchen herausnimmt, da sich ‚hierbei der 
Beobachter über manche Punkte nicht Sicherheit 
verschaffen kann, so z. B. über die Bildungsweise 
der Sporen, die Länge ihrer Stiele, die Anwesenheit 
von Paraphysen etc. Es sind vielmehr Schnitte — 
ähnlich wie bei Synchytrium — anzufertigen. Doch 
erfordern dieselben schon grössere Uebung, da die 
Schnitte sehr fein sein müssen. 

Die Sporen der Tremellineen, Gasteromy- 
ceten und Hymenomyceten lassen sich mikro- 


I PAR ee 


skopisch sehr leicht untersuchen. (Kolorierte Zeich- 
nungen des ganzen Pilzes leisten beim Bestimmen 
dieser Pilze sehr gute Dienste.) — 

Discomyceten werden in der Weise präpa- 
riert, dass man mit scharfem Messer oder scharfer 
Staarnadel dünne Radial-Segmente aus der Cupula 
ausschneidet, die so ein Stück des Randes und die 
Aussenseite erkennen lassen. Durch leichten Druck 
zerteilt man dieselben auf dem ÖObjektträger, um 
Asci, Sporen, Paraphysen zu prüfen. 

Wir gelangen nun zu der Gruppe, welche die 
grössten Schwierigkeiten bei der Untersuchung bietet, 
zu den Pyrenomyceten. — Ueber folgende Punkte 
muss man sich zunächst Klarheit zu verschaffen 
suchen. 

I) Sind die Perithecien oberflächlich oder ein- 

gesenkt ? 

2) Ist ein Stroma vorhanden, oder sitzen die 

Perithecien nur in der Substanz des Substrates? 

Die Perithecien stellen kugelige, birn- oder 
flaschenförmige, linsenförmige, halbkugelige oder ge- 
wölbt-schildförmige, ringsum geschlossene Behälter 
dar. Die auf Halmen, Stengeln und Blättern wach- 
senden Arten besitzen meist kein Stroma, jedoch 
findet man dasselbe bei denjenigen, welche Stämme, 
Zweige, Aeste, Mist und tote-Insekten bewohnen. 
Einige Pyrenomyceten tragen die Perithecien auf 
der Oberfläche des Stromas, anderen wiederum 
fehlen die Perithecien ganz und die Schläuche sitzen 
büschelweise in nestförmigen Höhlungen des Stromas, 
z. B. bei den Dothideaceen. — Ferner ist die Sub- 
stanz der Perithecien zu berücksichtigen, ob fleischig, 
häutig, lederartig oder spröde-kohlenartig? — Die 
meisten Perithecien sind schwarz gefärbt, andre — 
Hypocreaceen — lebhaft, rot, gelb, blau etc. — 


Be 


Eine andre Frage ist die, ob eine Mündung vor- 
handen ist, d. h., ob der Scheitel des Peritheciums 
von einem Kanale durchbohrt ist. Schliesslich ist 
noch zu berücksichtigen die Form und Grösse der 
Schläuche und Sporen, die Zahl der letzteren im 
Schlauche, die Anwesenheit von Paraphysen etc. — 

Kleinere Perithecien zerdrückt man auf dem Ob- 
jektträger, bei grösseren Öffnet man durch einen 
Horizontalschnitt das Perithecium und hebt den 
Inhalt heraus. — 

Die Conidienformen der Ascomyceten prä- 
pariert man wie diejenigen der Peronosporeen. Bei 
Spermogonien und Pycniden wendet man zarte Ver- 
tikalschnitte an. 


Das Messen der Objekte. 


Nicht nur die Pilze, sondern auch die grössere 
Mehrzahl der übrigen Cryptogamen lassen sich nur 
mittels der mikroskopischen Untersuchung-sicher be- 
stimmen. Die Grösse der Schläuche und Sporen, 
der vegetativen Zellen etc. gibt wichtige spezifische 
Merkmale. Es ist daher für jeden Kryptogamen- 
forscher unerlässlich, die wahre Grösse des unter 
dem Mikroskope befindlichen Objektes zu bestimmen. 
Die diesem Zwecke dienenden Apparate (Mikrometer) 
messen entweder das Objekt selbst oder das ver- 
grösserte Bild desselben. Darnach unterscheidet 
man Objektivmikrometer und Okularmikrometer. Von 
beiden gibt es je zwei Arten, Schraubenmikrometer 
und Glasmikrometer. 

Die Schraubenmikrometer sind teure und leicht 
zu verderbende Instrumente, daher wird der An- 
fänger gänzlich von diesen Abstand nehmen, Die 
meiste Anwendung findet, wenigstens in Deutsch- 
land, das Okularglasmikrometer. Dasselbe besteht 

4 


RE 


aus einer kleinen Glasplatte, in welche ein feiner 
Massstab, gewöhnlich I mm in 100 gleiche Teile, 
mit dem Diamanten eingraviert ist. Bei den neueren 
Instrumenten lässt sich das Mikrometer seitlich von 
aussen in einen entsprechenden Schlitz des Okulars 
einschieben. — Wer sich ausführlicher über diesen 
Gegenstand, das Wie? und Warum? unterrichten 
will, den verweise ich auf die . oben genannten 
Werke — 

Sieht man ins Okular, nachdem man das Mikro- 
meter mit der Diamantteilung nach unten eingesetzt 
hat, so erblickt man gleichzeitig den Gegenstand 
und die Mikrometereinteilung. Durch einige Mani- 
pulationen — Verschieben des Objektträgers, Drehen 
des Okulars — sucht man das Objekt mit der 
Skala in Deckung zu bringen und zählt dann ab, 
wie viel Teilstriche auf das Objekt entfallen. 

Die Anzahl der Teilstriche gibt aber die Grösse 
des reellen Bildes, nicht die des Gegenstandes selbst 
an. Man muss sich daher über den Wert eines 
solchen Teilstriches klar werden. Gewöhnlich ist 
derselbe schon von dem Verfertiger des Mikro- 
skopes für jedes gelieferte System genau bestimmt. 

Gegenwärtig gilt als Einheit für mikroskopische 
Messungen der tausendste Teil eines Millimeters, 
als Dezimalbruch ausgedrückt 0,001 mm. Diese 
Einheit wird als Mikromillimeter bezeichnet. Das 
Zeichen dafür ist uw. — 

In älteren systematischen Werken sind die 
Grössenangaben in Bruchteilen von Linien angegeben. 
Man ist also stets gezwungen, diese auf Millimeter 
zu reduzieren. 

Folgende Tabellen dienen zur Vergleichung der 
gebräuchlichen Masseinheiten. 


0$SStro'o oLgstro‘o orz4Lro'o ozEtrho'o (ww 10) n 001 
SAN Adehe) SE£ozzo‘o 0298 z0°0 Sg1220'0 (wur 60‘0) n 08 
011600'0 bL1600'0 strr600'0 998800°0 (ww  zo'o) n oz 
GSTHroo‘o LsStoo‘o rzLroo'o eetrroo'o (wu 100) n 01 
LLzz00'0 E6zz00'0 z98z200'0 9122000 (wur Soo‘o) n $ 
116000'0 L16000'0 SP6000°0 L98g000°0 (ww z00'0) n z 
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Das Zeichnen-der OPjekte 


Das beste Mittel, ein mikroskopisches Objekt in 
seinen Teilen genau kennen zu lernen, ist das 
Zeichnen desselben. Einem geübten Zeichner wird 
es nicht schwer fallen, das einfachere mikroskopische 
Bild ohne Hilfsmittel aus freier Hand nachzuzeich- 
nen. Das schwierigste hierbei ist, die Grössen- 
verhältnisse genau festzuhalten. Es gibt nun Vor- 
richtungen, welche es gestatten, das Bild durch 
Reflexion auf ein neben dem Mikroskop liegendes 
Stück Papier zu werfen, so dass man die Umrisse 
mit dem Bleistift bloss mechanisch nachzuziehen 
braucht. i 

Die für diesen Zweck konstruierten Apparate 
sind: A. Wollastons Camera lucida, B. Noberts 
Zeichenprisma, der Sömmeringsche Spiegel, der 
Doppelspiegel , Oberhäusers Zeichenprisma und 
Holles Zeichenapparaät. 

Es ist hier nicht der Ort, auf diese Apparate 
näher einzugehen. Man findet dieselben a. a. O. 
ausführlich beschrieben. 

Am häufigsten ist die Camera lucida im Gebrauch. 
— Einige Winke mögen hier noch Platz finden. 
Man sehe durch die. zum Durchsehen bestimmte 
Oefinung stets senkrecht nach unten. Das Blatt 
Papier, auf dem die Zeichnung entworfen werden 
soll, darf sich nicht verschieben und muss in der 
Höhe des Objekttisches liegen. Ferner müssen das 
mikroskopische Bild, die Papierfläche und der Blei- 
stift gleichmässig beleuchtet sein. Wenige Versuche 
lehren hier schon das Richtige erkennen. Die Kon- 
turen zeichnet man mit einem nicht zu harten Blei- 
stift in ganz leichten Linien, die man später sorg- 
fältiger in stärkeren Linien nachzeichnet und ver- 


bessert. Zum Vergleichen der Arten genügen solche 
Skizzen vollständig. 


4. Das Anfertigen mikroskopischer Dauer- 
präparate. 


Bereits des öfteren ist erwähnt worden, dass 
jedes unter dem Mikroskop zu betrachtende Prä- 
parat in einer Flüssigkeit auf einer Glasplatte — 
dem Öbjektträger — liegen müsse und gewöhnlich 
von einem sehr dünnen Glasblättchen — dem Deck- 
glase bedeckt sei. 

Zum ÖObjektträger dient eine Platte aus reinem 
Spiegel- oder Solinglas; unter Umständen kann man 
auch gewöhnliches Fensterglas dazu verwenden. 
Das Glas muss rein sein, also keine Blasen, Risse 
und Streifen enthalten. Die passendste Dicke des- 
selben ist I—ı,5 mm. Dünnere Gläser sind zu 
leicht zerbrechlich. Es empfiehlt sich, die Kanten 
der Gläser abschleifen zu lassen. Verwerflich sind 
lange, schmale Objektträger, die beiderseits weit 
über den Objekttisch vorstehen. Man stösst sehr 
leicht an den vorstehenden Teil, dadurch kippen 
die Gläser über. Die Deckgläschen zerbrechen hier- 
bei fast stets, und selbst das Objektiv kann be- 
schädigt werden. Am meisten bei uns gebräuch- 
lich ist das sogenannte deutsche Format, auch 
Giessener Vereinsformat genannt. Länge 48 mm, 
Breite 28 mm. — Das englische Format beträgt 
76..%:20, das. Wiener 65% ‚25 :0der 70% 27 
— Welches Format man selbst anwenden will, ist 
rein Geschmacksache. 

Vorjedem Gebrauch muss der Objektträger sorg- 
fältig gereinigt werden. Man wäscht ihn in destil- 
liertem Wasser und Alkohol und trocknet ihn mit 
Leinwand ab. 


2 ee . 


Die Deckgläschen müssen aus sehr dünnem und 
reinem Glase bestehen. Da die Dicke derselben 
bekanntlich nicht ohne Einfluss auf das mikro- 
skopische Bild ist, so muss man für die verschie- 
denen Vergrösserungen auch Gläser von verschie- 
dener Dicke verwenden. Für schwache und mittlere 
Vergrösserungen dienen Deckgläser von 0,2—0,4 
mm Dicke, für stärkere und stärkste Vergrösserungen 
kann man jedoch nur Gläser von 0,15—0,10 Dicke, 
oder selbst noch weniger, gebrauchen. Die Zer- 
brechlichkeit dieser Gläschen wächst natürlich ebenso, 
wie die Dicke abnimmt. Im Gebrauche sind runde, 
quadratische und rechteckige Deckgläser in den 
verschiedensten Grössen. Die quadratischen Gläser 
von 18 mm Seitenlänge sind am passendsten. 

Muss man bei der Untersuchung Säuren an- 
wenden, so bedecke man das Objekt mit einem 
recht grossen Deckglase, damit die Dämpfe nicht 
mit dem Objektiv in Berührung kommen. Die 
Linsen werden sonst leicht zerstört. 

Für den Bezug von Öbjektträgern wie Deck- 
gläsern ist die Dampfschleiferei von Wilhelm P. 
Steuder in Leipzig zu empfehlen. 

Unerlässlich für jeden Pilzforscher ist es, mikro- 
skopische Dauerpräparate anzufertigen. Teils schont 
man dadurch das Herbar-Material, teils erspart man 
sich die Mühe nochmaliger Präparation des gleichen 
Pilzes, da man dann nur das Präparat unter das 
Mikroskop zu legen braucht. Nach einiger Uebung 
hat man sich bald die wenigen Kunstgriffe ange- 
eignet, um solche Präparate schnell und leicht an- 
zufertigen. — 

Sind die mit dem Rasiermesser ausgeführten 
Schnitte gut geraten, oder hat man irgend ein Prä- 
parat von einem Pilze gemacht, das alle zur Unter- 


ee 


suchung wichtigen Teile klar und deutlich zeigt, so 
hat man nur nötig, das zwischen Objektträger und 
Deckglas sich befindende Wasser, in welchem das 
Präparat behufs Untersuchung liegt, durch eine Kon- 
servierungsflüssigkeit zu ersetzen. Dies geschieht am 
einfachsten auf folgende Weise: 

Man nehme drei Teile Aqua destillata, zwei Teile 
Alkohol und einen Teil Glycerin (anstatt des Alkohols 
kann auch Essigsäure verwendet werden) und bringe 
von dieser Flüssigkeit einen Tropfen an den Rand 
des liegenbleibenden Deckglases. Allmählich zieht 
sich derselbe (vermöge Capillarität) unter das Deck- 
glas. Es ist nicht nötig, diesen Prozess abzuwarten, 
sondern man legt das Präparat in ein Kästchen 
oder unter eine Glasglocke, um es vor Staub zu 
schützen. Nach einigen Stunden fügt man einen 
zweiten Tropfen obiger Mischung hinzu, der in der- 
selben Weise langsam unter das Deckglas tritt. 
Wasser und Alkohol verdunsten allmählig, es bleibt 
nur das Glycerin zurück. Man fügt nun so lange 
die Präparier-Flüssigkeit hinzu, bis der Raum zwi- 
schen Deckglas und Objektträger ganz mit Glycerin 
erfüllt ist. Um nun ein Verschieben des Präparates 
zu verhüten, um ferner Staub und Tiere von dem- 
selben abzuhalten, ist es nötig, das Deckglas auf 
dem Objektträger zu befestigen. Hierzu nimmt man 
Spiritus- oder Terpentinlack. Auf dem Objektträger 
befinden sich stets einige Glycerinreste; diese müssen 
durch Fliesspapier entfernt werden, da der Lack 
auf ihnen nicht haften würde. 

Hierauf streicht man mit einem feinen Pinsel 
eine dünne Lage Lack längs der Ränder des Deck- 
glases auf den Objektträger derart, dass der Lack 
über die Ränder des Deckglases übergreift und beide 
Gläser miteinander verbindet. Ist diese Lackschicht 


völlig trocken, so folgt eine zweite, dritte u. s. w., 
bis ein völliger Verschluss hergestellt ist. Ein guter 
Verschluss muss völlig undurchsichtig sein. Sind noch 
durchscheinende Stellen vorhanden, so wird durch 
eine neue Lackschicht nachgebessert. Man darf den 
Lack nie in wenigen dicken Lagen auftragen. Eine 
dicke Schicht trocknet schlecht und springt leicht 
ab, wird auch bei veränderter Temperatur leicht 
rissig, wodurch natürlich ein völliger Verschluss illu- 
sorisch wird. | 

Das Präparat wird durch die Präparier-Flüssig- 
keit sehr wenig verändert; es ist dies darauf zu- 
rückzuführen, dass die Flüssigkeit nicht plötzlich, 
sondern langsam in einer Weise auf die Pflanze ge- 
bracht wird, welche die rapide Wirkung der Endos- 
mose zurückhält und bei einer langsamen Aus- 
gleichung der Dichtigkeitsdifferenzen die Konser- 
vierung der zarten Teile im Innern der Pflanzen- 
zelle ermöglicht. Form und Farbe der Schläuche 
und Sporen bleiben vortrefflich erhalten. 

Um nun beim Aufbewahren der Präparate zu 
verhindern, dass die Deckgläschen gedrückt werden, 
klebt man rechts und links vom Deckglas Streifen 
von Glas oder Pappe auf den Objektträger. So 
kann man eine Anzahl Präparate aufeinander legen, 
ohne sie zu beschädigen. 

Jedes Präparat muss sorgfältig etikettiert werden, 
um leicht aufgefunden und identifiziert werden zü 
können. Das Etikett soll enthalten: 

ı) Den Namen der Pflanze, von der das Präparat 

stammt. 

2) den präparierten Pflanzenteil. 

3) Art des Schnittes. 

4) Angabe der Einschlussflüssigkeit. 

5) Tag der Zubereitung. 


Die fertigen Präparate werden in Kästen oder 
Etuis aufbewahrt. Diese müssen so beschaffen sein, 
dass sie die Präparate vor Staub schützen, ein Hin- 
und Herbewegen derselben verhindern, eine hori- 
zontale Lage des Objektträgers möglich machen und 
ein leichtes Auffinden der einzelnen Nummern ge- 
statten. 

Derartige Präparatenkästen, in jeder Grösse und 
Form, liefert die Firma Theodor Schröter in Leip- 
zig, grosse Windmühlenstrasse 37. Beigegebene Ab- 


bildung eines dieser Schröter’schen Kästchen (Fig. 5) 
dürfte besser als eine Beschreibung die zweckmässige 
Einrichtung derselben erkennen lassen. 

Eine Bemerkung im Herbar weist stets auf die 
Präparate zurück. 


5., Kulturmethoden. 


Bei weiterem Studium wird der Pilzsammler auch 
Veranlassung nehmen, selbst Pilze zu züchten, Pilz- 
kulturen anzustellen. Hierzu eignen sich vorzüglich 


INSEHR N 


Schizomyceten, ferner die verschiedenen Schimmel- 
arten und die mistbewohnenden Pilze. 

Um Material zur Untersuchung von Schizomy- 
ceten (Bacterien, Spaltpilzen) zu erhalten, kocht man 
einige grüne Blätter in einem Kochbecher auf und 
lässt denselben bei relativ hoher Zimmertemperatur 
offen stehen. Nach einigen Tagen bildet sich auf 
dem Dekokt eine weissliche Haut, die als Kahm- 
haut bezeichnet wird, in welcher man die Stäbchen 
oder Fäden verschiedener Schizomyceten-Formen 
findet. Ferner stellt man gekochte Mohrrüben, 
Runkelrüben, Kartoffelscheiben an warmen, mässig 
feuchten Orten frei oder unter Glasglocken auf, auf 
denen man bald die Coccenform irgend eines Spalt- 
pilzes findet. Auf dem Dekokt von gekochtem Heu 
tritt z. B. Bacterium subtile (Ehrh.) in ungeheurer 
Menge auf. 

Vielfache Versuche haben nun auch künstliche 
Nährstoffllösungen kennen gelehrt. So wird als 
Mineral-Nährstofilösung für Spaltpilze besonders em- 
pfohlen: Dikaliumphosphat o,ı g, Magnesiumphos- 
phat 0,02 g, Chlorcalcium 0,01 g auf Ioo ccm 
Wasser und I g weinsaures Ammoniak. Ferner 
kann man anwenden: Eiweisspepton (oder lösliches 
Eiweiss) ı g, Dikaliumphosphat 0,2 g, Magnesium- 
phosphat 0,04 g, Chlorcalcium 0,02 g auf IOo ccm 
Wasser, oder an Stelle des Eiweisspeptons Rohr- 
zucker 3 g und weinsaures Ammoniak ı g. — Man 
hat gefunden, dass diese Organismen am besten 
in alkalisch reagierenden Flüssigkeiten gedeihen; 
Hefepilze dagegen erfordern schwachsaure Flüssig- 
keiten. 

Hier, wie überhaupt bei allen Kulturen, ist es 
nun absolute Notwendigkeit, reines Aussaatmaterial 
zu verwenden. 


— 59 — € 


Folgende Methoden werden empfohlen: 

ı) Die Methode der fraktionierten Kultur. 

Die Erfahrung hat gezeigt, dass von mehreren 
Spaltpilzen in der Nährstofflösung schliesslich einer 
die Oberhand behält. Der Kampf ums Dasein zeigt 
sich eben überall in der Natur. Durch wiederholte 
Aussaat und Uebertragung in neue, pilzfreie Lö- 
sungen kann man schliesslich eine ganz reine Kultur 
erhalten, da derjenige Spaltpilz zuletzt übrig bleiben 
wird, der unter den gegebenen Bedingungen sich 
am besten vermehrte. 

2) Die Verdünnungsmethode. 

Man verdünnt die die Spaltpilze enthaltende 
Flüssigkeit mit pilzfreiem Wasser so lange, bis 
man annehmen darf, dass auf je einen Tropfen 
Flüssigkeit nur noch ein Spaltpilz kommt. War nun 
der zu züchtende Pilz in der ursprünglichen Flüssig- 
keit in überwiegender Mehrheit vorhanden, und 
werden fortgesetzt mehrere Gefässe mit Nährstoff- 
lösung mit ı Tropfen der pilzhaltigen Flüssigkeit 
infiziert, so darf man voraussetzen, dass man reines 
Material erhält. 

3) Die Gelatine-Kultur. 

Die Nährstoffllösung wird so mit Gelatine ver- 
setzt, dass sie bei etwa 30—35° C. noch flüssig, 
bei niederer Temparatur aber fest wird. Ein Tropfen 
solcher flüssig gemachten Nährgelatine wird auf dem 
Objektträger ausgebreitet und erstarrt dort. Mittels 
einer mit der Spitze in die pilzhaltige Flüssigkeit 
getauchten Nadel wird nun die Gelatine geritzt und 
das Präparat dann unter die Kulturglocke gesetzt. 
Die wenigen Pilze, welche in einen solchen Nadei- 
strich gelangen, vermehren sich nur dort und können 
leicht beobachtet werden. Statt Gelatine kann man 
auch Serum von Rinder- oder Schafblut verwenden. 


BR 


Für Untersuchungen über Bau, Entwickelungs- 
geschichte etc. der Pilze sind Sporenkulturen auf 
dem Öbjektträger unerlässlich. Die hierbei Anwen- 
dung findenden Nährstofflösungen sind sehr ver- 
schieden. Dieselben werden sich je nach dem Vor- 
kommen, dem ursprünglichen Standort des zu unter- 
suchenden Pilzes richten. Die Erfahrung muss hier 
die Lehrmeisterin sein. 

