I
SCHENBU
>HP& RUDOLF AB
12, AUFLAGE
mm um »» tt»
mn ttoi mm mm
MEMCAL *SCH®
3.
Danach adde das Weisse eines Eies. Stelle Kessel in
grossen Kochtopf mit kochendem Wasser, rühre Gelatine
gut um; sie ist in etwa 3 Min. auf 98-99° erhitzt. Nun
koche den grossen Kochtopf samt Gelatinekessel mit aufge-
legtem Deckel etwa 1 5 Min. Filtriere in 60 ° warmem
Warmwassertrichter , der nebst Filter , Sammelkolben und
Abzapf Vorrichtung vorher sterilisiert ist. Sammle die ganze
Gelatine in einem Kolben. Fülle sie steril ab in sterile
Röhrchen und erhitze 20 Min. lang im strömenden Dampf.
Kühle schnell ab durch Einsetzen in kaltes Wasser. Die
Gelatine ist dann gebrauchsfertig und steril; ihr Schmelz-
punkt liegt nach mehrtägiger Aufbewahrung bei 29 — 30 °,
vorher etwas niedriger. (Das Wesentliche der Methode liegt
in der kurzen Kochdauer der Gelatine ; s. oben !)
Leicht alkalisierte Gelatine empfiehlt sich für
manche Bakterien. Ein Zusatz von 10 — 15 ccm Normalsoda-
lösung pro Liter Gelatine über die neutrale Reaktion hinaus
schadet kaum jemals. Bestimmte Bakterien verlangen noch
höhere Alkalescenz (vgl. später). — Es entsprechen : 10 ccm
Normalsodalösung 5,3 ccm 10°/oiger Lösung wasserfreier Soda
oder 14,3 ccm 10°/oiger Lösung kristallisierter Soda, Eine
— 11 -
10o/oige Lösung kristallisierter Soda enthält 3,7 °/0 Na2C03,
Normalsodalösung 5,3 °/o Na2C03.
Näh ra gar.
1. Zu dem Fleischwasser dieselben Zusätze wie bei Be-
reitung der Nährbouillon, ausserdem 1 l\% — 2°/o fein zerschnit-
tenes oder pulverförmiges Agar-Agar. Es ist gut, das schwer
lösliche Agar schon ein paar Stunden vor den anderen Zu-
sätzen zuzufügen und aufweichen zu lassen, weil es sich dann
schneller löst.
2. 3. 4. Wie bei Nährbouillon. (S. 9.)
Reaktion prüfen, eventuell korrigieren.
5. Der flockig trübe Nährboden müsste nun filtriert werden.
Dies gelingt durch Filtrierpapier selbst unter Zuhilfenahme
eines heizbaren Trichters oder im Dampfstrom nicht leicht.
Daher filtriert man besser durch Watte: In einen Trichter
bringt man eine vierfache Lage Verbandwatte, die über den
Rand herausragen muss, kocht den so vorbereiteten Trichter
. 1 Stunde im Dampftopf und gibt sogleich das noch heisse
Nähragar hinein. Oder man verzichtet auf Filtration ganz,
lässt das flüssige Agar im Dampfsterilisator nach Löschen
der Flamme einige Zeit stehen, wobei sich die Trübungen
grösstenteils absetzen, giesst oder hebert die oberen ziemlich
klaren Agarpartien ab und klärt sie wenn nötig nochmals
durch Absitzenlassen (enge hohe Glaszylinder oder Spitzgläser
sind hierzu sehr gut brauchbar; man kann das Agar auch
darin erstarren lassen, es dann herausklopfen und die trüben
Partien durch Abschneiden entfeinen).
6. Wie bei Nährbouillon. (S. 9.)
Wiederholtes Kochen schädigt das Erstarrungsvei mögen
des Nähragars nicht. Agar wird erst bei 90 — 100° flüssig,
bleibt es dann bis auf einige 40° herab; bei noch niedrigerer
Temperatur erstarrtes sehr schnell, fast plötzlich. Erstarrendes
Agar scheidet etwas Flüssigkeit (sog. Kondenswasser) aus.
Modifikationen der Rähr-Bonillon-,
Gelatine- nnd Agar-Bereitnng.
1. Das Fleisch wasser (S. 8) kann auch noch in etwa
4facher Verdünnung zur Bereitung der Substrate ver-
wendet werden, ohne dass deren Nährkraft beeinträchtigt
wird. — Fleischwasser kann man auch aus Fleisch anderer
■BHHBMHam^^^ni^UHHU
— 12 -
Tiere als Rind und Pferd, ferner aus Placenten, Bullen-
hoden (sehr billig !) u. dergl. bereiten.
2. Statt des Fleisch w assers lässt sich auch eine
1 — 2°/oige Lösung Liebigschen Fleischextraktes ver-
wenden. (Ein Kochsalzzusatz zu den Nährböden ist dabei
unnötig.) Doch sind die damit hergestellten Substrate den
Fleischwassernährböden nicht ganz gleichwertig. Für WaSSeP-
unterSUChungen wird amtlich folgende Gelatine em-
pfohlen: Solve Fleischextrakt Liebig 2, Pepton Witte 2,
NaCl 1 in Aqua 200. Koche J/2 Stunde im Dampf, nach Er-
kalten und Absetzen ultra. Adde auf 900 Teile