Als Nährstofflösung dient z. B. für Mucor Mucedo 
ein Dekokt aus Pferdemist. Derselbe wird in Wasser 
ausgekocht, letzteres klar abfiltriert und dann längere 
Zeit gekocht, um es von allen organischen Bei- 
mengungen zu befreien, es zu sterilisieren.. Um 
nun eine Spore zur Aussaat zu bringen, nimmt man 
mit der Pinzette aus einer rein gehaltenen Massen- 
kultur ein Sporangium und bringt dasselbe in ein 
Uhrschälchen, das mit abgekochtem Wasser gefüllt 
ist. In diesem verteilen sich alsbald die Sporen 
gleichmässig. Es empfiehlt sich, die Sporen einige 
Stunden im Wasser liegen zu lassen. Sie schwellen 
bedeutend an und sind dann leichter zu sehen. 
Mit einer desinfizierten Nadel wird nun ein Tröpf- 
chen dieser Flüssigkeit aufgenommen und auf dem 
Objektträger als lang ausgezogener Strich aufge- 
tragen. Enthält nun dieser Strich, was man unter 
dem Mikroskop leicht sieht, nur eine Spore, so ist 
das Präparat für die auszuführende Kultur geeignet; 
sind mehrere Sporen vorhanden, so wird ein Teil 
des Striches mit einem Läppchen entfernt. Auf die 
übrigbleibende Spore wird nun ein Tropfen der 
Nährflüssigkeit gebracht und der Objektträger in die 
feuchte Kammer gesetzt. 

Das Pferdemistdekokt hält sich meist nur kurze 
Zeit, ist also nur für Pilze anwendbar, die verhält- 
nismässig schnell ihre Entwickelung beenden. 


ae 0) Br 


Ein kalter Auszug aus getrockneten Rosinen, 
Birnen, Pflaumen, der bis auf Syrupdicke eingekocht 
wird, eignet sich auch gut zu Kulturzwecken. Der- 
selbe hält sich jahrelang unverändert. Manche Pilze 
vertragen die aus den Früchten stammenden Säuren 
nicht. Reagiert daher die Flüssigkeit sauer, so wird 
sie mit Ammoniak neutralisiert. Auch Bierwürze 
empfiehlt sich. Sie wird in einem Kolben, der mit 
einer doppelten Lage Fliesspapier überbunden ist, 
aufgekocht und hält sich lange Zeit. Als weitere 
Nährstoffllösungen dienen Dekokte von Heu, Wurzeln, 
Holz etc., auch Hefe mit Zuckerzusatz, verdünnte 
Lösung von Fleischextrakt mit oder ohne Zusatz 
von Zucker und gekochter und filtrierter Zitronen- 
saf. Künstliche Nährstoffllösungen werden her- 
gestellt aus 10°/o Traubenzucker in Wasser, !a bis 
1/50/o salpetersaurem Ammoniak und ebensoviel 
Zigarrenasche, gekocht unter Zusatz von soviel 
Zitronensäure, dass die Lösung etwas sauer rea-., 
giert, oder: Calciumnitrat 4 g, Kaliumphosphat 18, 
Kaliumhydrat ı g auf 700 g Wasser, oder: Wasser 
100 g, Zucker 3 g, Ammoniaktartrat ı g, mit Phos- 
phorsäure neutralisierte Asche von Erbsen, Weizen- 
körnern oder Zigarren 0,4 g. 

Für Hefenpilze eignet sich: Wasser IOo g, Zucker 
15 g, salpetersaures Ammoniak ı g, saures phos- 
phorsaures Kali 0,5 g, dreibasisch phosphorsaurer 
Kalk 0,05 g und schwefelsaure Magnesia 0,25 g 
(oder krystallisierte schwefelsaure Magnesia, 7 H,O 
enthaltend, 0,5 g.) 

Mit grösster Vorsicht und Genauigkeit ist bei 
jeder Kultur zu verfahren, da man sonst alles andere 
sich eher entwickeln sieht, als gerade den zu züch- 
tenden Pilz. Objektträger und alle zu gebrauchen- 
den Geräte sind vorher zu sterilisieren. Man führt 


BR 


sie rasch durch eine Spiritus- oder Gasflamme, oder 
legt sie kurze Zeit in absoluten Alkohol. Auch 
empfiehlt es sich, die Glassachen in 100), Salzsäure 
aufzubewahren, erst kurz vor dem Gebrauch heraus- 
zunehmen und mit kochendem, destilliertem Wasser 
auszuspülen. 

Die die Schläuche und Sporen enthaltenden 
Sclerotien von Schimmelbildungen, besonders von 
Penicillium findet man sehr selten spontan entstan- 
den. Man erhält sie am: besten, wenn man an- 
gefeuchtete Scheiben ungesäuerten Brotes mit Peni- 
cillium besät und sie mässig feucht hält, bis sich 
ein kräftiges, aber noch nicht Conidien tragendes 
Mycel entwickelt hat. In etwa 6—7 Tagen hat sich 
solches gebildet. Nun legt man die Brotscheiben 
zwischen 2 Glasscheiben, stopft die Zwischenräume 
noch mit Papier aus, so dass der Luftzutritt mög- 
lichst verhindert wird, und presst die Scheiben fest 
zusammen. Nach etwa 14 Tagen haben sich in 
dem Brote zahlreiche Sclerotien entwickelt.*) 

Allgemein unter dem Namen ,„Mutterkorn“ be- 
kannt sind die in den Fruchtknoten des Getreides 
und vieler anderer Gräser auftretenden Sclerotien 
von Claviceps-Arten. Aus diesen Sclerotien ent- 
wickeln sich im nächsten Frühjahre die gestielten, 
kopfförmigen, fleischigen, einem kleinen Agaricus 
ähnelnden Körper, welche die Perithecien mit den 
Schläuchen und Sporen tragen. Selten dürfte es 
glücken, diese letztere Fruchtform im Freien auf- 
zufinden. Man suche dieselbe durch Kultur zu er- 
halten. Die im Sommer gesammelten Sclerotien 
werden an einem trockenen Orte aufbewahrt. Zu 


*) Vergl.: Brefeld, Botanische Untersuchungen über Schimmel- 
pilze. Heft II. 


Anfang des nächsten Frühjahrs fülle man einen 
Blumentopf etwa zur Hälfte mit Sand, streue die 
Sclerotien daraufund halte die Aussaat mässig feucht. 
Nach einiger Zeit sieht man die Fruchtkörper sich 
entwickeln. 

Es gelingt leicht, die auf Mist lebenden Pilze 
im Zimmer zu erziehen. Man legt auf einen Teller 
frischen Kuh- oder Pferdemist und überdeckt den- 
selben mit einer Glasglocke. Nach wenigen Tagen 
ist derselbe überdeckt von Mucor Mucedo, oft un- 
termischt mit andern Schimmelarten. Die Schimmel- 
bildungen verschwinden nach einiger Zeit und Pilo- 
bolus-Arten oder andere verwandte Formen treten 
auf. Nach diesen erscheinen die schwarzen Peri- 
thecien der Sordarien, dann folgen wohl Ascobolus 
furfuraceus oder andere Arten dieser Gattung und 
den Schluss bilden Tintenpilze, Coprinus-Arten. 

Die Beobachtung dieser successive auftretenden, 
den verschiedensten Familien angehörenden Pilze 
gewährt grosses Interesse. 


G:-Literatur 


Brefeld, O©., Botanische Untersuchungen über Schim- 
melpilze.. 5 Hefte. : Leipzig .1872 2834: 4. 
m. 48 Kpfrt. 88 Mk. 
Britzelmayer, M., Hymenomyceten Augsburgs und 
seiner Umgebung. ‘Augsburg 1879. 8. m. 
10:1 Kpfrtiu Preis. 3. Nik: 
Gooke; M..CH Handbok of ‚Buit »Eunpi. ?Eonden 
BSRT..203 038. Mk: 
— Mycographia seu Icones Fungi. London 
1875— 79. roy. 8. w. 123 col. plates 78 Mk. 


et 


Ebbinghaus, Pilze und Schwämme Deutschlands. 
2. Aufl. "Leipzig 1608. .2.. mi 22rkol. 
Kpfrt. — ıo Mk. 

Fischer de Waldheim, A., Les Ustilaginees; esquisse 
monogr. (En russe) 2 part. Varsovie 
197773290. US an 

Fries, E., Systema Mycologicum. 3 voll. et index. 
Acc. Suppl.: Elenchus Fungorum. Lund 
1821-32. 78.0 20: Nk. 

—  FEpicrisis Systematis Mycologici, s. synopsis 
Hymenomycetum. Upsala. 1836— 38. ı2 Mk. 
— Hymenomycetes Europaei, s. Epicrisis syst. 
mycolog.. "ed. I. Upsala'1874.: 827322178 

Fuckel, L., Symbolae mycologicae. Mit 3 Nach- 
trägen. Wiesbaden 1869 — 75. 8 m. 
7.col:: Kpizl., (/ro-MEk* 

Greville, R. R., Scottish Cryptogamic Flora. — 
6 vols. Edinburg 1823 — 28. roy. 8. m. 
360 plates. ı10 Mk. 

Karsten, P. A., Mycologia Fennica. 4 part. Hel- 
singfors. 1871—79. '8.- 23 .Mk. 

Kummer, P., Führer in die Pilzkunde. Zerbst 1871. 
8. m. A,.RKPIrEN Co NK 

Lenz, H. ©., Nützliche und schädliche Schwämme. 
6.,Aufl. #9... Wünsche: ? 'Gotha1870. 6: 
m. 20 col. Kpfrt. 5,50 Mk. 

Nitschke, Th., Pyrenomycetes Germanici. Lief. I 
und HU. Breslau 1867—70. 8. 9 Mk. 

Persoon, C. H., Synopsis meth. Fungorum. 2 part. 
Gotting. 79012.°.8.2.3,50. Mix 

— Mycologia europaea. Frlangae 1822 — 28. 
8:76.30 tabı? 24, ME: 

Rabenhorst, L., Kryptogamenflora von Deutschland, 
Oesterreich und der Schweiz. 2. Aufl. Bd. 1. 
Die Pilze von G. Winter. (Bis jetzt er- 


sehienen ng, Lies), Leipzie, v1898r. uf, 
er. O8. oe. me.u Breissıa Lies. 240. Nk 

Saccardo, P. A., Mycologiae Venetae specimen. 
Pataviae 1973480, C.er2 tab, eol. 12 Mk, 

Schröter, J., Die Pilze Schlesiens. In Cohn, Crypto- 
gamenflora von Schlesien. Breslau 1885. (Er- 
schienen 2 Lief.) 

Wunsehe, O0, Die Dive... Leipzig .19377...8. 4 Me 

Zopf, W., Die Spaltpilzee. 3. Aufl. Breslau 1885. 
86.0. 3..NMk. 

— Die Pilztiere oder Schleimpilze. Breslau 1885. 

&2. 9... 5. Nik. 


7. Exsiccaten-Sammlungen. 


Ich führe nur die Sammlungen auf, welche in 
Deutschland, resp. Oesterreich und der Schweiz er- 
scheinen oder vor kurzer Zeit erschienen sind: 

Fuckel, Fungi rhenani. 

Herpell, Sammlung präparierter Hutpilze. 

Jack, Leiner und Stizenberger, Badische Kryp- 
togamen. 

Kunze, Fungi selecti exsiccati. 

Rabenhorst, Herb. mycologicum. Editio nova. 

Rabenhorst, Fungi europaei. 

Rabenhorst-Winter, Fungi europaei. (Forts. vor. 
Sammlung.) 

Rehm, Ascomyceten. 

Thümen, Fungi austriaci. 

— Mycotheca universalis. 

Wartmann und Schenk, resp. Wartmann und 
Winter, Schweizerische Kryptogamen. 

Zopf & Sydow, resp. Sydow, Mycotheca Marchica. 


h) 


BR 3 


Il. Die Flechten (Lichenes.) 


Die Abteilung der Flechten umfasst diejenigen 
kryptogamischen Organismen, deren Lager aus einer 
Verbindung von gegliederten Fäden (Hyphen) und 
chlorophyli- oder phycochromhaltigen Zellen (Goni- 
dien) besteht, und deren Fruchtkörper Sporen in 
Schläuchen erzeugen. Durch diese Fruchtbildung 
treten sie der Gruppe der Ascomyceten, den Schlauch- 
pilzen, sehr nahe. Der einzige, wesentliche Unter- 
schied, der die Flechten von den Schlauchpilzen 
trennt, besteht in jenen Gonidien, welche in dem 
Lager der ersteren enthalten sind. Alle die Formen 
also, welche in ihrem Gewebe keine Gonidien ent- 
halten, aber dennoch von älteren Lichenologen den 
Flechten zugezählt wurden, müssen als Ascomyceten 
bezeichnet werden, 

Es ist hier nicht der Ort, ausführlich auf die 
Schwendener-Bornetsche Flechtentheorie einzugehen, 
nach welcher Gonidien und Thallusfäden verschie- 
dene Organismen sind und zwar Ascomyceten dar- 
stellen, welche parasitisch auf Kosten einer Alge 
(der Gonidie) leben. Diese Forscher stützen sich 
auf die Thatsache, dass viele Flechtengonidien mit 
bekannten Algentypen übereinstimmen, dass ferner 
isolierte Gonidien sich selbstständig weiter entwickeln 
können und endlich, dass durch Aussaat der Flech- 
tensporen auf die mit den Gonidien der betreffenden 
Flechte übereinstimmenden Algen Flechtenanfänge 
erzeugt wurden. Die meisten Lichenologen bekämpfen 
diese Annahme und halten an der Ansicht fest, dass 
die Flechten selbstständige, systematisch individuali- 
sierte Organismen seien, die alle ihre Teile sich selbst 
verdanken, dass sich die Gonidien aus den Hyphen 
entwickeln. 


a 


Selbst wenn erstere Annahme sich weiter Bahn 
brechen sollte, so werden ‚die Flechten doch stets 
Gegenstand eines Spezialstudiums bleiben. *) Der 
Bau ihres vegetativen Lagers ist es, der ihnen ein 
ganz eigentümliches Gepräge verleiht. 

Legt man die Hauptformen des Thallus zu 
Grunde, so erhält man folgende, den Bedürfnissen 
einer speziellen Flechtenkunde entsprechende systema- 
tische Übersicht. 


A. Urflechten. 


I) Strauchflechten. 
2) Blattflechten. 
3) Krustenflechten. 


B. Gallertflechten. 
C, Fadenflechten. 


In ähnlicher Weise wie der Pilzsammler, vermag 
auch der Lichenologe das ganze Jahr hindurch er- 
folgreiche Exkursionen auszuführen, ja wir finden, 
dass die Flechten verhältnismässig noch weniger an 
eine bestimmte Jahreszeit gebunden sind, als die 
Pilze. Wir haben gesehen, dass die grosse Ab- 
teilung der parasitischen Pilze an die wärmere Jahres- 
zeit, an das Erscheinen der Phanerogamen geknüpft 
ist. Während die grössere Mehrheit der Pilze das 
grelle Sonnenlicht flieht, dagegen Feuchtigkeit und 
Waldesdunkel aufsucht, sehen wir in den Flechten 
die Kinder der Luft. Mit Vorliebe siedeln sie sich 


*) Allen denen, welche sich eingehender über diesen Ge- 
genstand informieren wollen, empfehle ich die wertvolle Arbeit 
von A, Minks: „Beiträge zur Kenntnis des Baues und Lebens 
der Flechten. I. Gonangium und Gonocystium, zwei Organe 
zur Erzeugung der anfänglichen Gonidien des Flechtenthallus, 
Mit 2 Doppeltafeln. Wien, 1876.“ 


EHRT 


an trockenen, dem Wind und Wetter stark aus- 
gesetzten Orten an. Sie ertragen ebensogut die 
glühende Hitze des Sommers, wie den eisigen Hauch 
des Nordwindes. Auch in dem tropischen Urwalde 
verleugnen sie ihre Natur nicht, auch hier suchen 
sie Sturmwind und Wetter auf, da man sie gewöhn- 
lich nur an den Bäumen des Waldrandes antrift. 
Dort, wo alle zum Gedeihen der Pflanzen nötigen 
Lebensbedingungen zu fehlen scheinen, wo hartes 
Gestein der Wurzel keine Nahrung bietet, wo die kärg- 
liche Wärme des Sommers nicht hinreicht zur Ent- 
wickelung blühender Pflanzen, da siedeln sich die 
Flechten an. Über die Grenzen des ewigen Schnees 
hinaus erheben sie sich in den Gebirgen. Wo in 
den weiten Gletscher- und Schneegebieten der Alpen 
sich nur eine Felsspitze erhebt, da findet man auch 
Vertreter der Flechten, die Lecideen, Umbilicarien, 
Verrucarien. Wunderbar ist die ungemeine Aus- 
dauer ihrer Lebenskraft, ihre Fähigkeit, sich in einer 
oft wahrhaft mehr als dürftigen Lage entwickeln zu 
können. Durch die Hitze des Sommers bis zur 
Brüchigkeit ausgedorrt oder vertrocknet, erweckt sie 
ein Regen, ein wenig Feuchtigkeit sofort zu neuer 
Lebenskraft. Sie sind gleich den Moosen die Pio- 
niere der Pflanzenwelt, sie leiten die Verwitterung 
des Gesteins ein, so die Lebensbedingungen für 
nachfolgende Pflanzengeschlechter vorbereitend. Fin- 
det man doch selbst schon auf den kaum erkalteten, 
sich mit einer Kruste bedeckenden, glühenden Lava- 
strömen des Vesuv eine Flechte, das Stereocaulon 
vesuvianum. 

Wer unsere nordischen Heiden durchreist hat, 
der wird auch empfunden haben, welchen Eindruck 
die grossen, graugrünen, den Boden bedeckenden 
Flechtenpolster auf das empfängliche Gemüt des 


Menschen ausüben. Dort, wo meilenweit das Auge 
nichts erblickt als knorriges Kieferngestrüpp ver- 
mischt mit dem Heidekraut (Calluna vulgaris), dort ist 
die Heimat der Cladonien. und Cornicularien. Wo 
im höchsten Norden der Baumwuchs aufhört, breiten 
sich weit ausgedehnte Ebenen aus, Tundra genannt. 
Hier ist es, wo die Flechtenvegetation typisch auf- 
tritt. Unabsehbare Strecken sind dort nur mit Erd- 
flechten, wie Cladonien, Cetrarien, Cornicularien etc. 
bedeckt. Treten wir ein ın das Waldesdunkel. 
Zierliche Flechtenwäldchen breiten sich zu unsern 
Füssen aus. Dicht sind die Baumriesen bekleidet 
mit Flechten, bis hoch hinauf in die Gipfel steigen 
sie, schaukeln sie sich auf den schwanken Zweigen. 
Wer hat nicht schon die Usneen unserer Bergwälder 
bewundert. In mächtigen graugrünen und gelben 
Bärten schweben sie von den Zweigen herab, den 
Bäumen ein ernstes, greisenhaftes Ansehen ver- 
leihend. Selbst in den klaren Gebirgsbach steigen 
die Flechten hinab, die Felsen und Steine mit man- 
nigfachem Schimmer überziehend. 

Hinsichtlich ihres Artenreichtums gehören die 
Krustenflechten vorzugsweise der gemässigten Zone 
an, während die blattartigen die tropische und die 
strauchartigen Flechten die arktische Zone charak- 
terisieren. 

Wie in vorstehender Skizze schon angedeutet, 
wachsen die Flechten teils auf Holz oder festem 
Gestein, teils auf blosser Erde. An Felsenwänden 
und Baumstämmen beachte der Sammler namentlich 
die Nordseite, er wird dort reiche Ausbeute finden. 
Alte, halb verwitterte Zäune, Balken, Bretter, Dach- 
schindeln, Latten u. dgl. werden auch von Flechten 
vielfach bewohnt. Die so häufig in unserer nord- 
deutschen Ebene vorkommenden erratischen Blöcke 


ee 


beherbergen manch seltene Art. Natürlich darf man 
nur die Steine auf die Anwesenheit von Flechten 
untersuchen, die lange Zeit unverrückt sich in der- 
selben Lage befinden. Viele Arten sind sehr klein - 
und ihrer Farbe wegen in einiger Entfernung nicht 
zu unterscheiden. Es bedarf also ebenso wie bei 
den Pilzen einer genauen, eingehenden Untersuchung 
des Substrates. 

Die Art des Einsammelns ist je nach dem Bau 
der Flechte verschieden. Krustenflechten werden 
mit einem Stück des von ihnen bewohnten Sub- 
strates abgelöst. Hierzu bedarf man eines recht 
starken, scharfen Messers und eines Hammers und 
Meissels. Die auf bearbeitetem Holze und auf Baum- 
rinde wachsenden Arten werden mit einem Teil des 
Substrates mit dem Messer abgelöst. Um die festes 
Gestein bewohnenden Arten zu gewinnen, ist man 
genötigt, Teile desselben mit Hammer und Meissel 
abzuschlagen. Verhältnismässig leichte Mühe hat 
man bei Schiefer- oder Kalksteinen, schwieriger ist 
es bei Urgesteinen. Bietet das Gestein eine Kante 
dar, so genügt ein kräftig geführter Schlag auf die- 
selbe, um ein flaches Stück abzusprengen. Besser 
gelingt dies, wenn man sich auch hierbei, eines 
breiten Meissels bedient. Zeigt dagegen die Fels- 
wand eine glatte, keinen Angriffspunkt gewährende 
Fläche, so ist man schon genötigt, sich einen sol- 
chen zu verschaffen. Hierzu bedarf man eines so- 
genannten Spitzmeissels. Man schlägt mit demselben 
eine Furche in das Gestein, setzt in dieselbe in 
spitzem Winkel den breiten Meissel ein und führt 
auf diesen einen recht kräftigen Schlag mit dem 
Hammer. Ist der Schlag zu schwach, so erhält man 
kein grösseres Stück, sondern nur kleinere Splitter 
und Bröckelchen, die des Mitnehmens nicht wert 


sind. Je flacher das abgeschlagene Stück des Ge- 
steins ist, desto besser; ein dickes, plumpes Stück 
lässt sich schlecht im Herbar plazieren. Es bedarf 
nur geringer Übung, um gute Herbarexemplare zu 
erhalten. Jedes gewonnene Stück muss in ein be- 
sonderes Blatt Papier eingeschlagen werden, da sich 
sonst beim Transport die Stücke an einander reiben 
und namentlich die Früchte beschädigen. Kleine, 
auf der Erde wachsende Arten hebt man mit einer 
flachen Erdschicht mit einem Messer ab. Um ein 
Auseinanderfallen des Rasens zu verhindern, ist es 
später nötig, demselben durch eine schwache Gela- 
tinelösung Festigkeit zu geben. 

Die ein freies Lager besitzenden, d. h. nicht 
mit der ganzen Unterfläche angewachsenen soge- 
nannten Blattflechten werden von dem Substrate 
— Baum, Felsen, Erde — einfach abgelöst. Sind 
dieselben sehr trocken und infolgedessen leicht 
zerbrechlich, so hebt man sie sehr behutsam ab, 
transportiert sie vorsichtig bis zur nächsten Wasser- 
ansammlung, wo man sie eintaucht. Nach einigen 
Minuten sind sie weich und elastisch geworden und 
können nun bequem in der Mappe verpackt werden. 

Von strauchartigen Flechten — Cladoniaceen — 
sammelt man grössere Rasen, die man ohne wei- 
teres in der Mappe unterbringt. 

Wie bei allen Kryptogamen gilt auch für die 
Flechten der Grundsatz, sterile Exemplare wenn 
irgend möglich zu meiden und nur die Pflanzen in 
fruktifizierendem Zustande einzusammeln. 

Die Präparation der gesammelten Flechten ist 
sehr einfach. Nur die blatt- und strauchartigen 
Flechten, ferner die Gallert- und Fadenflechten 
werden getrocknet und zwar stets nur unter An- 
wendung gelinden Druckes. Sollten sich die Exem- 


plare auch beim Transport vielfach verbogen haben, 
so schadet das weiter nichts. Man weicht sie in 
Wasser auf und kann sie dann bequem ausbreiten 
und ihnen ihre natürliche Stellung geben. Die 
grösseren Cladonien-Rasen zerteilt man in kleinere 
Partien. Die getrockneten Exemplare kommen in 
eine Papierkapsel, die Stein-, und dickeren Holz- 
und Rindenstücke klebt man auf Kartonpapier. Die 
meisten Flechten nehmen beim Trocknen eine 
hellere, ins Graue spielende Färbung an. Es ist 
diese Farbenänderung also nicht auf schlechtes 
Präparieren zurückzuführen. 

Beim Bestimmen der Flechte beachte man zu- 
nächst die habituellen Merkmale; es ist leicht, die- 
selbe in eine der oben angeführten grossen Gruppen 
zu bringen. Die fernere Einteilung dieser Haupt- 
gruppen basiert auf der Verschiedenheit der Frucht- 
bildung. Als Fortpflanzungsorgane der Flechten 
sind Spermogonien und Schlauchfrüchte (Apothecien) 
zu betrachten. Erstere sind kleine, hohle, dem 
Thallus eingesenkte, sich durch eine freie Mündung 
öffnende Behälter, welche an der Innenwand mit 
einfachen oder verzweigten Fäden, Sterigmen ge- 
nannt, bekleidet sind. An den Spitzen der Sterig- 
men werden die sogenannten Spermatien abge- 
schnürt. Diese Spermogonien gleichen denen der 
Ascomyceten in jeder Weise. — Die Schlauchfrüchte 
— Apothecien — sind jene bekannten scheiben-, 
schüssel- oder krugförmigen, oder auch länglichen, 
linealischen oder rinnenförmigen Behälter, welche teils 
zerstreut auf der Thallusoberfläche sitzen oder an 
den Spitzen der Strauchflechten sich befinden. 
Finden sich Spermogonien und Schlauchfrüchte auf 
ein und . demselben Thallus, so nennt man die 
Flechte diöcisch, z. B. Ephebe pubescens. 


PR, > 


Je nach der Natur der Schlauchfrüchte unter- 
scheidet man: Scheibenfrüchtige, Stielfrüchtige und 
Kernfrüchtige. 

Die unter dem Namen Soredien bekannten meh- 
lig-staubigen, meist heller als der Thallus gefärbten 
und auf diesem unregelmässig zerstreuten Häufchen 
sind ebenfalls bei der Bestimmung der Flechten zu 
berücksichtigen. 

Um nun Flechten richtig bestimmen zu können, 
bedarf man des Mikroskopes. Man fertigt mit 
scharfem Rasiermesser, ähnlich wie bei den Pilzen, 
feine Schnitte durch Thallus und Fruchtlager. Die 
Bildung der Gonidien, der Bau der Schläuche und 
Sporen sind für die Artunterschiede massgebend. 

Viele Flechtenarten nehmen nach Anwendung 
von Reagentien eine bestimmte Färbung des Lagers 
an. Diese Eigenschaft derselben wird von einigen 
neueren Autoren benutzt, um allein auf dies Ver- 
halten hin neue Arten zu basieren. Wenn z. B. 
Cladonia macilenta (Ehrh.) sich nach Anwendung 
von Atzkali sofort gelb färbt und dadurch augen- 
blicklich sicher von der sich nicht färbenden Cl. 
Floerkeana Fr. unterschieden werden kann, so kann 
Verfasser doch nur diese Methode als ein immer- 
hin entbehrliches Hilfsmittel bezeichnen, da jene 
Arten auch durch andere gute Merkmale hinlänglich 
charakterisiert sind. Arten, welche nur auf rein 
chemischem Wege zu erkennen sind, haben nach 
meiner Ansicht etwa denselben Wert wie jene zahl- 
losen, mit eigenen Namen versehenen, kaum An- 
spruch auf das Recht einer Form habenden Arten 
von Scleranthus oder diejenigen anderer Genera, die 
von keinem Sterblichen wieder erkannt werden. 


.— Tk — 


TittkerTatur 


Acharius, G., Synopsis meth. Lichenum. Lund 1814. 

Arnold, F., Die Lichenen des fränkischen Jura. 
Regensburg 1858—76. 

Britzelmayer, M., Die Lichenen der Flora von Augs- 
burg. Augsburg 1874—75. 

Dietrich, D., Lichenographia germanica, m. Abbild. 
Jena 1832 — 30. 

Floerke, H. G., De Cladoniis. Rostock 1828. 

Flotow, J. v., Lichenes florae Silesiae. 2 Apart. 
Breslau 1849—50. 

Fries, E., Lichenographia europaea reformata. Lund. 

Glowacki, J., Prodromus einer Flechtenflora von 
(Koerz., &oerz 1871. 

Hazslinsky, Flechtenflora von Ungarn. Budapest 
1884. 

Hepp, P., Würzburgs Lichenenflora.. Mainz 1824. 

Koerber, G., Systema Lichenum Germaniae. Breslau 
1855. 

— Parerga Lichenologica. Breslau 1859—65. 

Krempelhuber, A. v., Lichenenflora Bayerns. Re- 
gensburg 18061. 

Kummer, P., Führer in die Flechtenkunde. 2. Aufl. 
Berlin 1883. 

Minks, A., Symbolae licheno-mycologicae. Kassel 
1881—82. 

Müller & Pabst. Kryptogamenflora Deutschlands. 
I, Flechten... Gera 1874. 

Nylander, W., Synopsis method. Lichenum. Paris 


1858—61. 
Rabenhorst, L., Die Lichenen Sachsens. Leipzig 
1870. 


Sauter, A. E., Die Flechten des Herzogtums Salz- 
burg. Salzburg. 1872. 


BE 


Schaerer, L. E., Lichenum Helveticorum spicilegium. 
Bern 1823 —42. 
— Enumeratio critica Lichenum europaeorum. 
Bern ı851. 
Stein, B., Die Flechten von Schlesien. Breslau 1879. 
Zwackh, W. v., Die Lichenen Heidelbergs. Heidel- 
berg 1883. 


Exsiccaten-Sammlungen. 


Arnold, Lichenes exsiccati Tiroliae et Bavariae 
australis., 
Jack, Leiner und Stizenberger, Badische Krypto- 
gamen. 
Massalongo, A., Lichenes Italiae exsiccati. 
Rabenhorst, L., Lichenis Europaei exsiccati. 
— Cladoniae Europaeae. 
Rehm, H., Cladoniae exsiccatae. 


IIl. Die Algen. 


Die Algen sind dadurch charakterisiert, dass sie, 
rein oder vermengt, stets Chlorophyll enthalten; 
infolge dessen besitzen sie die Fähigkeit zu assi- 
milieren, d. h. aus den Elementen Kohlenstoff, 
Wassertoff, Sauerstoff und Stickstoff, welche in dem 
umgebenden Medium in verschiedenen, zumeist 
anorganischen Verbindungen enthalten sind, unter 
Mitwirkung gewisser Salze und unter dem Einflusse 
des Sonnenlichts organische Verbindungen, vor- 
züglich Stärke und Eiweissstoffe, zu bilden. Hierin 
liegt der alleinige Unterschied der Algen von den 
Pilzen. Diese besitzen niemals Chlorophyll, bedürfen 
also zur Ernährung schon vorgebildeter organischer 
Stoffe. 

Bei der Klassifikation der Algen begegnet man 
fast denselben Schwierigkeiten wie bei den Pilzen. 
Eine Vergleichung der aufgestellten Systeme lässt 
drei verschiedene Richtungen erkennen. Entweder 
basiert das System nur auf dem vegetativen Cha- 
rakter der Alge, oder es ist nur auf die Repro- 
duktionsorgane Rücksicht genommen, oder endlich 
ist durch Vereinigung beider Methoden ein mög- 
lichst natürliches System angestrebt worden. Letz- 
tere Methode verdient jedenfalls den Vorzug, da 
durch sie natürliche Verwandte nicht von einander 
getrennt werden und auch die Fortpflanzungsorgane 
zu ihrem Rechte kommen. 

Das Chlorophyll ist in den Zellen der Algen ent- 
weder rein vorhanden oder mit andern Farbstoffen 
vermischt, wodurch die mannigfachsten Farbentöne 
hervorgerufen werden. Auf dies Vorkommen cha- 
rakteristischer Farbstoffe gründete Harvey sein 
System. 


RN, a 


Nach ihm zerfallen die Algen in: 
Rhodospermeae. — Zellplasma durch Phyco- 
erythrin rot gefärbt. 
Melanospermeae. — Zellplasma durch Phycophäin 
braun gefärbt. 
Cyanophyceae. — Zellplasma durch Phycocyan 
meist blaugrün gefärbt. 
Chlorospermeae. — Zellplasma rein chlorophyli- 
grün. 
Der vorzüglichen Bearbeitung der Meeresalgen 
für Rabenhorsts Kryptogamenflora durch W. Hauck 
liegt dieses System ebenfalls zu Grunde. 


ri. Das Einsammeln der Alsen, 


Algen lassen sich ebenso wie Flechten und 
Pilze das ganze Jahr hindurch sammeln, da eben 
gewisse Familien derselben sehr wenig empfindlich 
gegen Temperaturunterschiede sind. Wie bei allen 
Pflanzenabteilungen, so bemerken wir jedoch auch 
bei den Algen bestimmte Vegetationsperioden. Wäh- 
rend Diatomeen im Frühjahr am besten gedeihen, 
ist für Desmidiaceen der Herbst die günstigste Zeit 
ihrer Entwickelung. Andere Arten, z. B. Ulothrix, 
ziehen den Anfang der wärmeren Jahreszeit, die 
Monate Juni und Juli vor; späterhin im Jahre würde 
man diese vergeblich suchen. Die meisten Arten 
kehren. konstant jedes Jahr wieder, vorausgesetzt, 
dass ihre Wohnplätze durch die stets fortschreitende 
Kultur nicht zerstört worden sind. Andere Arten 
lieben es, obgleich man sie jahrelang an derselben 
Stelle beobachtet und gesammelt hat, plötzlich zu 
verschwinden, um vielleicht erst nach Jahrzehnten 
wieder aufzutauchen. Ein lehrreiches Beispiel hier- 


EDER IE EORE 


für bietet Hydrodictyon utriculatum Zo/h, welche 
Alge oft plötzlich erscheint und Wasserbassins, 
Fischteiche etc. in ungeheurer Menge erfüllt, um 
dann wieder völlig spurlos zu verschwinden. 

Der Sammler wird also hierauf Bedacht nehmen 
müssen. Es ist jedenfalls vorteilhaft, gleich beim 
ersten Auffinden einer Alge so viel Material mit- 
zunehmen, dass man zahlreiche Exemplare anfer- 
tigen kann. Ein Ausrotten der Alge ist nicht zu 
befürchten. 

Wo Wasser in der Natur vorhanden ist, da 
siedeln sich auch Algen an. Wir dürfen also nicht 
allein in grösseren Gewässern, in Meeren, Seen, 
Flüssen und Bächen nach Algen suchen, sondern 
auch die Pfützen, Tümpel und Lehmlachen, selbst 
die unbedeutendsten Wasseransammlungen nicht 
ausser acht lassen. Ferner bieten überrieselte Fel- 
senwände, die von dem ausströmenden heissen Dampf 
der Dampfmaschinen betroffenen Mauern der Fabri- 
ken, die Innenwände der Warmhäuser in botanischen 
Gärten, Abzugskanäle u. s. w. eine reiche Fülle von 
Algentypen dar. Wieder andere Arten wachsen 
zwischen überrieselten Moose, an dem Holze der 
Brunnen und auf feuchter Erde. 

Die grösseren Algen, vornehmlich die im Meere 
wohnenden Florideen und Fucoideen, ferner die 
grünen, fadenartigen, unter Wasser an Pflanzen, 
Holz und Steinen festsitzenden, oft lang flutenden 
Confervaceen, Zygnemaceen etc. fallen leicht ins 
Auge. Wesentlich anders liegt die Sache bei den 
kleineren Arten. Der Laie oder oberflächliche Be- 
obachter wird oft an Lokalitäten achtlos vorüber- 
gehen, an denen der Kenner manche seltene Art 
findet. 

Alle grünen oder braunen Anflüge an feuchtem 


Be 


Holze, die schleimigen Massen an Holz, Steinen und 
Pflanzenteilen unter Wasser, die rostbraunen oder 
grünlichen Schlammschichten halb ausgetrockneter 
Pfützen und Lachen enthalten Algen. Da für diese 
Formen nur die mikroskopische Untersuchung ent- 
scheidend ist, so ist man gezwungen, alles das- 
jenige mitzunehmen, .das anscheinend Algen ent- 
hält. Der Gedanke „diese oder jene Art besitze ich 
schon,‘ darf hier nie Raum gewinnen. 

Ferner sind zu verschiedener Zeit dieselben 
Lokalitäten wieder aufzusuchen. Oft entwickeln sich 
in späterer Jahreszeit auf den schon früher an dem- 
selben Orte gesammelten Algen Parasiten, oder hat 
man bei dem ersten Besuch der Lokalität nur ste- 
rile Exemplare gesammelt, so suche man später 
fertile Exemplare zu erhalten. 

Zur Ausrüstung des Algensammlers gehören fol- 
gende Gegenstände: 

I. Eine Partie geölten Schreibpapiers zum Ein- 
wickeln der einzelnen Algenarten, oder anstatt 
dieses Papiers kleine Stücke Wachstuch oder 
Kautschuk-Leinwand. 

Ein grösseres Stück Wachstuch oder Kaut- 

schuk-Leinwand zum Einpacken der kleineren 

Pakete. 

3. Eine Anzahl kleiner, am besten viereckiger 
Flaschen mit weiter Mündung, um gesammelte 
Diatomaceen, Desmidiaceen etc. zu transpor- 
tieren. Die Flaschen werden mit Korkstöpseln 
verschlossen. Die Zahl der mitzunehmenden 
Flaschen wird sich stets nach der Dauer der 
betreffenden Exkursion richten. 

4. Eine etwa 6 cm weite, gestielte Blechschale 
zum Herausfischen und Auffangen der mit der 
Hand nicht zu erreichenden Algen. Zweck- 


186) 


—. 80. — 


„ mässig ist es, diese Blech- 
P schale an einer Stelle des Ran- 
des, am besten an der rechts 
vom Stiele gelegenen Seite, 
mit nach innen gekrümmten, 
kleinen Zähnen versehen zu 
lassen, an denen die Algen 
leichter haften bleiben (Fig. 6). 
Unter Umständen kann man 
auch ein Thee-Sieb an Stelle der Blechschale 
verwenden. 

5. Ein Blechlöffel zum Abheben der Diatomeen 
enthaltenden obersten Schlammschichten. Wenn 
es der Algensammler irgend möglich machen 
kann, so nehme er 

6. ein kleines Taschenmikroskop mit, um sogleich 
an Ort und Stelle die Algen auf ihre Brauch- 
barkeit hin prüfen zu können. 

Messer und Wanderstab noch namentlich auf- 
zuführen, ist wohl kaum nötig, da ohnehin diese 
Gegenstände jeder Botaniker bei sich hat. Der 
Botanisierrrommel bedarf der Algologe nicht, auch 
kann er in den meisten Fällen die Pflanzenmappe zu 
Hause lassen. Er vermag schon eine gute Anzahl 
Arten in den Taschen seines Rockes zu transpor- 
tieren. Das grössere Stück Wachstuch schützt hin- 
länglich die Kleider gegen abtröpfelndes Wasser. 

Nach der Ankunft zu Hause bringt man jede 
Art der gesammelten Algen für sich in Gefässe mit 
weichem Wasser (Fluss-, See- oder Regenwasser). 
Im Wasser der Brunnen und Wasserleitungen der 
Städte sterben fast alle Algen bald ab. Hat man 
Vaucherien gesammelt, so sind diese zuerst zu 
präparieren, da sie sich auch im weichen Wasser 
nur kurze Zeit aufbewahren lassen; andere Arten 


pe 


halten mehrere Tage aus, ohne zu verderben. Durch 
Zusatz einer geringen Menge Salzsäure lassen sich 
eintretende Fäulniserscheinungen hemmen. Arten 
aus fliessenden Gewässern sind auch eher zu prä- 
parieren als solche aus stagnierenden Gewässern 
entnommene. Auf Exkursionen in entfernten Ge- 
senden wird man selten Zeit und Gelegenheit haben, 
die Algen sogleich zu präparieren. Um dieselben 
nun längere Zeit zu erhalten, giesse man auf die in 
den Gläsern befindlichen Algen halb mit Wasser ver- 
dünnten Spiritus. Der Spiritus extrahiert freilich die 
Farben, doch schadet dies nicht viel. Man muss 
aber später auf der Etikette bemerken, dass die 
Alge in Spiritus gelegen habe. 


2. Das Praparieren der vesammelten Algen. 


Die Familie der Algen nimmt hinsichtlich des 
Artenreichtums unter den Kryptogamen die zweite 
Stufe ein, sie wird hierin nur von den Pilzen über- 
troffen ; andrerseits aber zeigen uns die Algen einen 
solchen unerschöpflichen Wechsel der Formen, dass 
ihnen in diesem Punkte unbedingt der erste Rang 
zugesprochen werden muss. Werfen wir nur einen 
Blick auf die Extreme — die mikroskopischen ein- 
zelligen Diatomeen und die riesenhaften Fucoideen 
des Ozeans — so geht dies hieraus schon zur Ge- 
nüge hervor. Innerhalb dieser Grenzen finden wir 
die zahlreichen Formen jener bald fadenförmigen, 
bald breit hautartigen, oder krustenförmigen, schlei- 
migen, gallertartigen und steinartigen Algen. 

Jede dieser angeführten Formverschiedenheiten 
erfordert auch eine besondere Präparationsmethode. 

Wenn ich, dem Vorgange ]J. Naves folgend, bei 

6 


BR 


der Besprechung der einzelnen Abteilungen von der 
systematischen Einteilung abweiche und das habi- 
tuell Gleiche mit Gleichem vereinige, so geschieht dies 
zu dem Zwecke, um die sonst unvermeidlichen Wie- 
derholungen so viel wie möglich zu umgehen. 

Beginnen wir mit den Diatomaceen. 

Die Diatomaceen sind einzellige Algen, welche 
selten zu bandförmigen oder durch ausgeschiedenen 
Schleim verbundenen Familien vereinigt sind. Die 
Zellhaut verkieselt (Kieselalgen) und besteht aus zwei 
von einander trennbaren Hälften, von denen die 
eine über die andere weggreift, ähnlich wie der 
Deckel einer Schachtel über den unteren Teil der- 
selben. Sie enthalten in ihren Zellen einen cha- 
rakteristischen Farbstoff, ein Gemenge von Chloro- 
phyll und Diatomin oder Phycoxanthin. 

Die Verbreitung der Diatomaceen ist unermess- 
lich. Wohl in jeder, selbst der kleinsten Wasser- 
ansammlung, findet man ihre Vertreter. Je nach 
der chemischen Beschaffenheit des Wassers wechseln 
die Formen. So sind dem salzigen Wasser des 
Meeres, dem brackigen Wasser und dem süssen 
unserer Landseen und Flüsse charakteristische Arten 
eigentümlich. Sehr häufig finden sich ferner Diato- 
maceen an vom Wasser berieselten Mauern und 
Steinwänden, an feuchten Felsen und Bergabhängen, 
in den Polstern der Moose oder in den Lagern 
anderer Algengattungen. 

Die verkieselte Zellhaut, der Kieselpanzer, der 
Diatomaceen ist unverweslich. Jahrtausende gehen 
an ihm spurlos vorüber. Die Struktur der Wan- 
dungen erleidet keine Veränderung. Durch diese 
Eigentümlichkeit erlangen die Diatomaceen eine 
hohe geologische Bedeutung. Jene fossilen Diato- 
meenlager sind ein sprechendes Zeugnis. Nament- 


ee 


lich kommen Diatomaceen in solchem Boden vor, 
der Ueberschwemmungen ausgesetzt ist. So ist z. B. 
die Ackererde längs des Nils so reich an diesen 
Organismen, dass man in jedem Pröbchen einige 
Kieselpanzer nachweisen kann. Der Schlamm der 
Häfen von Wismar, Cuxhafen und Pillau besteht 
bis zu }s, ja zur Hälfte aus Diatomeenschalen. Durch 
solche im Laufe der Jahrtausende stattfindenden 
Ablagerungen wird es erklärlich, dass diese Wesen 
Felsen, ja grosse, mächtige Gebirgslager erzeugen 
können. Längst bekannt ist, dass der Tripel von 
Bilin in Böhmen und Isle de France, da Bergmehl 
von Lappland, Skandinavien und Santa Fiora in 
Toscana zum grössten Teil aus Diatomaceenschalen 
gebildet sind. Diatomeenlager sind aus den meisten 
Ländern Europas bekannt geworden. Zu den 
grössten gehören die Lager in der Lüneburger 
Heide, in den Spree- und Havelniederungen, in und 
bei Berlin, bei Königsberg i. Pr., Dormblitten Zittau, 
Franzensbad u. s. w. — Im Guano sind mannig- 
fache Arten entdeckt worden. Die Kreidefelsen und 
Feuersteine Griechenlands und des nördlichen Afrika 
enthalten Diatomaceen. Auch im Bernstein sind sie 
nachgewiesen worden. 

Die meisten lebenden Diatomaceen kommen in 
seichten Gewässern vor, jedoch sind auch Arten 
aus bedeutenden Tiefen der Meere heraufgezogen 
worden. Sie überziehen den Bodenschlamm, ins 
Wasser gefallene Blätter, Steine, unter Wasser be- 
findliche Pflanzenteile mit einer meist rotbraunen 
Sehbieht..) Sehr oft, reissen ‚diese ‚Laser, ab ung 
schwimmen in grösseren oder kleineren Flocken auf 
der Oberfläche stagnierender Gewässer. Die zwischen 
Moosen und Fadenalgen lebenden Arten werden 
samt diesen eingesammelt. Man darf jedoch den 


Be er 


betreffenden Rasen nicht stark ausdrücken, weil da- 
durch die meisten Diatomaceen zugleich mit dem 
abfliessenden Wasser entfernt werden. Zu Hause 
wäscht man diese Moos- oder Algenpolster tüchtig 
aus, lässt die Diatomeen sich zu Boden setzen 
und giesst dann das Wasser ab. Um aus Oscil- 
larien-Rasen, welche gern von Diatomeen bewohnt 
werden, reines Material zu erhalten, kocht man in 
einem Porzellanschälchen den Rasen mit starker 
Salz- oder Salpetersäure. Dadurch werden die sonst 
unvermeidlichen Bruchstücke der Oscillarien zerstört 
und es bleiben nur die Kieselpanzer der Diatomeen 
übrig. Findet sich Sand zwischen denselben, so 
wird derselbe durch Schlämmen entfernt. Ebenso 
muss auch die den Schalen anhaftende Säure ent- 
fernt werden. Man bringt die Diatomaceen in ein 
Gefäss mit destilliertem Wasser und schüttelt sie 
tüchtig um. Nachdem sich die Schalen gesetzt 
haben, wird das Wasser vorsichtig abgegossen. Diese 
Prozedur wird so oft wiederholt, bis in das Wasser 
getauchtes Lackmuspapier sich nicht mehr rötet, 
ein Zeichen, dass keine Spur von Säuren mehr 
vorhanden ist. 

Selten wird man die auf Schlamm vegetierenden 
Diatomaceen rein einsammeln können; der rot- 
braune Ueberzug des Schlammes wird mit einem 
Löffel abgehoben, etwa auf der Oberfläche des 
Wassers schwimmende, losgelöste Schlammflocken 
werden aufgefangen und mit ersterem in einer 
Flasche transportiert. Um nun diese Diatomaceen 
rein zu erhalten, d. h. sie von den beigemengten 
erdigen Bestandteilen zu befreien, ist es nötig, die- 
selben zu schlämmen. Die ganze Schlammmasse 
wird in einem grösseren, mit Wasser gefüllten Ge- 
fässe tüchtig durchgerührt und dann so lange ruhig 


ENROR RN 


stehen gelassen, bis die gröbsten Beimengungen — 
Sandkörner — zu Boden gesunken sind. Die viel 
leichteren Diatomaceen schwimmen noch alle im 
Wasser. Letzteres wird nun in ein zweites Gefäss 
gegossen. Nach kurzer Zeit giesst man die Flüssig- 
keit in ein drittes Gefäss und fährt so fort. Da 
die einzelnen Diatomaceenarten verschieden schwer 
sind, so sind durch dies wiederholte Umgiessen 
auch die grösseren und zugleich schwereren von 
den leichteren Arten geschieden. Der Bodensatz 
der einzelnen Gefässe wird nun unter dem Mikro- 
skop geprüft. Um die Sandkörner zu entfernen, 
bringt man den Bodensatz in ein Wasserglas und 
giesst etwa I cm hoch Wasser darauf. Nach meh- 
reren Minuten haben sich Sandkörner und Diato- 
maceen zu Boden gesetzt. Man ergreift nun das 
"Glas, führt es auf der Tischplatte schnell im Kreise 
herum, so dass die Flüssigkeit in rotierende Be- 
wegung versetzt wird. Die schwereren Sandkörner 
rollen am Grunde des Gefässes, während die leichten 
Diatomaceen emporgerissen werden. Nun giesst man 
das Wasser schnell in ein zweites Gefäss. Durch 
Wiederholung dieser Manipulation lassen sich fast 
sämtliche Diatomaceen herauswaschen. Um reines 
Material von lebenden Diatomaceen zu erhalten, 
empfiehlt sich auch folgende Methode. Man breitet 
den sie enthaltenden Schlamm auf einem flachen 
Teller aus, bedeckt letzteren mit einem Stück dünner, 
weisser Leinwand und stellt ihn ins Licht. Die 
Diatomaceen sammeln sich nach einiger Zeit auf 
der Oberfläche und können so bequem abgeschöpft 
werden. Diese Methode ist jedoch nicht für alle 
Arten anwendbar. 

Die verschiedene Schwere der Arten gibt ein 
gutes Mittel, die einzelnen Arten zu sondern. Munro 


a 


empfiehlt, die gereinigten Diatomaceen in eine etwa 
ı m lange und I cm weite, unten durch eine Vor- 
richtung verschliessbare Glasröhre zu bringen. Nach 
ungefähr einer Minute lässt man die unterste Wasser- 
schichte abfliessen, nach etwa drei Minuten eine 
neue und so fort in immer längeren Intervallen, 
bis das ganze Wasser abgelassen ist. Natürlich hat 
man jede Wassermenge in ein besonderes Gefäss 
fliessen lassen. Die schwersten Arten, welche inner- 
halb einer Minute zu Boden sinken konnten, werden 
sich nun in dem ersten Gefässe befinden, in dem 
zweiten die nächst schwereren u. s. w. Hat man 
Material von toten Diatomaceen, so zerteilt man 
dasselbe fein in Wasser, schüttelt es tüchtig durch 
und lässt es stehen. Die lufthaltigen Schalen wer- 
den längere Zeit von dem Wasser getragen — wäh- 
rend die Beimengungen zu Boden sinken — und: 
können abgegossen werden. Durch wiederholtes, 
vorsichtiges Schlämmen wird die weitere Reinigung 
des Materials erzielt. 

Um die organische Substanz der Diatomaceen 
zu entfernen, kocht man sie in einem Porzellan- 
schälchen mit englischer Schwefelsäure und doppelt- 
chromsaurem Kali, indem man das angefeuchtete 
Material mit Schwefelsäure übergiesst und so lange 
kleine Mengen des Kali zufügt, bis kein Aufschäu- 
men mehr erfolgt. Hierauf wird das Material durch 
Wasser von den Reagentien befreit. Ist etwa noch 
Sand den Diatomaceen anhaftend, so wird derselbe 
durch Schlämmen entfernt. Von flockigen Massen 
befreit man die Schalen am besten durch Kochen 
mit Seifen- oder Ammoniakwasser. 

Das so gewonnene reine Material wird bis zur 
Herstellung des Präparates in Weingeist oder in 
mit Karbolsäure versetztem Wasser aufbewahrt. 


BE 


Trockenpräparate für die Präparatensammlung 
stellt man her, indem man einen Tropfen dieser 
Flüssigkeit mit einem Pinsel auf den Objektträger 
oder besser auf das Deckglas bringt. Um die Schalen 
vor Druck zu schützen, empfiehlt es sich, mit einem 
Pinsel auf den Objektträger einen dem Deckglas 
entsprechenden Rahmen von recht dickflüssigem 
schwarzen Maskenlack (Nr. 3) zu ziehen. Später 
kann der vollständige Verschluss des Präparats mit 
demselben Lack vollzogen werden. Hat man Gly- 
cerinpräparate, so ist als Verschlussmittel Kanada- 
balsam anzuwenden. 

Um Herbarpräparate herzustellen, wird die die 
Diatomaceen enthaltende Flüssigkeit auf Glimmer- 
blättchen aufgetragen. 

Die fertigen Glimmer-Präparate werden in Papier- 
Konvolute eingeschlossen. Dem Konvolut ist eine 
solche Form zu geben, dass sich die Glimmer- 
blättchen oder Glastafeln nicht verschieben können. 
Durch die sonst unvermeidliche Reibung würde das 
Präparat beschädigt werden. 

Solche Konvolute sind sehr leicht hergestellt. 
Man verfertigt Papierstreifen nach Figur 7, legt ' 
das Glimmerblättchen auf den gleich grossen Teil 
des Papiers ı, biegt diesen auf 2 und beide auf 
3 über; die Seitenteile‘ 4. werden ebenfalls auf 3 
übergebogen; oder man nimmt ein viereckiges Stück 
(Fig. 7), legt das Präparat auf die Mitte des Ab- 
schnittes ı, biegt diesen auch auf 2 und beide auf 
3 über; die freibleibenden Seiten werden schräge 
übergebogen, so dass das fertige Konvolut die Fig. a 
zeigt. Abschnitt 4 dient zum Aufkleben der Etikette. 

Den Diatomaceen schliessen sich in Bezug auf 
Lebensweise, Vorkommen und Präparation die 
Desmidieen an. 


ea 


Es sind dies oft sehr zierliche Organismen. Die 
Zellen sind stets symmetrisch, häufig in der Mitte 
eingeschnürt, einzeln oder zu einfachen Fäden ver- 
bunden. Der Zellinhalt besteht aus Chlorophyll. 


= 
re EN Te 7 
Glommer., | 


| 
an 


blattehen 


| | | 


Fig. 8. 


Die Desmidieen sind 
Bewohner der stehen- 
den süssen Gewässer, 
der Teiche, Sümpfe 
und Gräben. Vorzüg- 
lich finden sie sich in 
grosser Menge und 
Mannigfaltigkeit in den 
Wasseransammlungen 
der Torfstiche und Moore. Im Herbst erreichen 
diese Pflänzchen den Höhepunkt ihrer Entwickelung. 
Man trifft dann nicht selten auf Wasseransammlungen, 
auf deren Grund die Desmidieen eine ausgebreitete, 


ano Or 


grüne Schicht bilden. Diese sucht man mit einem 
Löffel vorsichtig abzuheben. Oft erhält man dann 
die Art rein, ohne jegliche Beimengungen. Die von 
Desmidieen bewohnten Sphagnum-Polster sind leicht 
zu erkennen; sie sind mit einem grünlichen Schleim 
bedeckt und fühlen sich etwas klebrig an. Beim 
Einsammeln darf man. die Sphagneen nicht aus- 
drücken, weil sonst zugleich mit dem abfliessenden 
Wasser die meisten Desmidieen entfernt werden. 
Zu Hause wäscht man die Algen von den Sphag- 
neen ab. Nach einiger Zeit setzen sich die ersteren 
am Boden und an den Wänden des Glases ab und 
können nun mit einem Pinsel auf Glimmerblättchen 
übertragen werden. 

Will man ein solches Trockenpräparat. unter dem 
Mikroskope betrachten, so muss dasselbe angefeuchtet 
werden. Dies lässt sich am besten durch mehr- 
maliges Anhauchen bewerkstelligen. Dadurch setzt 
sich so viel Feuchtigkeit ab, dass die Desmidieen 
anquellen. Das Objekt wird nun mit einem Deck- 
gläschen bedeckt und unter das Mikroskop gebracht. 
Ohne Anwendung des Deckglases beschlagen die 
Linsen des Objektivs und geben ein schlechtes Bild. 

Für Dauerpräparate empfiehlt sich als Einbettungs- 
flüssigkeit folgende Mischung: 3 Teile Alkohol, 
2 Teile destilliertes Wasser und ı Teil Glycerin. 
Die Methode selbst ist schon oben (bei den Pilzen) 
näher angegeben. 

Die Protococcoideen erinnern durch ihre äussere 
Erscheinung an die Desmidieen. Der Zellinhalt ist 
chlorophyligrün, sehr selten rotgelb oder braun, 
jedoch niemals blaugrün. Die Membran ist weich, 
nicht verkieselt. — Hierher gehören die Volvoca- 
ceen, Protococcaceen und Palmellaceen. Sie werden 
auf dieselbe Weise wie die Desmidieen präpariert, 


6* 


Bye 


Die sogenannte „Wasserblüte‘“ wird von Ver- 
tretern der Familie der Schizophyceen gebildet. 
Hierher gehören Polycystis, Anabaena, Aphanizo- 
menon etc. Die Zellen enthalten Phycochrom und 
sind sehr verschieden gefärbt, blaugrün, blau, rot, 
violett, orangegelb, aber niemals chlorophyligrün. 
Diese Algen müssen sogleich an Ort und Stelle 
auf Papier aufgefangen werden; sie trocknen sehr 
schnell. 

Zu den Schizophyceen gehören ferner eine An- 
zahl schleimiger und gallertartiger Algen, welche häufig 
blasige Hüllen oder Scheiden bilden. Man findet 
sie in stagnierenden Gewässern, auf feuchtem Erd- 
boden, gern zwischen Moosen und an nassen Felsen. 

Solche Gallertmassen legt man auf Papier und 
lässt, sie, an der. Luft: antrocknen, Bei’ späteren 
Untersuchung feuchtet man sie an, wodurch sie 
meist vollkommen wieder aufquellen. Hierher sind 
die Rivulariaceen und Nostocaceen zu stellen. 

Eine eigene Behandlung erfordert die Gattung 
Oscillaria.. Die Arten derselben bilden auf Schlamm 
spangrüne, stahlblaue oder auch braune Überzüge; 
bei höherem Wasserstande reissen oft solche Massen 
ab und schwimmen als Flocken auf der Oberfläche 
des Wassers. Die eingesammelten Massen bringt 
man zu Hause auf einen tiefen Teller, giesst wei- 
ches Wasser darauf und stellt denselben in helles 
Licht.. Die Oscillarien kriechen bald aus, dem 
Schlamme hervor, sammeln sich an der Oberfläche 
und können nun in beliebig grossen Stücken ab- 
geschöpft werden. Brunnenwasser tötet die Oscil- 
larien schon nach kurzer Zeit. 

Um nun gute Präparate zu erhalten, teilt man 
einen halben Bogen recht starkes, weisses Papier 
in acht Vierecke, befestigt denselben mit Nadeln 


ee 


auf einem Brette und legt in die Mitte jedes Vier- 
ecks ein etwa bohnengrosses Stück des reinen 
Oscillaria-Rasens. Nun giesst man auf jedes Algen- 
stück ungefähr einen halben Theelöffel voll weiches 
Wasser, breitet dasselbe kreisförmig aus und stellt 
dann das Brett an einen hellen Ort. Gar bald 
treten aus dem Oscillaria-Rasen strahlenartige Fäden 
hervor, welche sich bis an den Rand des Wassers 
ausbreiten. Das Wasser verdunstet allmählich und 
die Alge haftet mit ihrem Strahlenkranze fest auf 
dem Papier. Die Oscillaria-Fäden sind sehr zer- 
brechlich; würde man den Bogen frei, ohne ihn 
zu befestigen, hinlegen, so verkrümmt derselbe stark 
und beim Geradebiegen springen die Algen ab. 

Um von Schizophyceen reines Material zur ent- 
wicklungsgeschichtlichen Untersuchung zu erhalten, 
bedient man sich sogenannter Fangapparate. Die 
fadenförmigen Schizophyceen kriechen gern in 
abgestorbene Zellen von Wasserpflanzen, z. B. von 
Lemna, Utricularia etc. oder auch in die Gehäuse 
von Protoceen und mikroskopischen Krebsen (Cypris- 
Arten). Meist wandert je ein Faden in eine Zelle ein. 

Die Schizophyceen haben die Eigenschaft, an 
den Wandungen der Gefässe über die Wassergrenze 
emporzukriechen. Schöpft man nun Material aus 
solcher Gegend, so darf man fast sicher annehmen, 
die Alge unvermischt zu erhalten. Dieses Material 
überträgt man nun in Gefässe, welche ausgekochtes 
Brunnen- oder Sumpfwasser mit den Nährstoff- 
lösungen enthalten und setzt dann die erwähnten 
Fangapparate zu. 

Die Präparation der eigentlichen Fadenalgen, 
z. B. der Confervaceen, Cladophoreen u. s. w. ge- 
schieht folgendermassen: 

Man bringt den grösseren Algenrasen in eine 


— 32 — 


Schüssel mit Wasser, reinigt denselben von allen 
Beimengungen und teilt ihn in so viele Portionen, 
als man Präparate anfertigen will. Diese kleinen 
Stücke legt man in ein zweites Gefäss mit reinem 
Wasser. Man lockert nun den kleinen Rasen so, 
dass nirgends Klumpen oder Knoten vorhanden sind, 
schiebt unter denselben ein entsprechend grosses 
Stück weisses, starkes Schreibpapier, hält mit der 
einen Hand die Alge auf dem Papier fest und zieht 
letzteres langsam aus dem Wasser hervor. Die 
Algenfäden haften an dem Papier fest. Das Wasser 
lässt man von dem Papier gut ablaufen und legt 
die Papierstücke dann frei auf Fliesspapier, bis sie 
fast trocken sind. Dann bringt man sie in die 
Pflanzenpresse.. Um das Ankleben der Algen an 
dem Fliesspapier zu verhindern, bedeckt man die- 
selben mit einem Stück Stearinpapier. 

Solches Stearinpapier ist sehr leicht herzustellen. 
Man überstreut einen halben Bogen Papier mit fein 
zerteilten Stearinabfällen, legt einen zweiten Bogen 
darüber, streut darauf wieder Stearin und fährt so 
fort, bis etwa 5—6 Bogen übereinanderliegen. Durch 
Überstreichen mit einem recht heissen Plätteisen 
schmilzt das Stearin und dringt in die Poren des 
Papiers, wodurch dieses ziemlich wasserdicht wird. 

Zygnemaceen nehmen beim Trocknen stets eine 
bräunliche oder schwärzliche Färbung an. Für die 
Untersuchung der Fadenalgen sind nur fruktifizie- 
rende Arten tauglich. Sterile Vaucherien lassen sich 
z. B. absolut nicht bestimmen. 

Eine Anzahl Algen wachsen krustenförmig auf 
Pflanzenteilen, Rinden, Felsen etc. und bilden auf dem 
Substrat sammetartige oder filzige Überzüge, so z. B. 
Chroolepus, Gongrosira u.a. Diese darf man nicht 
abschaben, sondern muss sie samt dem Substrat 


Mag. 


einsammeln. (Man vergleiche das Einsammeln der 
krustenförmigen Steinflechten). 

Chroolepus verändert beim Trocknen stets die 
Farbe, alle Arten haben Veilchengeruch. Es erüb- 
rigt uns noch, einen Blick auf jene farbenprächtigen, 
formenreichen Florideen und Fucoideen zu werfen. 
Mit nur wenigen Ausnahmen gehören dieselben dem 
Meere an. Begleiten wir den Algologen an den 
Strand des Meeres. Dort breitet er sich aus vor 
unsern Augen, der majestätische Ozean, in seiner 
Ruhe ein Bild der Unendlichkeit, in seinem Wellen- 
spiel ein Bild leichter Beweglichkeit, wildempörter 
Naturkräfte. Wie vertieft sich so gern das Auge in 
das Spiel der Wellen, unermüdet lauscht das Ohr 
dem Donner der Brandung. Wie sie kommt, die 
Flut, brausend ihre Wogenmassen dem Lande ent- 
gegenwälzend, gleichsam als wolle sie in ihren un- 
ergründlichen Schoss die Erde versenken, wie sie 
geht, langsam, immer weiter und weiter den Meeres- 
grund mit all seinen Wundern dem Auge des Men- 
schen enthüllend. Hier ist die Heimat jener Algen, 
In den vielfachsten Schattierungen von Grün, Violett. 
Purpur und Rot bieten sie sich dar. Im allgemeinen 
kann man annehmen, dass das Grün in den Polar- 
gegenden, die Olivenfarbe unter den Tropen, das 
Rot in den gemässigten Zonen vorherrscht. Bald 
finden wir die Algen breit blattartig, wellig oder 
glatt, bald einfach, ganzrandig, bald seltsam durch- 
löchert, mit zierlich ausgeschweiftem Blattrande, 
bald vielfach zerteilt, gefiedert, haarförmig oder faden- 
förmig. 

Wer vermöchte den Formen- und Farbenreichtum 
wiederzugeben, den die Gattungen Delesseria, Poly- 
siphonia, Dasya, Ulva, Halimeda, Bryopsis, Calli- 
thamnion, Thallassiophyllum u. a. zeigen! Das Auge 


— 4 — 


kann sich nicht satt schauen an diesen herrlichen 
Gebilden der Natur. Welch ein Schmuck der Mappe 
des Algologen! 

Mehr als bei allen andern Algen muss den 
Meeresalgen bei der Präparation der natürliche 
Habitus erhalten bleiben. Nicht selten lassen sich 
Dilettanten verleiten, das Präparat durch Abschneiden 
irgend eines Zweiges, durch Einzwingen in eine 
gewisse Stellung, nach ihrer Ansicht zu verschönern. 
Solches Präparat ist dann wohl ein niedliches Bild- 
chen, aber nie und nimmer ein naturwahres Bild 
der Pflanze. 

Die Meeresalgen lassen sich frisch oder auf- 
getrocknet präparieren. Wem also nicht Gelegen- 
heit geboten ist, am Strande selbst die Algen zu 
sammeln und sogleich an Ort und Stelle zu prä- 
parieren, der muss sich das nötige Rohmaterial 
— vorläufig aufgetrocknet — zu verschaffen suchen. 
Die frisch gesammelten Algen werden einfach in 
Salzwasser auf Papier aufgezogen und getrocknet. 
In vielen Fällen giebt solch getrocknetes Roh- 
material bessere Präparate als frisch gesammelte 
Algen. Manche Gattungen, wie Aglaophyllum, Calli- 
thamnion, Polysiphonia u. a. sondern frisch einen 
Teil des Farbstoffes aus und beflecken das Papier. 
Wrangelia wird bei Behandlung mit süssem Wasser 
sofort schwarz. 

Die vorläufig getrocknete Alge legt man in eine 
Schüssel mit reinem Wasser. Nach einiger Zeit 
löst sich die Alge von dem Papier, so dass sie un- 
beschädigt abgenommen werden kann. Hierauf 
drückt und knetet man die Algenmasse mit den 
Fingern, bis sich die zusammengeklebten Fäden 
gelöst haben und sich leicht von einander trennen 
lassen. Mit einer gewöhnlichen Stricknadel breitet 


man nun die Stämmchen und Äste auseinander. Bei 
dieser Manipulation wird auch ersichtlich, ob man 
ein Individuum oder mehrere vor sich hat. Von 
grossen Arten nimmt man zu jedem Präparat ein 
Individuum, von kleineren, gesellschaftlich wach- 
senden mehrere. Nun schiebt man ein entsprechend 
grosses Stück weisses, recht starkes und gut ge- 
leimtes Schreibpapier unter die Alge, hält dieselbe 
mit dem Wurzelende auf dem Papier fest und ver- 
teilt mit der Stricknadel die Hauptstämme und Äste 
über die Papierfläche. Allmählich fortschreitend 
zieht man hierbei das Papier mit der Alge aus dem 
Wasser heraus. Die feinsten Verzweigungen der 
Bryopsis-, Callithamnion-, Ceramium-, Polysiphonia- 
Arten breiten sich jedoch selten gut aus. Man 
bringt desshalb mit einem weichen Pinsel einen recht 
grossen Tropfen Wasser auf die zusammenklebenden 
Ästchen. Das Wasser hebt dieselben empor und 
breitet sie aus. Mit einer kleinen Glasspritze, die 
man in jeder Glashandlung sehr billig kauft, saugt 
man nun das Wasser so viel wie möglich auf. Die 
Ästchen liegen schön ausgebreitet auf dem Papier. 
Den Rest des Wassers lässt man verdunsten. Bevor 
die Alge trocken ist, wird sie in die Pflanzenpresse 
gebracht und völlig getrocknet. Damit die Algen 
an dem Fliesspapier nicht ankleben, bedeckt man 
sie mit dem schon erwähnten Stearinpapier. 

Die blattartigen Laminarien trocknet man wie 
Phanerogamen in Fliesspapier und befestigt sie 
dann auf weissem Schreibpapier. Sollten kleine 
Papierfragmente an der Alge kleben, so betupft man 
diese mit Wasser und entfernt sie dann leicht mit 
einem Radiermesser. 

Die kalkführenden Algen (Corallineen) müssen 
vor der Untersuchung so lange in verdünnte Salz- 


REN 


säure gelegt werden, bis der Kalk aufgelöst ist. 
Die gemachten Schnitte werden durch Ausspülen in 
destillierttem Wasser von der anhaftenden Säure 
entfernt. 


TutteratnT. 


. Agardh, C. A., Systema Algarum. Lund 1824. 
— lIcones Algarım europaearum. Leipzig 
1828— 1835. 
Agardh, J. G., Species, genera et ordines Algarum. 
Lund 1848— 1870. 
Dodel-Port, A.,Illustriertes Pflanzenleben. Zürich 1883. 
Grunow, A., Die österreichischen Diatomaceen. 
Wien 1862. 
Hauck, F., Die Meeresalgen. Band II. von Raben- 
horst, Kryptogamenflora. Leipzig 1882 —84. 
Kirchner, O., Algenflora von Schlesien. Breslau 
1878, 
Kützing, F. T., Die kieselschaligen Bacillarien oder 
Diatomeen. Nordhausen 1844. 
—  Phycologia germanica.. Nordhausen 18435. 
— Toabulae phycologicae. 19 Vol. Nordhausen 
1845— 1809. 
— Species Algarum. Lipsiae 1849. 
Rabenhorst, L., Flora europaea algarum aquae dulcis 
et submarinae. II Vol. Lipsiae 1864— 1868. 
— Kryptogamenflora von Sachsen, der Ober- 
lausitz etc. Leipzig 1853. 
— Die Süsswasser-Diatomaceen. Leipzig 1853. 
Schmidt, A., Atlas der Diatomaceenkunde. Aschers- 
leben 1874—82. | 
Wollny, R., Die Meeresalgen von Helgoland. Dres- 
den 1880. 


N 


Exsiccaten-Sammlungen. 


Areschoüg, J. E., Algae Scandinavicae exsiccatae. 
Ser. Nov. Fasc. I-VII. Upsaliae. 

Crouan, H. M. et P. L., Algues marines du Finis- 
tere. Brest 1852. 

Desmazieres, ]. B..H. ].,' Plantes 'eryptogames de 
France.‘ TI. Ser. Nr. 12200. 

Erbario crittogamico italiano. Genova - Milano 
1808—82. 

Hohenacker, R. F., Algae marinae exsiccatae. 6 Cen- 
turien. Kirchheim 185 1—62. 

Jürgens, G. H.B., Algae aquaticae etc. Dec. 1—20. 
Jever 1816— 22. 

Te Jolis, ‘A. Algues marines de’ Cherbourg. 

Rabenhorst, L., Die Algen Sachsens. Dec. I— 100. 
Dresden 1848—6o. 

— Die Algen Europas. Dec. 1—259. Dresden 

1861 —79. 

Richter, P., et Hauck, F., Phycotheca universalis. 
Leipzig 1885. 

Wittrock, V. B. et Nordstedt, O., Algae aquae 
duleis exsiccatae etc. Fasc. I—14. Upsala 
1877 — 84. ; 


Fir RE 


IV. Die Armleuchtergewächse (Characeen). 


Die habituell an höher stehende Gewächse er- 
innernden Characeen schliessen sich in ihrem Bau 
eng den Algen an und wurden deshalb früher 
einfach zu denselben gezählt; durch die Bildung 
eines Vorkeims und den Bau der Spermatozoiden 
stimmen sie andererseits mit den Moosen überein. 
Trotz ihrer weiten Verbreitung über den ganzen 
Erdball sind die Characeen doch morphologisch eng 
begrenzt und selbst dem ungeübten Blicke in allen 
ihren Formen leicht erkennbar. 

Die kleine Familie besteht aus fünf Gattungen, 
die sich in die beiden Unterfamilien Nitelleae und 
Chareae gruppieren. Zu ersterer gehören die Gat- 
tungen Nitella und Tolypella. Dieselbe wird charak- 
terisiert durch stetes Fehlen der Berindung des 
Stengels und der Blätter und das zehnzellige, aus 
zwei übereinanderliegenden, fünfzelligen Kreisen ge- 
bildete Krönchen des Samens. Letztere Gruppe 
— Chareae — umfasst die Gattungen Lampro- 
thamnus, Lychnothamnus und Chara. Die Arten 
derselben sind teils berindet, teils unberindet. Das 
Krönchen des Samens besteht nur aus einem fünf- 
zelligen Kreise. 

Fast alle Arten zeigen einen ausserordentlichen 
Formenreichtum, der Veranlassung gab zur Auf- 
stellung einer grossen Anzahl unhaltbarer Arten. 
Den Forschungen A. Brauns, v. Leonhardis, Nord- 
stedts u. a. blieb es vorbehalten, dieselben auf das 
richtige Mass zurückzuführen. 

Die Characeen bewohnen Seen, Teiche, Gräben, 
Torflöcher, Sümpfe, Lehmlachen u. s. w., seltener 
findet man sie in schnell fliessenden Gewässern. 


NG 


Sie treten gewöhnlich am Rande der Gewässer auf, 
bis zu einer Tiefe von I—2 m. Doch kommen 
sie auch in beträchtlicherer Tiefe vor. So wurde 
die seltene Chara dissoluta A. Br. in dem Neuen- 
burger See von Bulnheim aus einer Tiefe von 
ca. 18 m hervorgezogen. Viele Arten lieben schwach 
salziges Wasser (Brackwasser), einige wachsen selbst 
im. Meere. 

Beim Sammeln der Characeen durchsuche man 
Schritt vor Schritt die von ihnen bewohnten Loka- 
litäten; bei der grossen habituellen Ähnlichkeit der 
Arten wird man sonst leicht irgend eine oder die 
andere Art übersehen. So wächst z. B. Ch. jubata 
A. Br. gern nesterweise zwischen den Rasen der 
Che foetida: A..Bei: und: Ch. veontrania .AF: Brs;:Ch, 
tenuispina liebt die Gesellschaft von Ch. foetida 
und Ch. fragilis Desv. 

Oft wird man erst durch Bruchstücke in eingesam- 
melten, getrockneten Rasen auf das Vorkommen 
anderer Arten aufmerksam gemacht. Die so zierlichen 
kleinen Nitella-Arten— N. tenuissima undN. batracho- 
sperma — sind oft ganz im Schlamm versteckt und 
erfordern daher eine sehr genaue Untersuchung der 
geeigneten Lokalitäten. Da bei einigen Arten die 
charakteristischen Merkmale in trockenem Zustande 
oft deutlicher hervortreten, so beachte man jede 
auch noch so geringfügig erscheinende Abweichung 
im Habitus der Pflanze, nehme von jeder Lokalität, 
jeder Form Exemplare mit nach Hause. Oft wird 
man da durch eine neue Art oder Form freudig 
überrascht werden. 

Die meisten Charen kommen in inkrustiertem 
Zustande vor; sie besitzen eben das Vermögen, 
Kalk aus dem Wasser auszuscheiden und sich da- 
mit zu bedecken. Hierdurch wird aber eine grosse 


— 100° — 


Brüchigkeit aller Teile der Pflanze hervorgerufen, 
welche bei getrockneten Exemplaren in noch höhe- 
rem Masse auftritt. Der Sammler wird also immer 
mit grosser Vorsicht verfahren müssen, wenn er 
gute, unverletzte Exemplare erhalten will. 

Die Characeen sind entweder diöcisch oder monö- 
cisch. Bei ersteren treten die männlichen und weib- 
lichen Fortpflanzungsorgane — Antheridien und Arche- 
gonien — auf derselben Pflanze auf, bei letzterer sind 
sie auf verschiedene Individuen verteilt. Man muss 
sogleich an Ort und Stelle sich über diesen Punkt 
Klarheit verschaffen. Hat man eine monöcische 
Art gesammelt, so suche man in der Nähe nach, 
ob nicht auch die Pflanzen des entgegengesetzten 
Geschlechts vorkommen. Die kleinen roten Anthe- 
ridienkügelchen fallen sehr leicht ins Auge. Sie 
verleihen der Pflanze oft ein sehr zierliches Aus- 
sehen. Ferner achte man gleich beim Einsammeln 
darauf, ob die Fruktifikationsorgane mit einer Gallert- 
hülle bedeckt sind. Es ist dies ein wichtiger Punkt 
beim Bestimmen der Nitella-Arten, in trockenem 
Zustande ist diese Gallerthülle sehr schwer nach- 
zuweisen, und sind dann einzelne Arten kaum sicher 
zu bestimmen. 

Einige Arten tragen an ihren untern, im Schlamme 
versteckten Teilen sehr charakteristische, weisse, 
Stärkemehl enthaltende Knöllchen — Bulbillen. Es 
ist also entschieden zu verwerfen, die Pflanze ein- 
fach abzureissen, stets muss man sie behutsam aus 
dem Boden hervorzuheben suchen, um die untern 
Teile auf die angeführten Bulbillen zu untersuchen. 
Chara stelligera verdankt ihren Namen diesen zier- 
lichen, sternförmigen Knöllchen, 

Beim Sammeln jeder Art naturwissenschaftlicher 
Objekte gilt als Grundbedingung: instruktive und 


— 11 — 


vollständige Exemplare zu erhalten. Wie schon 
erwähnt, zeichnen sich die Characeen durch grosse 
Zerbrechlichkeit aus. Es ist also schon beim Heraus- 
heben aus dem Wasser darauf zu achten, dass die 
einzelnen Pflanzen nicht durcheinandergewirrt und 
verwickelt werden, sie müssen vielmehr so zu liegen 
kommen, dass sie leicht von einander abgehoben 
werden können. Dies gelingt am besten, wenn man 
die Pflanzen mit der Hand selbst herausholen kann. 
Erfasst man die Pflanze an den oberen Teilen, so 


Fig. 10. 


erhält man fast stets Bruchstücke; es ist daher 
nötig, die Pflanzen möglichst an den Wurzelenden 
zu ergreifen; man umspannt ein Büschel derselben, 
zieht es langsam heraus, so dass ein Umbiegen und 
Verwirren der einzelnen Individuen vermieden wird. 
Bei Arten, die in tieferem Wasser wachsen, scheue 
man selbst ein Bad nicht, um gute Exemplare zu 
erhalten. Die angewandte Mühe wird reichlich be- 
lohnt. Ist jedoch die Jahreszeit zum Baden nicht 
angemessen, oder sind andere Ursachen diesem 
hinderlich, so muss man sich schon nach andern 
Hilfsmitteln umsehen. Als Notbehelf könnte ein an 
einer langen Stange befestigter Haken dienen. 
Bessere Dienste leistet der von Caspary empfohlene 


— 102 — 


Rechen, den man sich vom Schmied nach vor- 
stehender Zeichnung aus Eisen anfertigen lässt. 
An der Öse des Stieles befestigt man die Leine. 
Der ganze Apparat wiegt ungefähr ı—ı!la Kilo. — 
Man wirft den Rechen in das Wasser und zieht ihn 
mit der Leine zurück. Vermöge seiner Schwere 
schleift derselbe am Grunde des Wassers, an den 
Zähnen bleiben die abgerissenen Charen hängen. 
Hat man einen Kahn zur Verfügung, so fährt man 
langsam über die mit Charen bewachsene Stelle hin, 
den ausgeworfenen Rechen an der Leine nach sich 
ziehend. Sobald man spürt, dass sich an dem 
Rechen Pflanzen angesetzt haben, zieht man ihn 
mit denselben empor. Ein Teil der so gewonnenen 
Charen ist freilich stets unbrauchbar, doch wird 
man immer noch hinreichend gute Exemplare er- 
halten. 

Lassen sich in einem grösseren See vom Ufer 
aus keine Characeen entdecken, so gebe man noch 
nicht ohne weiteres die Untersuchung auf. Man 
achte auf die am Ufer liegenden, ausgeworfenen 
Pflanzenreste, oft wird man unter denselben Bruch- 
stücke von Characeen finden und so auf die An- 
wesenheit dieser Gewächse aufmerksam gemacht 
werden. 

Um nun die Characeen fürs Herbarium zu prä- 
parieren, teilt man den grösseren Rasen in mehrere 
kleinere Partieen und hebt von diesen bei grösseren 
Arten die einzelnen Individuen vorsichtig ab. Dies 
geschieht am besten ausser dem Wasser. Die ein- 
zelnen Exemplare legt man in ein flaches Gefäss, 
eine grössere Schüssel mit Wasser, schiebt unter 
dieselben ein entsprechend grosses Stück recht 
starken, weissen Papiers, hält die Pflanze mit dem 
Wurzelende an dem Papier fest und zieht letzteres 


— 198 — 


langsam aus dem Wasser. Die Mehrzahl der Äste 
und Blätter der Pflanze breiten sich hierbei auf dem 
Papier aus und legen sich an dasselbe an. Wo 
dies nicht der Fall ist, oder wo diese Teile zu dicht 
aufeinander liegen, hilft man mit einer stumpfen 
Stricknadel nach. Das an dem Papier haftende 
Wasser lässt man nun möglichst ablaufen und legt 
es frei auf eine Lage Löschpapier. Man wartet 
nun einige Zeit, bis die Pflanze etwas abge- 
trocknet ist, legt dann auf dieselbe ein gleich 
grosses Stück Stearinpapier, darauf wieder eine Lage 
Löschpapier und so fort, bis man den ganzen Vor- 
rat präpariert hat. Hierauf wird der ganze Stoss 
in die Pflanzenpresse gebracht, doch wende man 
nicht zu starken Druck an. Nach wenigen Stunden 
ersetzt man das nasse Papier durch neue, trockene 
Lagen. Beim Umlegen darf man das Stearinpapier 
nicht abnehmen, da die Pflanze gern an demselben 
anzukleben pflegt; ist dieselbe völlig trocken, so 
springt das Stearinpapier von selbst ab. Die Cha- 
racee sitzt nun gewöhnlich an der Papierunterlage 
fest, wo dies, wie bei einigen sehr. dickstengligen 
Arten nicht der Fall ist, hilft man mit einer schwachen 
Gelatinelösung (Gummi arabicum) nach. 

Beim Einrangieren in das Herbarium häufe man 
in den einzelnen Herbariumbogen die Exemplare 
nicht aufeinander. Sie zerbrechen sonst sehr leicht. 

Zum Bestimmen der Characeen genügt meist 
eine gute Lupe; in einigen Fällen wird man aber 
auch das Mikroskop zu Hilfe nehmen müssen. Bei 
den Nitelleen achte man auf das Verhalten der 
Fruktifikationsorgane — ob diöcisch oder monö- 
cisch —, ferner auf die Teilung der Blätter, die 
gallertartige Umhüllung der Antheridien und Spo- 
rangien und die Farbe und Grösse des Fruchtkerns. 


— 14 — 


Die Characeen erfordern eine Untersuchung des 
unter den Blattquirlen sich befindenden Stipular- 
kranzes, der Berindungsverhältnisse des Stengels 
und der Blätter und der Zahl und Anordnung der 
Rindenröhrchen, der den Stengel bekleidenden Sta- 
cheln, des Blütenstandes und der Frucht. Manche 
Formen sind so stark mit Kalk inkrustiert, dass die 
Rindenschicht völlig verdeckt wird. Man taucht 
dieselben in verdünnte Salzsäure, wodurch die Kalk- 
schicht aufgelöst wird. 

Von hohem morphologischen Interesse sind die 
Characeen dadurch, dass man bei ihnen — be- 
sonders bei den Nitellen — die Rotation des Zell- 
inhalts, des Protoplasmas, am besten beobachten kann. 

Von den 47 bisher bekannten europäischen 
Arten entfallen auf Nitella 13, Tolypella 4, Lampro- 
thamnus ı, Lichnothamnus 2 und Chara 27. 


Titteratur. 


Agardh, C. A., Systema Algarum. Lund 1824. 8. 
cart. I Mk. 
Babington, British Characeae in Ann. and Magaz. 
of ‚Nat. -Hist.-Vol>V. 
Braun, A., Esquisse monographique du genre Chara, 
in Annales des sciences natur. Ser. I. 
Paris. ;1834,; 
— Übersicht der Schweizer Characeen. (Zürich.) 
1840, % 4. VINO, Mk. 
—  Conspectus Characearum europaearum. Dres- 
den 1867. 1,50 Mk. 
— Die Characeen Afrikas. Berlin 1868. 8. 
1,;Nk. 


— 15 — 


Braun, A., Die schlesischen Characeen in Cohn, Kryp- 
togamenflora von Schlesien. Breslau 1870. 

Crepin, Les Characdes de Belgique in Bulletin de 
la Societe Botanique de Belgique 1863. 

Ganterer, U., Die bisher bekannten österreichischen 
Characeen. Wien 1847. 4.: m. 2 kol. Kpfrt. 
2,50 Mk. | 

Groves, A., A Review of the British Characeae. 
Journal of Botany 1880. 

Kützing, T. F., Tabulae phycologicae. VII. 1357. 

v. Leonhardi, H., Die österreichischen Armleuchter- 
gewächse. Prag 1864. 2 Mk. 

Nordstedt, O., Skandinaviens Characeen, in Bota- 
niska Notiser 1809. 

— A. Braun, Fragmente einer Monographie der 
Characeen. Berlin 1882. 1,50 Mk. 
Sydow, P., Die bisher bekannten europäischen Cha- 

—  “raceen. Berlin 1382. 1,50 Mk, 
Wallmann, ]J., Försök till en systematik uppställning 
af växtfamiljen Characeae. Stockholm 1853. 
1,80 Mk. 
Wahlstedt, L. J., Monografi öfver Sveriges och 
Norges Characeer. Lund 1862. 8. 1,80 Mk. 


Exsiccaten-Sammlungen. 


Areschoüg, Algae Scandinavicae exsiccata. 

Billot, Flora Galliae et Germaniae exsiccata. 

Braun, A., Rabenhorst und Stitzenberger. Die Cha- 
raceen Europas. 

Desmazi£res, Plantes cryptogames de France. 

Fries, E., Herbarium Normale. 

Günther, Grabowsky und Wimmer, Schlesische Ge- 


wächse. 
7 * 


— 106 — 


Jack, Leiner und Stitzenberger, Badische Krypto- 
gamen. 

Nielsen, Exsiccatsamling of Characeer fra Danmark. 

Nordstedt et Wahlstedt, Characeae Scandinavicae 
exsiccatae. 

Rabenhorst, Algae exsiccatae. 

Reichenbach, Flora germanica exsiccata. 

Schultz, F., Herbarium Normale. 

Wartmann und Schenk, Schweizerische Kryptogamen. 


Westendorp, Herbier cryptogamique belge. 
’ 


V. Die Lebermoose (Musci hepatici). 


Schon bei den Algen treten gewisse Organe 
auf, die man mit dem Namen „Blatt“ bezeichnen 
könnte, obgleich dieselben dazu nicht gerechnet 
werden dürfen. Bei den Lebermoosen finden wir 
nun zuerst eine bestimmte Trennung von Blatt und 
Stamm und somit die erste Andeutung der höher 
potenzierten phanerogamischen Pflanzenformen. Wie 
nun bei jeder höheren Familie Anklänge an vorher- 
gegangene, niedere Entwicklungsstufen vorhanden 
sind, so zeigen auch die Lebermoose recht an- 
schaulich den Übergang von den Lagerpflanzen, den 
Thallophyten, zu den beblätterten Kryptogamen. Bei 
den niederen Formen, den Marchantiaceen, An- 
thocerotaceen, Targioniaceen und Ricciaceen zeigt 
sich uns der Vegetationskörper als ein flach band- 
oder blattartiger, stets blattloser Thallus, oder als 
ein thallusähnlicher, unterseits beblätterter Stamm, 
so an gewisse Algen- und Flechtentypen erinnernd. 
Erst durch die stielrunden, fadenförmigen, regel- 
mässig beblätterten Stengel der Jungermannien gehen 
die Lebermoose zu den Laubmoosen über. Hier 
finden wir auch zuerst die später bei den Phanero- 
gamen eine so hohe Bedeutung erlangende Eigen- 
schaft der Pflanze, Wurzelausläufer — Stolonen — 
zu bilden und sich so auf vegetativem Wege fort- 
zupflanzen, klar und deutlich ausgeprägt. Jene ab- 
wärts oder seitlich steigenden, mit Blattrudimenten 
versehenen, zuletzt Wurzelhaare und Blattknospen 
tragenden Seitensprosse des Lebermoosstengels 
werden als Stolonen bezeichnet. Gleich den Brut- 
zwiebeln mancher Phanerogamen kommen auch an 


— 108 — 


den Stengeln und Blättern vieler Lebermoose Brut- 
zellen oder Brutknospen vor, vermöge deren sich 
die Pflanze weiter auf ungeschlechtlichem, vegetativem 
Wege vermehren kann. Die Früchte (Kapsel) sind 
entweder stiellos, dem Laube eingesenkt (Ricciaceen) 
so an die Fruchtbildung der Pyrenomyceten erin- 
nernd, oder sie sind mehr oder minder lang ge- 
stielt. Die Kapsel selbst spaltet sich in den mei- 
sten Fällen von oben nach unten in vier (selten 
mehr) oder in zwei Klappen, oder sie zerreist un- 
regelmässig. Nie öffnet sie sich durch einen beson- 
dern Deckel. Sehr selten tritt eine Öffnung durch 
Abwerfung des obern Teiles der Kapsel ein. Bei 
den Ricciaceen dagegen wird die Kapselwand noch 
vor der Sporenreife ganz aufgelöst. Wenn wir die 
eigentümliche Fruchtöffnung der Lebermoose ent- 
schieden als einen höheren Entwicklungsgrad be- 
zeichnen müssen, da die Thallophyten ihre Sporen 
nur durch Verwesung des Fruchtkörpers entleeren, 
so haben wir auch hier wieder — durch die Ric- 
ciaceen — eine Rückerinnerung an jene. Wunder- 
bares Walten der Natur! 
Die beste Zeit zum Einsammeln der Lebermoose 
ist der Frühling und Herbst, die Zeit der reichlichen 
Niederschläge. Beginnen wir mit einer Exkursion 
in den Wald. Dort zeigt sich uns ein alter, mo- 
dernder Baumstumpf. Nähertretend erblicken wir 
die zierlichen, dicht an das Substrat sich anschmie- 
genden Rasen eines Lebermooses. Auf zarten, meist 
wasserhellen Stielen sitzen die anfangs geschlossenen, 
kugelartigen, später sich öffnenden Kapseln. Wir 
eilen weiter zu andern Baumresten und reiche Aus- 
beute wird uns zu teil werden. Vor uns breitet 
sich ein Moor, ein Sumpf aus. Dort finden wir 
wohl umgestürzte, modernde Baumstämme. Blicken 


—,19 — 


wir nur flüchtig auf dieselben hin, so dürften wir 
vielleicht nichts finden, was des Mitnehmens wert 
wäre. Doch wenden wir den Stamm um und freu- 
dig überrascht sind wir von der Fülle des sich dar- 
bietenden. In grossen, prächtigen Rasen bedecken 
Lebermoose dort den Baumstamm. Die verwendete 
Mühe ist reichlich belohnt. An im Walde, im Moor 
oder auf der Wiese stehenden Pfählen findet man 
stets an dem untern, der Feuchtigkeit mehr aus- 
gesetzten Teile diese Pflänzchen. Eine genaue Un- 
tersuchung dieser Objekte bringt mehr ein als oft 
stundenlanges, flüchtiges Herumsuchen auf vielen 
Lokalitäten. Der Wald bietet uns noch andere 
Beute. An der Rinde lebender Bäume finden wir 
Radula-, Frullania-, Lejeunia-Arten etc. Waldwege 
sind oft förmlich bedeckt mit Jungermannieen. Auf 
dürrem Heideboden, wo Cladonien üppig gedeihen, 
siedelt sich Ptilidium an. 

Niemals versäume man, trockene Gräben, über- 
haupt Gräbenränder zu untersuchen. Dieselben sind 
in den meisten Fällen mit einem dichten Polster von 
Jungermannieen bekleidet. An überhängenden Erd- 
schollen siedeln sich gern Marchantieen an. Auf 
feuchten, sandigen Orten an Flussufern, am Rande der 
Seen, in Lehmgruben, auf schwarzem Humusboden 
wachsen Lebermoose, in Quellen und Bächen findet 
man ihre Vertreter. Auf torfhaltigem Wiesenboden 
bekleiden Marchantiaceen oft weithin den Boden. In 
Hohlwegen, auf alten Mauern und Steinen haben 
andere ihre Wohnstätte. Zahlreich sind die Felsen 
bewohnenden Arten. Wo nur in unsern Gebirgen 
ein wenig Feuchtigkeit die Felsen tränkt, dort er- 
scheinen auch die Lebermoose. Dort finden wir 
auch die eigentümlich gestalteten, starren, weisslich- 
grauen, bräunlichen bis schwärzlichen Polster der 
Gymnomitrieen. 


— 109 — 


Die geognostische Unterlage ist für viele Arten 
massgebend. Einige lieben kalkreichen, andere gyps- 
haltigen Boden. Man achte hierauf sogleich an 
Ort und Stelle und versehe die gesammelten Exem- 
plare mit den nötigen Notizen. 

Noch ist zu bemerken, dass manche Lebermoose 
selten in reinem Rasen wachsen, sondern mit an- 
dern Arten vermischt zwischen grösseren Laub- 
moosen, namentlich solchen Arten, welche dichte 
Polster bilden, wie z. B. die Sphagneen, ferner 
Leucobryum glaucum, Pleuridium u. a. 

Sterile Lebermoose zu sammeln vermeide man so 
viel als möglich. In manchen Fällen ist man frei- 
lich gezwungen, von diesem Grundsatz abzuweichen. 
Einige Arten sind bisher überhaupt nur steril ge- 
funden worden, andere wieder tragen an bestimmten 
Lokalitäten nicht gern Früchte. Findet man sterile 
Lebermoose, so empfiehlt es sich, in der Nähe des 
Fundorts an verschiedenen Stellen, trockeneren oder 
feuchteren, höher oder niedriger gelegenen Loka- 
litäten nachzusuchen. Manchmal wird man an einem 
andern Orte doch Früchte entdecken. 

Manche der auf Holz oder Baumrinde wach- 
senden Lebermoose schmiegen sichso an das Substrat 
an, dass man sie nicht loszulösen vermag, im besten 
Falle nur einzelne Brocken, niemals einen schönen 
Rasen erhält. Man schneidet daher dieselben mit 
einem flachen Stücke der Unterlage ab. Die Erde 
bewohnenden Arten wachsen teils in dichten, eng 
verwebten Polstern, oder in mehr lockeren Rasen. 
Von ersteren werden grössere Stücke aus dem Boden 
ausgeschnitten und von der anhaftenden Erdschicht 
gut gesäubert; letztere hebt man mit einer dünnen 
Erdschicht behutsam ab. Die losgelösten Rasen 
legt man in die Bogen der Mappe, doch packe 


a A 


man nicht mehrere Rasen auf einander. Die Frucht- 
stiele sind äusserst zart und hinfällig und erfordern 
daher eine sorgfältige Behandlung. Zu Hause teilt 
man die grösseren Rasen in kleinere Partien, rei- 
nigt sie von allen Beimengungen und presst sie in 
Fliesspapier unter Anwendung sehr. schwachen 
Druckes. Am besten ist es, wenn man die gesam- 
melten Lebermoose sogleich nach der Ankunft zu 
Hause einlegt; ist man daran behindert, so schadet 
dies nicht viel, da diese Pflanzen, selbst wenn völlig 
trocken, doch wieder fast ihre frühere Gestalt an- 
nehmen, wenn man sie mit Wasser befeuchtet. 

Zur Untersuchung der Lebermoose genügt in 
manchen Fällen eine gute Lupe, bei den meisten 
Arten wird man jedoch nicht des Mikroskops ent- 
behren können; mit einem einfachen Präparier- 
Mikroskope, mit etwa 200facher Linearvergrösserung, 
kommt man gut aus. Wie oben erwähnt, wachsen 
die Lebermoose oft mit andern Arten durcheinander, 
oder sie stecken so im Boden, dass nur ihre obern 
Teile hervorragen. Man muss dieselben daher ge- 
wissermassen für die Untersuchung vorbereiten. Man 
bringt den betreffenden Rasen in eine flache, kleine 
Schüssel mit Wasser und wäscht behutsam die an- 
hängende Erde ab. Das schmutzige Wasser wird 
abgegossen und so lange reines zugesetzt, bis sich 
dasselbe nicht mehr trübt. Nun kann man leichter 
die einzelnen Individuen loslösen. Man legt sie 
auf Fliesspapier, um das Wasser aufsaugen zu lassen 
und betrachtet sie nun mit dem Vergrösserungs- 
glase. Es bedarf wohl kaum der Erwähnung, dass 
man bei diesem Auswaschen sorgsam darauf zu 
achten hat, dass nicht einzelne Teile der Pflanze, 
namentlich die Kelche, abbrechen und verloren gehen. 

Beim Bestimmen der Lebermoose beachtet man 


—. .112 — 


zunächst das Habitusbild, ob die Pflanze einen 
echten Stengel, oder einen thallusähnlichen Stamm, 
oder einen echten Thallus besitzt. Ist ein Stengel 
vorhanden, so fragt es sich, ob derselbe zwei- oder 
dreireihig beblättert ist. Die Blätter sind verschieden 
angeordnet, entweder oberschlächtig, d. h. der obere 
Rand eines Blattes überdeckt den untern Rand des 
nächsten, über demselben stehenden Blattes, oder 
sie sind unterschlächtig, indem der untere Rand 
den obern des nächstuntern Blattes bedeckt. Das 
Blatt selbst ist sehr einfach gebaut, es besteht nur 
aus einer Zellschicht. Eine Mittelrippe ist nie vor- 
handen. Um das Blatt auf seine Konstruktion hin 
zu untersuchen, erfasst man es mit der Pincette 
ganz dicht am Stengel und zieht es nach unten hin 
ab. Der Blattgrund ist für die Unterscheidung der 
Arten wichtig, daher man unter das Mikroskop nur 
ganze Blätter bringen darf. Form und Inhalt der 
Zellen sind nun genau zu untersuchen. Man breitet 
das losgelöste Blatt in einem Tropfen Wasser auf 
dem ÖObjektträger unter einem Deckglase aus. Es 
wird auch folgende Methode empfohlen. Das Blatt 
wird in einem Tropfen Ätzkalilösung bis zum Kochen 
erwärmt, dann mit Wasser rein abgespült und ein 
Tropfen Chlorzinkjod-Tinktur zugesetzt. Die Zell- 
wände färben sich nach kürzerer oder längerer Zeit 
schön blau und lassen die Verdickungsschichten 
leicht erkennen. Ob das Blatt kielig gefaltet ist, 
lässt sich unter der Lupe erkennen. Die in frischen 
Zellen häufig enthaltenen, eigentümlichen, ellipsoidi- 
schen oder rundlichen, durchsichtigen Ölkörper ver- 
schwinden mit der Zeit bei Herbarexemplaren. Auch 
die Beschaffenheit der Oberhaut (Cuticula) der 
Zellen, ob glatt oder fein gekörnt, oder papillös, ist 
für die Bestimmung: wichtig. 


— 13 — 


Die dreireihig beblätterten Lebermoose zeigen 
eine untere, bauchständige Reihe anders gestalteter 
und quer inserierter Blätter, die sogenannten Unter- 
blätter (Amphigastrien). Dieselben sind oft erst mit 
einiger Mühe zu finden. Man beachte namentlich 
die stärkeren Triebe, die fruchttragenden Stämmchen 
und Äste. Für die Untersuchung löst man die 
Unterblätter mit einem scharfen, feinen Messer 
(Skalpell) von oben nach unten vom Stamm ab. 
Es empfiehlt sich auch, den Stengel oberhalb und 
unterhalb des Blattes durchzuschneiden und diesen 
Durchschnitt unter das Mikroskop zu bringen. Man 
hat so das Blatt völlig unversehrt und erkennt 
deutlich die Anheftungsweise. 

Es folgt nun die Untersuchung des Blüten- 
standes. Je nach dem Vorkommen der Antheridien 
und Archegonien ist von Lindberg eine etwas kom- 
plizierte Einteilung der Blütenstände gegeben worden. 
Nach ihm ist der Blütenstand: 


1. synöcisch — Z’ und Q2 Geschlechtsorgane 
stehen in derselben Blütenhülle; 
2. paröcisch — g’ Geschlechtsorgane stehen 


unterhalb der © oder einer Zwitterblüte; 

3. autöcisch — g’ und © Geschlechtsorgane auf 
derselben Pflanze in getrennten Blütenständen; 

4. heteröcisch — ein Individuum trägt die sub 
I, 2 und 3 aufgeführten Blütenstände; 

5. diöcisch— g’und 9 Blütenstände auf verschie- 
denen Individuen; 

6. polyöcisch — g’ und Blütenstände finden sich 
entweder auf einem Individuum oder auf 
mehreren getrennt von einander. 

Die Archegonien sind von einer Hülle umgeben, 
welche Kelch oder Blütendecke (Perianthium, Calyx, 
8 


— 114 — 


Colesula) genannt wird. Diesen Kelch untersucht 
man zunächst von aussen, um seine Gestalt kennen 
zu lernen. Derselbe ist schlauch- oder sackartig, 
an der Mündung mehr oder weniger geteilt und 
gezähnt. Dann halbiert man den Kelch der Länge 
nach und untersucht die Archegonien. 

Zur Untersuchung der Frucht nehme man, wenn 
es irgend angeht, die jugendlichen, noch geschlosse- 
nen Kapseln. Zwischen den Sporen finden sich die 
eigentümlich gebauten Schleuderzellen (Elateren). 
Zahl, Farbe und Grösse der Schleuderer im Verhältnis 
zu den Sporen u. Ss. w. sind für die Unterschei- 
dung der Arten wichtig. Nach Öffnung der Kapsel 
fallen die Schleuderer aus. 

Hauptsache ist das Studium des Blattes. Man 
versäume nie, von jeder untersuchten Form eine 
Zeichnung anzufertigen. Eine Reihe solcher neben- 
einander gelegten Zeichnungen lässt sich schnell 
und sicher vergleichen. Beim Bestimmen wird man 
so eher zum Ziele gelangen, als durch die direkte 
Ansicht der mikroskopischen Präparate, 


L.stteratur, 


Corda, A. J., Deutschlands Jungermannien. Nürn- 
berg 1835. 

Dumortier, C., Hepaticae Europeae. Brux. 1875. 

Eckart, T. P., Synopsis Jungermanniarum in Ger- 
mania vicinisque terris cogn., figuris 116 
microsc. analyt. illustr. Coburgii 1832. 

Gottsche, Lindenberg et Nees ab Esenbeck, Synop- 
sis Hepaticarum. Hamburg 1847. 

Hübener, ]J. W P., Hepaticologia Germanica, Mann- 
heim 1834. 


— 15 — 


Jack, J., Die Lebermoose Badens. Freiburg 1870. 

Kummer, P., Führer in die Lebermoose. Berlin 
1875. 

Limpricht, C., Die Lebermoose Schlesiens in Bd. ]. 
von Cohn, Kryptogamenflora von Schlesien. 
Breslau 1875— 78. 

Lindenberg, J. B., Synopsis Hepaticarum Europae- 
arum. Bonnae 1820. 

Nees von Esenbeck, Naturgeschichte der europä- 
ischen Lebermoose. Berlin 1833 — 38. 
Pabst, G., Die Lebermoose. Deutschlands. Gera 

7877: 

Stephani, F., Deutschlands Jungermannien in Ab- 
bildungen nach der Natur, nebst Text. 
Landshut 1879. 

Sydow, P., Die Lebermoose Deutschlands, Oester- 
reichs und der Schweiz. Berlin 1882. 


Exsiccaten-Sammlungen. 


Delogne et Gravet, Les Hepatiques de /’Ardenne. 

Gottsche und Rabenhorst, Hepaticae Europeae. 

Hübner und Genth, Deutschlands Lebermoose in 
getrockneten Exemplaren. 

Jack, Leiner und Stizenberger, Badische Krypto- 
gamen. 

Rabenhorst, L., Hepaticae Europeae exsiccatae. 

Warnstorf, C., Deutschlands Lebermoose. 


— 16 — 


VI. Die Laubmoose. 


Die Familie der Laubmoose stellt eine eigene 
Entwickelungsstufe nicht dar, sie ist der vorgehend 
besprochenen Familie der Lebermoose im Werte 
gleich. Doch sind die Laubmoose systematisch 
genommen ungleich reicher potenziert, ihre Organe 
zeigen eine grössere Mannigfaltigkeit der Formen. 
Beide Familien unterscheiden sich hauptsächlich 
in der Blatt- und Fruchtbildung. ‚Das Lebermoos- 
blatt ist stets ohne Mittelrippe. Diese finden wir 
(die alleinige Ausnahme bildet Schistostega) stets 
bei dem Laubmoosblatte entwickelt. Das charak- 
teristische Merkmal der Laubmoose ist jedoch die 
sogenannte Mütze oder Haube. Jedes Laubmoos 
besitzt dieselbe und von jeder Frucht wird sie 
getragen. Ferner besitzt jede Laubmoosfrucht ein 
Mittelsäulchen (Columella), während dieses unter den 
Lebermoosen nur der kleinen Gruppe der Antho- 
ceroteen eigentümlich ist. 

Wohl keine andere Pflanzengruppe hat sich 
so viele Freunde erworben, als die der Laubmoose. 
Wie zierlich sind ihre Formen und wie leicht sind 
sie zu sammeln und aufzubewahren. Kein Wurm 
zerstört sie im Herbar. 

Treu begleiten die Moose den Menschen. Kaum 
treten wir aus dem Flur des Hauses, so fällt unser 
Blick auch auf diese lieblichen Kinder Floras. In 
den Ritzen und Spalten alten Gemäuers, auf dem 
verwitterten Stroh-, Schindel- oder Steindache des 
Hauses siedeln sie sich an, auf Gartengehegen, in 
Hecken begrüssen sie den Menschen. Eilen wir 
weiter auf Feld und Flur, überall sprossen die Moose 
hervor. Auf wüstem Brachfelde macht sich uns ein 
leichter grünlicher oder bräunlicher Anflug bemerkbar. 


— 117 — 


Wir heben eine Probe desselben auf und auf zahl- 
reiche, winzige Moospflänzchen fällt unser Auge. 
Es sind die Zwerge der Mooswelt, die Physcomi- 
trioideen und Pottioideen, welche hier ihre Heimat 
haben. Nicht leicht sind die verschiedenen Arten 
zu erkennen. Oft wird man, dicht niedergebeugt 
zur Erde, selbst mit der Lupe suchen müssen, 
dafür aber auch durch manch seltenen Fund erfreut 
werden. Auf feuchter, humusreicher Erde, in Sand- 
und Lehmgruben, an Wegrändern und Garten- 
böschungen wachsen andere Arten. Auf grüner, 
blütenreicher Wiese suchen wir weiter. Hier sind 
es die weichen Polster der Hypneen, der Astmoose, 
welche den Sammler entzücken. In murmelnder 
Quelle, im sanft sich dahin schlängelnden Bache, 
im breiten, mächtigen Strome bieten sich uns wie- 
derum andere Vertreter der Mooswelt dar. Aus 
den Fugen und Ritzen der Steine und Felsblöcke, 
an dem Holze des Mühlenwehrs, von den in den 
Fluten sich badenden Wurzeln des Baumes am 
Ufer sprossen sie hervor. Es sind die langen, 
flutenden Rasen der Quellenmoose (Fontinalis). „Als 
ob ihnen die ewige Flut ein ewiges Lied zu ewigem 
Tanze murmele, wiegt sie die schlanken Moose in 
ihren Armen auf und ab.“ — Auch in die düstere 
Tiefe der Brunnen steigen sie hinab und schmücken 
noch hier die Natur mit einem neuen Reize. So 
findet sich z. B. das herrliche Conomitrium Juli- 
anum in den Brunnen von Stuttgart, Pforzheim, 
Pirna und in den Thermen Roms. 

Im unwegsamen Sumpfe, wo bei jedem Schritte 
die dünne Pflanzendecke sich auf- und niederhebt, 
ist die Heimat der Torfmoose (Sphagneen). Die 
grossen Rasen derselben machen sich schon von 
weitem durch ihre gelbliche oder bräunlichrote Fär- 


— 118 — 


bung bemerkbar. Aber auch andere Moosarten 
treten zwischen den Sphagnum-Polstern auf. Hier- 
her gehören besonders die Polytrichum-Arten, die 
im Vergleiche zu den winzigen Moosen des Brach- 
und Stoppelfeldes wahre Riesen sind. Nicht selten 
erreichen sie eine Höhe bis zu !/a Meter. | 

Der Boden unserer Laub- und Nadelwälder ist 
meist dicht bedeckt mit Moosen. Hier sind die- 
selben in Wahrheit ein „Kleid der Erde“ zu nennen. 
Freudig weilt unser Auge auf den weichen, sammetnen 
Moospolstern. Zahlreich sind die Arten, die der 
Wald bietet. Viele Hypneen, Dicraneen, Bryum- 
und Barbula-Arten u. s. w. sind nur im Walde zu 
suchen. Oft steigen sie an den dicken Stämmen 
der Bäume hoch empor. Umgestürzte, modernde 
Baumstämme sind förmlich bedeckt von ihnen. Die 
Mappe vermag die Schätze nicht zu fassen, die der 
Moosfreund in nur wenigen Stunden dort sam- 
melt. Besteigen wir mit ihr das wilde Gebirge. 
Wo nur das Gestein von Wassertropfen getränkt 
wird, da erscheint ein grüner Moosteppich, um so 
üppiger sich entfaltend, je wasserreicher das Ge- 
birge ist. Treffend nennt daher C. Müller das Gebirge 
„das Paradies des Moosforschers“. In den Anden 
Perus findet sich das grösste Moos der Erde. 
Es ist das oft meterhohe, baumartige Schildmoos, 
Catharinea dendroides, das oft weit den Boden 
bedeckt. Wunderbar muss der Eindruck sein, den 
der Reisende empfängt, wenn er aus himmelan- 
strebendem Urwald hinaustritt und nun, gleichwie 
durch Zauberspruch hervorgerufen, diesen Zwerg- 
wald zu seinen Füssen erblickt. 

Wir finden also, dass jede Bodenlage, jede Ab- 
stufung von Feuchtigkeit von gewissen Moosarten 
bewohnt wird, dass ferner andere Arten es vor- 


— 19 — 


ziehen, sich auf Bäumen, selbst auf hartem, trocke- 
nem Gestein (Grimmia) anzusiedeln. 

Es erübrigt noch, auf die Gruppe der Splach- 
neen hinzuweisen, welche sich auf tierischen Ex- 
krementen (Kuhfladen) auf den Wiesen und Matten 
der Ebene und des Gebirges entwickeln. 

Das Sammeln und Präparieren der Laubmoose 
verursacht geringe Mühe. Man schneidet mit dem 
Messer grössere Stücke des Moosrasens aus und legt 
sie in die Mappe. Zu Hause reinigt man die Rasen 
von etwa beigemengter Erde, Zweigstückchen etc., 
teilt sie in kleinere Stücke und trocknet sie in der 
Pflanzenpresse unter Anwendung sehr schwachen 
Druckes. Bei den meisten Arten ist ein Umlegen 
derselben kaum erforderlich. Ausnahme hiervon 
bilden selbstverständlich die Wasser bewohnenden 
Sphagneen, Fontinalis-Arten, Hypneen etc, — Hat 
man grössere Rasen von gipfelfrüchtigen Laub- 
moosen, so legt man dieselben auf ein Brettchen 
und teilt sie mit dem Messer in flache Schnitte. 
Es lassen sich so die einzelnen Individuen erkennen 
und die Fruchtstiele behalten beim Pressen ihre 
natürliche Lage. Bei den winzigen Rasen der 
Physcomitrioideen und Pottioideen lässt man eine 
dünne Erdschicht an dem Wurzelgeflechte, da diese 
Räschen sonst leicht auseinanderfallen. Die Rasen 
der seitenfrüchtigen Moose (Astmoose) teilt man in 
kleinere Stücke ohne Anwendung des Messers und 
ohne Rücksicht auf die einzelnen Individuen. Nur 
lockere man den Rasen nicht, da er sonst sein 
natürliches Aussehen verändert. Dass sich beim 
Pressen die Fruchtstiele umlegen, schadet weiter 
nicht. Die Arten einiger Gattungen (Seligeria, 
Brachyodus, Campylostelium) sammelt man am besten 
mit ihrer geognostischen Unterlage. 


RT 


Die Familie der Laubmoose gliedert sich fol- 
gen dermassen: 


A. Bryinae. 


I. Musci acrocarpi. — Kapsel endständig oder 
selten nur durch Sprossung seitenständig. 
1. Musci cleistocarpi. — Kapsel nicht 
durch einen Deckel sich öffnend, nur 
durch Verwesung der Kapselwand die 
Sporen entleerend. 

2. Museci stegocarpi. — Kapsel stets durch 

einen Deckel sich öffnend. 


II. Musci pleurocarpi. — Kapsel seitlich, blatt- 
achselständig. 


B. Bryinae anomalae. 


I. Andreaeaceae. — Kapsel mit 4, selten 6 
an der Spitze und der Basis verbundenen 
Klappen aufspringend, endständig. 


II. Sphagnaceae. Kapsel mit einem Deckel sich 
öffnend, seitenständig. 


Als Hilfsmittel zum Bestimmen der Moose dienen 
ein Mikroskop mit mindestens ı5ofacher Linear- 
vergrösserung, eine gute Lupe, eine grössere, mit 
auf der Innenseite gekerbten Flächen versehene Pin- 
cette und eine feinere Pincette, mit schmalen, genau 
auf einander passenden Spitzen. 

Das zu untersuchende Moos reinigt man zu- 
nächst sorgfältig von Erde. Die Methode ist bei 
den Lebermoosen bereits angegeben. Hierauf legt 
man es auf eine etwa halb mit Wasser gefüllte 
Untertasse und betrachtet es mit der Lupe. Hat 
man ein fruktifizierendes Moos vor sich, so ist es 


— i21 — 


verhältnismässig leicht, dasselbe in eine der oben 
angeführten Gruppen zu bringen. Bei sterilen Exem- 
plaren ist dies schon schwieriger, doch wird man 
diese ohnehin ausnahmsweise und zwar nur dann 
sammeln, wenn das betreffende Moos überhaupt 
nur steril gefunden worden ist. 

Bei der weiteren Untersuchung gehe man stets 
planmässig zu Werke. Niemals begnüge man sich 
mit der Untersuchung nur eines Teiles der Moos- 
pflanze. Stets ist die ganze Pflanze, von der Wurzel 
bis zur Frucht zu betrachten. 

Die keimende Moosspore entwickelt sich zunächst 
zu einem konfervenartigen, ästigen, chlorophylihal- 
tigen Gebilde, dem Vorkeim. Auf diesem entstehen 
Knospen, aus welchen die vollständigen, beblätterten 
Moospflanzen hervorgehen. Der Vorkeim geht ge- 
wöhnlich bald zu Grunde, nur bei wenigen Gat- 
tungen (z. B. Ephemerum, Schistostega) bleibt er 
das ganze Leben der Pflanze hindurch und wird so 
zum wichtigen, generischen Merkmal. 

Der Stengel zeigt an seinem Grunde oder auch 
an der ganzen Unterseite ein mehr oder weniger 
entwickeltes Wurzelgeflecht. Die Verästelung des 
Stengels lernt man am besten kennen, wenn man 
ein einzelnes Individuum vorsichtig aus dem Rasen 
heraushebt und die Äste mit der Präpariernadel 
auseinander breitet. Die zierlichste Verzweigung 
zeigt wohl Hypnum Crista Castrensis, welche den 
Stengel wedelartig gestaltet. Mannigfacher ist das 
Blatt gebildet. Dasselbe ist ungestielt, selten zwei- 
bis dreizeilig, meist in mehreren Reihen den Stengel 
umgebend. Zwischen den extremsten Formen, der 
kreisförmigen und spitznadelförmigen, finden wir 
jede Übergangsstufe vertreten. Der Blattrand ist 
entweder ungeteilt, oder gekerbt, gezähnt, auch wohl 


mit langen Wimpern versehen. Wichtig für die 
Bestimmung der Arten ist auch die Basis des 
Blattes. Öfter ist das Blatt herablaufend (Bryum 
Duvalii) oder geöhrt (Neckera). — Die Oberfläche 
der Blätter ist entweder glatt oder papillös oder 
mit Warzen bekleidet. Es sind dies sehr wichtige, 
diagnostische Merkmale. Ferner achte man auf den 
Bau der Rippe; ist dieselbe auslaufend oder in der 
Spitze endend, oder erreicht sie ungefähr nur die 
Blattmitte? u. s. w. 

Das Laubmoosblatt besteht meist aus einer 
Zellenlage, selten aus zwei bis drei Lagen (Leuco- 
bryum, Fissidens). Das speziellste Studium dieses 
Blattzellnetzes ist von grösster Wichtigkeit. Ohne 
das Zellnetz genau zu kennen, wird man nie ein 
steriles Moos bestimmen können. Für die Charak- 
terisierung von Unterfamilien, Gruppen, Gattungen, 
Arten und Formen leistet es die grössten Dienste. 
Das Zeichnen möglichst vieler Blattzellnetze ist sehr 
zu empfehlen. Auch der Zellinhalt ist für manche 
Genera ein wichtiges Merkmal. Die Gattungen 
Hypnum und Amblystegium unterscheiden sich z. B. 
auch dadurch, dass man bei letzterer den soge- 
nannten Primordialschlauch deutlich wahrnehmen 
kann, bei ersterer nicht. Wird ein Moosblatt an 
seinem Rande von Reihen sehr enger und langer 
Zellen eingefasst, so nennt man es gesäumt. Sehr 
schön tritt dies bei den Arten der Gattungen Bryum 
und Mnium auf. 

Manche pleurocarpischen Moose führen ausser 
den eigentlichen Blättern noch die sogenannten 
Nebenblätter (Paraphyllia).. Diese zeichnen sich 
durch geringere Grösse und handförmige oder 
gabelige Zerteilung aus. 

Das Zellnetz des Blattes kann man nur unter 


— 723 — 


dem Mikroskope untersuchen. Bei Dicraneen und 
Sphagneen wird man nicht umhin können, Quer- 
schnitte der Blätter anzufertigen. Hierzu wird von 
Milde folgende Methode empfohlen. Man zer- 
schneidet einen weichen Korkpfropfen der Länge 
nach, jedoch nicht ganz bis zum Grunde in zwei 
gleiche Hälften und steckt den Stengel des zu unter- 
suchenden Mooses so in den Spalt, dass die Stengel- 
spitze etwas hervorragt. Um den Korkpfropfen 
besser halten zu können und ein Auseinanderfallen 
der beiden Hälften zu vermeiden, legt man einen 
anschliessenden Messingring um denselben. Nun 
schneidet man mit dem Rasirmesser zunächst eine 
glatte, horizontale Fläche und sucht dann von der 
Pflanze möglichst feine Schnitte zu erhalten. — 
Auch von abgetrennten Blättern lassen sich leicht 
Querschnitte anfertigen. Man klebt mit Glycerin- 
Gummi eine Anzahl Blätter zusammen und schneidet 
dann, ohne das Trocknen des Gummis abzuwarten, 
das dicker gemachte Objekt zwischen Hollunder- 
mark. Die Querschnitte legt man in’s Wasser, 
welches den Gummi bald auflöst. 

Die Fortpflanzungsorgane der Laubmoose sind 
die Antheridien (männliche) und Archegonien (weib- 
liche). Selten stehen die Antheridien nackt in den Blatt- 
achseln (Distichium capillaceum), meist sind beide 
Geschlechtsorgane von mehreren Kreisen andersge- 
stalteter Blätter — Blütenstandshüllen — umgeben. 
Die Geschlechtsorgane selbst sind mit mehrfach 
gegliederten, oft am oberen Ende keulig verdickten 
Fäden, den Saftfäden (Paraphysen), vermischt. Die- 
selben sind oft für die Unterscheidung einzelner 
Genera von Wichtigkeit. Je nach der Anordnung 
der Geschlechtsorgane unterscheidet man diöcische, 
monöcische oder zwitterige Blütenstände. (Man ver- 


— 124 — 


gleiche die bei den Lebermoosen aufgeführte Lind- 
berg’sche Einteilung der Blütenstände). 

Die Moosfrucht ist in den meisten Fällen ge- 
stielt, selten fast ungestielt, sitzend (Diphyscium 
foliosum). Der Stiel ist steif aufrecht oder gedreht 
bis bogig gekrümmt, glatt oder rauh. Den Grund 
des Stieles umschliesst das Scheidchen (Vaginüla). 

Die Kapsel übertrifft an Mannigfaltigkeit des 
Baues alle bisher betrachteten Organe. Sie ist ent- 
weder aufrecht oder horizontal bis hängend, sym- 
metrisch oder unsymmetrisch, der Form nach kuglig, 
oval, birnförmig, länglich, cylindrisch u. s. w. — 
Manche dieser Formen entstehen dadurch, dass sich 
die Kapsel nicht plötzlich von dem Stiel abhebt, 
sondern allmälig aus demselben hervorgeht. Dadurch 
bildet sich der sogenannte Kapselhals (Collum, Apo- 
physis). Seine höchste Ausbildung erreicht dieser 
Hals bei den Splachneen. 

In den meisten Fällen öffnet sich die Kapsel 
mittelst eines Deckels, selten zeigt sich keine An- 
deutung desselben. Der Deckel kann flach gewölbt, 
genabelt, kurz kegelförmig, gerade oder schief ge- 
schnäbelt sein. Farbe und Zellenbau des Deckels 
sind für den Systematiker von geringerem Werte, 
Nur in zwei Fällen ist eine Untersuchung der Deckel- 
zellen erforderlich. Die Gattungen Barbula und 
Funaria unterscheiden sich von Trichostomum und 
Enthostodon hauptsächlich durch die spiralig an- 
geordneten Zellen des Deckels. 

Zwischen Kapsel und Deckel bildet sich bei sehr 
vielen Laubmoosen der sogenannte Ring (annulus), 
welcher durch sein späteres Ausdehnen den Deckel 
von der Kapsel löst. Dieser Ring ist oft ein sehr 
gutes specifisches Merkmal, z. B. für Eurhynchium 
speciosum, Meesia Albertini, Webera pulchella u. a. 


— 1353 — 


— In manchen Fällen erscheint der Ring teils ganz, 
teils stückweise mit dem Deckel verbunden, es er- 
fordert seine Untersuchung daher immerhin einige 
Aufmerksamkeit. 

Wir kommen nun zu einem der wunderbarsten 
Organe der Laubmoose, dem Mundbesatz (Peristom). 
Bei keiner andern Pflanzenfamilie findet sich der- 
selbe wieder. Einer Anzahl Moose fehlt der Mund- 
besatz gänzlich, bei anderen ist er nur in einzelnen, 
papillösen Fragmenten angedeutet. Die grössere 
Mehrheit der Laubmoose besitzt jedoch dies Peri- 
stom. Dasselbe ist entweder einfach, d. h. es ist 
nur ein Kreis von Zähnen um die Kapselmündung 
vorhanden, oder doppelt. In diesem Falle finden 
wir einen zweiten, inneren, mit dem äusseren Kreise 
gewöhnlich alternierenden Kreis von Zähnen. Das 
äussere Peristom ist sehr regelmässig gebildet. Die 
Grundzahl der Zähne ist 4, so bei Tetraphis pellu- 
cida. — Alle andern Arten zeigen eine Mehrheit 
dieser Zahl, also 8, 16, 32, 64. Diese Regelmässig- 
keit der Zahnbildung beweist recht treffend die 
grosse Gesetzmässigkeit der Natur, die selbst bis in 
die kleinsten Dinge hinab dieselbe harmonische ist. 

Das innere Peristom besteht entweder aus einzel- 
nen, bis zur Basis freistehenden Zähnen, oder es 
besitzt an seinem Grunde eine verschiedenartige 
Haut, welche in ı6 gekielte Fortsetzungen ausläuft. 
Oft findet man zwischen diesen Zähnen 2 — 3fädige 
Wimpern, welche auch noch mit horizontal gestell- 
ten Anhängseln versehen sein können. 

Abweichend hiervon ist der Mundbesatz der 
Polytrichaceen und Buxbaumiaceen gestaltet. 

Specielleres über die Mannigfaltigkeit in Gestalt, 
Grösse und anatomischen Bau (der Zähne, über das 
Verhalten der beiden Peristome zu einander zu 


— . 126 — 


geben, dazu ist hier nicht der Ort. Die wenigen An- 
deutungen mögen genügen. 

Die Untersuchung des Peristoms, namentlich des 
doppelten, ist mit einigen Schwierigkeiten verbunden. 
Bereits entdeckelte Kapseln eignen sich zur Unter- 
suchung nicht. Das Peristom ist bei solchen immer 
mehr oder weniger verletzt. Milde empfiehlt nun, 
die bedeckelte Kapsel einige Augenblicke zwischen 
zwei Glasplatten über der Spirituslampe zu kochen. 
Meist löst sich hierbei von selbst der Deckel, im 
andern Falle hilft man behutsam mit einer Nadel 
nach. Nun schneidet man unterhalb des Peristoms 
die Kapsel quer durch. Den so gewonnenen Ring 
teilt man in zwei Hälften und betrachtet an einer 
Hälfte die äussere, an der andern die innere Seite 
des Peristoms. Etwaige den Zähnen anhaftende 
Sporen entferne man durch kurzes, nochmaliges 
Kochen. — Um die Anhängsel an den Wimpern zu 
sehen, muss man das Deckgläschen etwas ver- 
schieben. Dadurch kommen die Wimpern in eine 
andre Lage und lassen die zum Centrum der Kapsel 
radial gestellten Anhängsel erkennen. 

Keiner Laubmooskapsel fehlt das Mittelsäulchen 
(Columella). Während dasselbe bei den Sphagneen 
fast verkümmert ist, ragt es in andern Fällen über 
den Kapselmund empor, so bei den Splachnaceen, 
ja es trägt, wie bei Climacium, Dissodon, Hyme- 
nostylium u. a. eine Zeitlang den mit ihm ver- 
wachsenen Deckel. — Besonders in der unteren 
Kapselhälfte findet man in der Oberhaut der Kapsel 
sogenannte Spaltöffnungen (Stomata). Die verschie- 
dene Anordnung derselben ist für die Arten der 
Gattungen Bryum, Mnium und Orthotrichum nicht 
ohne Bedeutung. 

Beiläufig sei noch erwähnt, dass sich zur mor- 


phologischen Untersuchung jugendliche Früchte am 
besten eignen; der Systematiker bedarf dagegen 
vollkommen reifer, noch Deckel und Haube tragen- 
der Kapseln. 

Es erübrigt uns nun noch, der Haube (Calyptra) 
zu gedenken, In der Jugend umhüllt jede Haube 
als ein cylindrisches Häutchen den obern Teil des 
Fruchtstiels, die zukünftige Frucht. Durch weiteres 
Wachstum des Stieles wird dies Häutchen in ver- 
schiedenster Weise gesprengt oder zerrissen und 
später von der Kapsel getragen. Die Gestalt der 
Haube, ob halbiert, kappenförmig, oder mützenförmig, 
ist so durchgreifend regelmässig, dass sie ein sehr 
gutes, generisches Merkmal abgiebt. Die Haube be- 
deckt oft kaum den Deckel, oft hüllt sie die ganze 
Kapsel ein; sie ist teils glatt, teils behaart, an der 
Basis ganzrandig, oder mehrfach gespalten, oft lang 
bewimpert. 

Die behufs Untersuchung angefertigten Präparate 
hebe man sorgfältig in der Sammlung auf. Oft 
wird man nur wenige Früchte besitzen, diese wür- 
den bei wiederholter Untersuchung sämtlich zerstört 
werden. Ferner erspart man sich dadurch die Mühe 
nochmaliger Präparation. Von C. Müller ist nun 
folgende Methode empfohlen worden. Man spaltet 
dünne, rechteckige Glimmerblättchen bis etwas über 
die Mitte, so dass die Hälften an dem einen Ende 
noch zusammenhalten, bringt einen Tropfen Wasser 
dazwischen und legt ın dasselbe die Teile des unter- 
suchten Mooses. Bei einer spätern Vergleichung 
taucht man das Glimmerblättchen in reines Wasser, 
welches zwischen die Hälften dringt und die zarten 
Moosteile verhältnismässig schnell aufweicht. Solchen 
Glimmer erhält man billig bei jedem Mineralien- 
händler. Die Präparate selbst legt man in dieselbe 


— 12383 — 


Papierkapsel, in welcher sich die betreffenden Moos- 
arten befinden. 

Die Aufbewahrung der Moose erfolgt im Her- 
barium. Kleinere Rasen schlägt man in ein Papier- 
konvolut ein. Besitzt man von einem Moose nur 
sehr wenige Exemplare, so befestige man dieselben 
im Konvolut mit Gummi arabicum. Dadurch werden 
die Früchte besser erhalten. Grosse Rasen, z. B. 
von Sphagneen, Hypneen u. A. befestigt man auf 
recht starkem, weissem Papier. Ueberhaupt empfiehlt 
es sich, von jeder Moosart ein Exemplar frei auf 
Papier gelegt im Herbarium aufzubewahren. Bei 
jeder Durchsicht der Sammlung hat man so stets 
das Moos vor Augen. Das Habitusbild prägt sich 
leichter dem Gedächtnis ein. 

Die getrockneten Moose werden von Insekten 
nicht angegriffen, es ist also ein Vergiften derselben 
nicht erforderlich. In meiner eigenen, bedeutenden 
Sammlung ist wenigstens noch kein Moos durch 
Insektenfrass zerstört worden. | 


Litteratur. 


Arnold, F., Die Laubmoose des fränkischen Jura. 
Regensburg 1877. 

Bridel, S. E., Bryologia universa. Lipsiae 1826—27. 

Brockmüller, H., Die Laubmoose Mecklenburgs. 
Schwerin 1869. 

Bruch, Schimper et Gümbel, Bryologia Europaea. 
Stuttgart 1838 —50. 

Fiedler, B., Synopsis der Laubmoose Mecklenburgs. 
Schwerin 1844. 


— 129 — 


Geheeb, A., Die Laubmoose des Kantons Aargau. 
Aarau 1864. 
Gerber, G., Südbayerns Laubmoose. 3. Abteilung. 
Regensburg und Augsburg 1860 —61. 
Gümbel, W. T., Die Moosflora der Rheinpfalz. 
Landau 1857. 

Hampe, E., Das Moosbild. Wien 1871. 

Hedwig, J., Species Muscorum frondosorum. Lipsiae 
1801—42. 

Holler, A., Die Laub- und Torfmoose der Umgebung 
von Augsburg. Augsburg 1873. 

Juratzka, J., Laubmoosflora von Oesterreich-Ungarn. 
Wien 1882. 

Kummer, P., Führer in die Mooskunde. 2. Aufl. 
Berlin 188o. 

Limpricht, C., Die Laubmoose Schlesiens. Breslau 
1875. 

Milde, J., Bryologia Silesiaca. Leipzig 1809. 

Molendo, L., Bayerns Laubmoose. Passau 1876. 

Müller, C., Synopsis Muscorum frondosorum. Berlin 
1849— 51. 

© Deutschlands Moose. Halle 1853. 

Schimper, W. P., Synopsis Muscorum Europaeorum. 
Ed... II.) Stuttgart ‚1870. 

Seubert, M., Laubmoose von Baden. Freiburg 
1800. 

Sydow, P., Die Moose Deutschlands. Berlin 1881. 

Warnstorf, C., Die europäischen Torfmoose. Berlin 
1881. 


Exsiccaten-Sammlungen. 


Brebison, A. de, Mousses de la Normandie. 
Crome, G. E. W., Sammlung deutscher Laub- . 
moose. 


Hartmann, R., Bryaceae Scandinaviae exsiccatae. 
g 


— 150 — 


Jack, Leiner und Stizenberger, Badische 
gamen. 

Limpricht, C., Bryotheca Silesiaca. 
Müller, H., Westphalens Laubmoose. 
Rabenhorst, L., Bryotheca Europaea. 
Warnstorf, C., Märkische Laubmoose. 

Ss Deutsche Laubmoose. 

e Sphagnotheca Europaea. 


Krypto- 


a 1 0 


Gefässkryptogamen. 
I. Farne (Filices). 


Die bisher betrachteten Pflanzen bestanden nur 
aus Zellen. Mit den Farnen gelangen wir zur 
höchsten Abteilung der Kryptogamen. „Gefäss- 
kryptogamen“ hat man sie genannt, weil ihr Ge- 
webe aus Zellen und Gefässen besteht. Allerdings 
sind diese Gefässe von denen der Phanerogamen 
verschieden. Sie bestehen aus langgezogenen, ge- 
fässartigen, verholzten Zellen. „Zellenleitbündel“ 
sind sie deshalb auch benannt worden. 

Die Farne sind ausdauernde, sehr selten ein- 
jährige (Gymnogramma leptophylla) Gewächse. Sie 
besitzen meist einen sehr verkürzten oder kriechen- 
den Stamm, Rhizom, der sich aber auch in den 
Tropengegenden baumartig erhebt. Das Rhizom 
zeigt in seiner Mitte einen zelligen Markcylinder, 
der von einem Ringe grosser, mit braunen, verholz- 
ten Zellen umgebener Zellenleitbündel umschlossen 
wird. Diese Zellenleitbündel verlaufen nie parallel, 
sondern durchziehen in Schlangenwindungen das 
Rhizom, wodurch die Markschicht mit der aus 
dickwandigem Parenchym gebildeten Rindenschicht 
in Verbindung tritt. Der unterhalb der Terminal- 
knospe sich befindende Cambiumring verholzt, so- 
bald der Stamm seine normale Dicke erreicht hat. 
Aus der Unterseite des Stammes brechen zahlreiche 
Adventivwurzeln hervor. Die blattartigen Organe 
führen den Namen ‚„Wedel“, Sie sind in der Jugend 
schneckenförmig eingerollt. Die Blattfläche zeigt 
eine grosse Mannigfaltigkeit der Formen, sie wird 


— 132 — 


aus zwei, von einer Epidermis bedeckten Zellen- 
schichten gebildet. Die Oberhaut zeigt zahlreiche 
Spaltöffnungen. Stamm, Wedelstiel und Blattrippen 
sind meist stark mit Spreuschuppen bedeckt, selten 
fehlen diese gänzlich. Die Sporenbehälter sitzen 
auf der Unterseite des Blattes meist in Häufchen 
beisammen, welche oft von einem zarten Häutchen, 
Schleier, bedeckt werden. Das einzelne Sporangium 
stellt einen gestielten, rundlichen, von einem Ringe 
umgebenen Körper dar. Die keimende Spore ent- 
wickelt einen oberirdischen, blattartigen, herz- oder 
nierenförmigen (selten unterirdischen, knollenartigen) 
Vorkeim. Während bei den Zellenkryptogamen die 
Geschlechtsorgane — Antheridien und Archegonien 
— auf der vollständig ausgebildeten Pflanze auf- 
treten, entwickeln sich dieselben bei den Farnen 
auf dem Vorkeime. Aus ihrem Zusammenwirken 
geht nicht die Sporenfrucht, sondern die neue 
Pflanze hervor. So sehen wir auch in diesem 
Stücke eine höhere Stufe der Entwickelung. 
Die Farne gliedern sich in vier Ordnungen: 

I. Hymenophylleae. 

2. Polypodiaceae. 

3. Osmundaceae. 

4. Ophioglosseae. 

Die Hymenophylleen, von denen Europa nur 
zwei Arten aufweist, vermitteln recht anschaulich 
den Übergang zu den Moosen. Durch die einfache 
Struktur der blattartigen Organe, den fast steten 
Mangel an Spaltöffnungen, das Vorkommen von 
Paraphysen in den Fruchthäufchen und den kon- 
fervenartigen Vorkeim schliessen sie sich eng an 
jene an. 

Zu den Polypodiaceen gehört die weitaus grösste 
Mehrzahl der Farne. Bald einfach blattartig, bald 


— 133 — 


zierlich zusammengesetzt und vielfach geteilt, sind 
die oft einen Meter langen Wedel ein herrlicher 
Schmuck unserer Wälder und Gebirge. Unendlich 
zahlreicher und mannigfaltiger treten. freilich die 
Farne in der tropischen Zone auf. Häufig findet 
man sie dort den Baumstämmen ansitzend und 
ihnen einen wunderbaren Formen- und Farben- 
schmuck verleihend. Nicht wenig tragen sie dazu 
bei, den fremdartigen Eindruck hervorzurufen, den 
der tropische Urwald auf den Reisenden ausübt. 
Wahre Prachtgestalten sind die Adiantum- und 
Davallia-Arten, ferner die Marattiaceen und vor 
allem die herrlichen Gymnogramma- und Cheilanthes- 
Arten mit ihren silbern oder goldig schimmernden 
Wedeln. Grossartig aber erscheinen dann die Farne, 
wenn der Farnstamm, der bei unsern Arten sich 
der Erde anschmiegt oder nur wenig darüber er- 
hebt, dort eine Höhe bis zu etwa zehn Meter er- 
reicht, gekrönt von einem Busch mächtiger, zierlich 
gefiederter, in kühnen Bogen herabwallender Wedel. 
Wahrlich, da zeigt sich uns der Farntypus in seiner 
erhabensten Formvollendung, da werden die Farne 
eine Zierde jeder tropischen Landschaft. Wohl 
dürften diese berechtigt sein, mit den Palmen über 
den ersten Rang unter den Gewächsen ernstlich zu 
streiten und Anspruch zu erheben auf das Wort 
des grossen Linne, der, ergriffen von der wunder- 
baren, architektonischen Schönheit der Palmen, sie 
als die „Fürsten des Gewächsreiches“ allen Pflanzen 
voranstellte. 

Das hauptsächlichste, generelle Unterscheidungs- 
merkmal liegt in der Nervatur des Laubes. 

Die Fruchthäufchen sind teils einseitig, dem 
Nervenverlaufe folgend, teils dem Rücken der Nerven 
aufsitzend. Bei Pteris stehen die Früchte stets 


— 134 — 


unter dem umgerollten Blattrande. Von Unkundigen 
wird oft ein auf der Unterseite des Laubes von 
Pteris aquilina auftretender Pilz, Dothidea Pteridis, 
für die Fruktifikationsorgane angesehen. 

Die Gruppe der ÖOsmundaceen ist dadurch 
charakterisiert, dass die Sporangien durch Ver- 
drängung der Blattsubstanz sich zu einem eigen- 
artigen Fruchtstande vereinigen. Deutschland be- 
sitzt. /nur einen Vertreter dieser’ Gruppe, ir den 
Königsfarn, Osmunda regalis, der ein herrlicher 
Schmuck unserer Wälder und Torfwiesen ist. Dieser 
Farn besitzt ein so eigentümliches Gepräge, dass 
er nie verkannt werden kann. 

Die Ophioglosseen bewohnen teils die nördliche, 
teils die tropische Zone. Sie besitzen einen unter- 
irdischen, knollenförmigen Vorkeim, dem die Ge- 
schlechtsorgane eingesenkt sind. Das Rhizom bildet 
Adventivwurzeln. Die entwickelte Pflanze besteht 
aus einem Blatte, das einen unfruchtbaren und 
einen fruchtbaren Teil, die Aehre oder Rispe, er- 
kennen lässt. Auf trockenen Wiesen, an grasigen 
Abhängen, in Heidegegenden der Ebene und des 
Gebirges ist die Heimat dieser zierlichen Pflänzchen. 
Die bei uns vorkommenden beiden Gattungen 
Ophioglossum und Botrychium sind sehr leicht zu . 
unterscheiden. 

Mehr als bei den Zellenkryptogamen ist bei den 
Farnen der Grundsatz festzuhalten, stets nur voll- 
ständige Exemplare einzusammeln. Solche Exem- 
plare müssen das Rhizom oder wenigstens einen 
Teil desselben aufweisen und stets Früchte tragen. 
Niemals reisse man den Wedel einfach ab, wie dies 
von Anfängern oft beliebt wird. Solche krüppel- 
haften Exemplare sind wertlos. Empfehlenswert ist 
es, wenn man zu dem vollständig entwickelten 


— 15° — 


Exemplare auch Jugendzustände der Wedel legt. 
Dieselben sind oft abweichend gestaltet und haben 
nicht selten Veranlassung zur Aufstellung eigener 
Arten gegeben. 

Überragen die Wedel das Herbarformat, so 
knicke man den Wedelstiel um, ohne ihn zu zer- 
schneiden. Dasselbe gilt auch von den Enden der 
Fiedern 1. Ordnung. Will man von. kultivierten 
Baumfarnen auch Exemplare fürs Herbar einlegen, 
so ist man freilich schon gezwungen, den Wedel zu 
zerschneiden. Häufig findet man nun in Samm- 
lungen solche Exemplare, die nur aus den abge- 
schnittenen Fiedern (Segmenten) I. Ordnung be- 
stehen. Diese haben gar keinen Wert. Niemand 
kann an solchem Bruchstück erkennen, ob dasselbe 
ein Segment I. Ordnung oder die abgeschnittene 
Spitze eines ganzen Wedels ist. Der ganze Wedel 
ist vielmehr so zu zerschneiden, dass wenigstens 
ein Fiedernpaar zusammenhängt, also einen Teil 
der Mittelrippe erkennen lässt. Notizen auf der 
Etikette weisen auf die Form des ganzen Wedels hin. 

Um Wiederholungen zu vermeiden, gebe ich das 
Verzeichnis der einschlägigen Litteratur und der 
Fxsiccaten-Sammlungen am Schlusse der ganzen 
Abteilung der Gefässkryptogamen. 


Il. Schachtelhalme (Equisetaceae). 


Die Schachtelhalme stehen habituell in der jetzi- 
gen Pflanzenwelt völlig isoliert da. Es ist dieser 
Pflanzentypus als ein Überrest verloren gegangener 
Formen der vorweltlichen Pflanzenwelt zu betrachten. 

Obwohl also die Schachtelhalme mit den Farnen 
in ihrer Tracht gar keine Aehnlichkeit besitzen, ge- 


— 136 — 


hören sie doch in ihre Nähe, da sie sich auf die- 
selbe Weise aus den Sporen entwickeln wie jene. 

Die Hauptachse zeigt ein weit in der Erde hin- 
kriechendes, oft knollentragendes Rhizom. Dasselbe 
ist teils glatt, teils von braunem Filze überzogen. 
Unmittelbar über der Erdoberfläche setzt sich das 
Rhizom als Stengel fort. Dieser zeigt mit wenigen 
Ausnahmen eine Zentralhöhle, um welche herum 
die durch Parenchym getrennten Zellenleitbündel 
liegen. Er ist in Zwischenräumen mit den zu 
Scheiden verwachsenen Blättern besetzt und an 
dieser Stelle immer durch Querwände geschlossen. 
Wo zwei Blättchen aneinander grenzen, findet sich 
gewöhnlich eine deutliche Furche, Commissuralfurche 
genannt. Tritt noch eine Furche in der Mitte der 
flachen oder gewölbten Blätter auf, so nennt man 
diese Carinalfurche. Der Stengel ist entweder ästig 
oder einfach gegliedert. Jeder Ast ist ein getreues 
Abbild des Ganzen. Scheinbar stehen die Aeste 
über den Scheiden; in Wirklichkeit aber gehört 
jeder Astquirl zu dem zunächst unter ihm stehen- 
den Blattquirl. Das grundständige Astscheidchen 
ist ein wichtiges, specifisches Merkmal. 

In den Zellenleitbündeln entstehen durch Re- 
sorption des Zellengewebes Lufthöhlen, die Carinal- 
lufthöhlen genannt werden. Im Parenchym liegt 
ein zweiter Lufthöhlenkreis, die Vallekularlufthöhlen. 

Die an Kieselerde reiche Oberhaut zeigt sehr 
verschieden angeordnete Spaltöffnungen. 

Die Früchte entwickeln sich in einer endständi- 
gen Aehre. Diese wird von metamorphosierten Blatt- 
quirlen gebildet. Jedes Fruchtblatt ist gestielt und 
besteht aus einem fünf- bis mehreckigen Schildchen, 
das auf seiner unteren Seite kegelförmige, einwärts 
in einer Längsspalte aufspringende Sporenbehälter 


—, 1397 — 


trägt. Die Sporen sind kugelig und von zwei 
elastischen, spatelförmigen Schleuderern umwickelt. 

Unterhalb jeder Aehre befindet sich ein Ring. 

Während bei den bisher betrachteten Krypto- 
gamen die Kenntnis der Frucht zur Charakteristik 
der Arten von grösster Wichtigkeit ist, verliert sie 
bei den Schachtelhalmen fast ganz ihre Bedeutung, 
da man gerade die Art an den sterilen Stengeln 
am leichtesten erkennen kann. Dafür sind die 
Spaltöffnungen der Oberhaut desto wichtiger und 
bei der Klassifikation der Familie unentbehrlich. 

Diese Spaltöffnungen liegen entweder in der 
Oberhaut selbst (Equiseta phaneropora) oder unter 
der in einer Querspalte aufgerissenen Oberhaut 
(Equiseta cryptopora). Die Arten der zweiten 
Gruppe sind schwer von einander zu unterscheiden. 
Sie erfordern eine mikroskopische Untersuchung. 
Man fertigt zarte Querschnitte des Stengels an, um 
die Riefen zu prüfen. Letztere sind entweder kon- 
vex oder spitzkantig. Durch Schaben auf der Innen- 
seite befreit man die Oberhaut von Bast und 
Parenchym und ist nun im stande, die Beschaffen- 
heit und Anordnung der Spaltöffnungen zu erken- 
nen. Von getrockneten Exemplaren weicht man 
Pröbchen des Stengels in Wasser auf. 

Equisetum arvense Z/., Telmateja Zhrh., pratense 
Ehrh. und E. silvaticum Z. sind dadurch eigentüm- 
lich, dass der fruchttragende von dem sterilen 
Stengel sehr verschieden ist. Die Fruchtstengel er- 
scheinen im Frühjahre und haben nur eine kurze 
Lebensdauer. Die später auftretenden, sterilen 
Stengel kann man den ganzen Sommer hindurch 
sammeln. Auf die selten auftretende, ährentragende 
Form des sterilen Stengels möchte ich den Sammler 
besonders aufmerksam machen. 


9* 


— 133 — 


Alle übrigen Arten zeigen vollkommen gleich 
gebildete und auch zu gleicher Zeit erscheinende 
sterile und fertile Stengel. 

Um den grossen Formenreichtum der einzelnen 
Arten kennen zu lernen, empfiehlt es sich, an mög- 
lichst vielen und verschiedenen Lokalitäten Exem- 
plare einer Art zu sammeln. 

Beim Pressen wende man nur sehr gelinden 
Druck an, weil sonst die hohlen Stengel zerquetscht 
werden. 


Ill. Bärlappgewächse (Lycopodiaceae). 


Die Lycopodiaceen wurden von vielen älteren 
Botanikern den Moosen angereiht, mit denen sie 
habituell allerdings Aehnlichkeit besitzen. Es lassen 
sich drei Gruppen unterscheiden: 

Lycopodieae, 
Selaginelleae, 
Isoeteae. 

Die Lycopodieen sind Landpflanzen mit meist 
stielrundem, niederliegendem Stengel. Selten bleibt 
letzterer einfach, meist teilt er sich gabelförmig in 
zahlreiche Äste. Er besitzt einen Strang zentraler 
Leitbündel, in deren Mitte regelmässig bandartig 
angeordnete Treppenzellen liegen, die von Spiral- 
zellen und Parenchym umgeben sind, Das Cam- 
bium liegt im Umkreise des Bündels. Von der 
Aussenseite sind die Leitbündel durch einen Ver- 
dickungsring getrennt. Die Blätter stehen spiralig 
am Stengel, in ihren Achseln finden sich oft Brut- 
knospen. Die nierenförmigen, einfächerigen, zwei- 
klappigen Sporangien sitzen am Grunde der Stengel- 
blätter oder bilden einen ährenförmigen Fruchtstand 


— 159 — 


und enthalten zahllose, staubfeine Sporen. Die 
Lycopodieen findet man in Wäldern der Ebene und 
des Gebirges, auf Torfboden, feuchtem, sandigem 
Heideland u. s. w. 

Die Selaginellen sind moosähnliche Gewächse. 
Der Stengel ist niederliegend, selten in die Höhe 
steigend und teilt sich dichotom in zahlreiche Aeste. 
Stengel und Aeste entwickeln zahlreiche Adventiv- 
wurzeln.. Die Blätter sind vierzeilig angeordnet. 
Die Sporangien entwickeln sich meist in ähren- 
förmigen Fruchtständen. Sie treten in doppelter 
Form auf, als Makrosporangien und Mikrosporangien. 
Erstere springen in vier Klappen auf und enthalten 
vier Makrosporen, die bei der Keimung einen Vor- 
keim mit Archegonien entwickeln; letztere sind 
zweiklappig, angefüllt mit vielen, staubfeinen Mikro- 
sporen. Diese bilden die Antheridien, in denen die 
Spermatozoiden enthalten sind. 

Europa beherbergt nur drei Arten dieser interes- 
santen Pflanzengruppe. In gebirgigen Gegenden 
überkleidet Selaginella helvetica oft auf grosse 
Strecken den Boden, an Felsen, auf altem Gemäuer, 
an Strassen und Gräben bilden ihre weithin krie- 
chenden Stengel eine dunkelgrüne bis dunkelblut- 
rote Decke. S. spinulosa wächst mehr versteckt im 
Grase. S. denticulata Z. kommt nur im Süden 
Europas vor. 

Die Iso&ten haben das Ansehen steriler Gras- 
oder Binsenrosetten. Dem minder aufmerksamen 
Beobachter können sie daher leicht entgehen. Sie 
bilden einen durchaus eigentümlichen, scharf ge- 
sonderten und in vieler Beziehung merkwürdigen 
Pflanzentypus. Der knollenartig verkürzte Stamm 
zeichnet sich durch grosse Einfachheit des Wuchses 
aus. Er zeigt keine Sprossbildung und nur in 


— 140 — 

einigen wenigen Fällen ist eine dichotomische 
Teilung desselben beobachtet worden. Der Stamm 
besitzt eine zentrale Holzmasse. Die Rinde bildet 
sich fortwährend von innen heraus durch neue 
Zellen, die später von aussen her absterben. Nach 
unten entsendet der Stamm sonderbar dichotom 
geteilte Adventivwurzeln. Die Fruktifikationsorgane 
befinden sich auf der ausgehöhlten Innenfläche der 
an der Basis erweiterten, dachziegelig angeordneten 
Blätter. Stets finden sich auf demselben Stock 
zweigestaltige Sporangien. Die äussern Blätter ent- 
halten grössere, gerundet tetraädrische Makro- 
sporen, die innern bedeutend kleinere, längliche 
Mikrosporen. Letztere zeigen eine überraschende 
Aehnlichkeit mit dem Pollen der Phanerogamen. 
Die Keimung ist ähnlich der bei Selaginella. 

Je nach dem Vorkommen der Isoeten lassen 
sich folgende Gruppen unterscheiden: 

I. Wasser-Isoäten. Pflanzen stets im Wasser unter- 
getaucht. 

2. Amphibische Isoäten. Pflanzen im Wasser oder 
an periodisch austrocknenden Orten wachsend. 

3. Land-Isoäten. Pflanzen an periodisch nassen 
oder auch stets trockenen Orten auf dem 
Lande wachsend. 

Im nördlichen und mittlern Europa finden sich 
nur Vertreter der ersten Gruppe. Auf dem Grunde 
der Seen bis zu einer Tiefe von etwa 1!s Meter 
kommen die dichten, starren Rasen von Isoetes 
lacustris Z. und I. echinospora Dur. vor, oft 
gleichsam unterseeische Wiesen bildend. 

Auf einen Punkt möchte ich den Sammler auf- 
merksam machen. Diese beiden Wasser-Isoeten 
hat man stets in Gesellschaft einiger bestimmter 
Phanerogamen gefunden. Als solche Begleitpflanzen 


— 1441 — 


sind zu erwähnen: Litorella lacustris (nie fehlend), 
Lobelia Dortmanna, Nuphar pumilum, Sparganium 
affiıne, Myriophyllum alternifolium, Elatine Hydro- 
piper. Characeen finden sich selten in der Nach- 
barschaft der Iso@äten. — Findet man also in einem 
See mit sandigem, steinigem Boden einige der an- 
geführten Pflanzen wachsend, so unterlasse man 
nie, denselben auf die Anwesenheit von lIsoötes 
hin zu untersuchen. 

Die Vertreter der I. und II. Gruppe finden 
sich im westlichen und südlichen Europa, oder sie 
sind aussereuropäisch. 


4. Wurzelfrüchtler (Rhizocarpeen). 


Wir kommen nun zur letzten Familie der Krypto- 
gamen, den Wurzelfrüchtlern oder Rhizocarpeen. 
Bedeutsam wird diese Familie, da sie als Schluss- 
glied der Sporenpflanzen dasteht und zugleich den 
Uebergang zu den Samenpflanzen bildet. Wurde 
sie ja früher ohne weiteres den Phanerogamen zu- 
gezählt. 

Die Rhizocarpeen sind sämtlich Wassergewächse 
und schwimmen teils frei auf der Oberfläche des 
Wassers, teils wurzeln sie im Schlamme in Sümpfen 
und Gräben. 

Der Stengel besitzt nur ein zentrales Gefäss- 
bündel, welches von einem Ringe verholzter Zellen 
und einer parenchymatischen Rinde umgeben ist. 
Die Blätter sind entweder fadenförmig oder flächen- 
artig ausgebreitet. Die Sporangien sind von kugel- 
oder bohnenförmigen Behältern eingeschlossen. 


— 142 — 


Diese stehen entweder einzeln oder zahlreich neben 
oder in den Achseln der Blätter. Die Makro- und 
Mikrosporen finden sich entweder in demselben 
Behälter oder getrennt in verschiedenen. Die reifen 
Makrosporen besitzen eine sogenannte Keimwarze. 
Regelmässig bricht neben derselben der Vorkeim 
hervor, auf dem sich nur ein Archegonium bildet. 
Nach der Befruchtung durch die in den Mikro- 
sporen gebildeten Spermatozoiden wächst der Keim- 
körper zur neuen Pflanze heran. Vorkeim und 
Keimpflanze entwickeln sich ganz selbständig, bis 
ersterer überholt wird und nach und nach verküm- 
mert. Von den in Europa vorkommenden Gattungen 
Pilularia, Marsilea und Salvinia besitzt Deutschland 
je eine Art. Salvinia natans findet man im Herbst 
auf Gewässern schwimmend, namentlich gern 
zwischen Flossholz. Man fängt die Pflanzen unter 
Wasser auf Papier (vergl. Characeen) auf, wodurch 
das zarte Wurzelgeflecht gut erhalten bleibt. 

Nahe verwandt mit Salvinia ist die Gattung 
Azolla, deren Vertreter in aussereuropäischen Län- 
dern gefunden werden. 


Litteratur 


Döll, J. C., Gefässcryptogamen des Grossherzog- 
tums Baden. Karlsruhe 1855. 

Duval-Jouve, ]J., Histoire naturelle des Equisetum de 
France. Paris 1864. 

Heufler, N. v., Asplenii species Europ. Wien 1856. 

Hooker, W. ]., Genera filicum. London 1842. 120 

kol. Tafeln. 
Luerssen, Ch., Gefässcryptogamen Deutschlands 


— 13 — 


(vergl. Rabenhorst, Crypt. Flora. 2. Aufl.‘ 
Leipzig 1884. 

Mettenius, G., Filices horti botan. Lipsiensis. Lip- 
siae 1856. 

Milde, J., Gefässcryptogamen in Schlesien, mit 25 

Tafeln. Bonn 1859. 
„ Die höheren Sporenpflanzen Deutschlands und 
der Schweiz. Leipzig 1865. 
Monographia Equisetorum. Dresden 1865. 
Filices Europae et Atlantidis, Asiae minoris 
et Sibiriae. Lipsiae 1867. 

Presl, C. B., Hymenophyllaceae. Prag 1843. 

Roeper, ]J. A., Zur Flora Mecklenburgs. 2 Teile. 
Rostock 1843—44. 

Spring, A., Monograph. de la fam. des Lycopo- 
diac&es. Brux. 1842—40. 

Waldner, H., Deutschlands Farne mit Berücksichti- 
gung der angrenzenden Gebiete Oesterreichs, 
Frankreichs und der Schweiz. 

Wünsche, O., Filices Saxonicae. Zwickau 1871. 


„ 


” 


Exsiccaten-Sammlungen. 


Anne Libert, Plantae cryptogam. Arduennenses, 

Baenitz, Herbarium europaeum. 

Breutel, Cryptogamae vasculares exsiccatae. 

Billot, Flora Galliae et Germaniae exsiccata, 

Babette Simon, Filices Maderenses. 

Jack, Leiner und Stizenberger, Badische Crypto- 
gamen. 

Desmazieres, Plantes cryptogam. de France. 

Erbario crittogamico italiano. 

Elias Fries, Herbarium normale. 


— 14 — 


Funk, Cryptogamische Gewächse des Fichtel- 
. gebirges. x 

Herbarium norddeutscher Pflanzen von Lasch und 
Baenitz. 

Kneiff und Hartmann, Badische Kryptogamen. 

Nestler et Mougeot, Stirpes cryptogamicae Vogeso- 
Rhenanae. i 

Rabenhorst, Cryptogamae vasculares Europaeae. 

Schultz, F., Flora Galliae et Germaniae exsiccata. 


EB, 
Fa Br 


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New York Botanical Garden Libra 


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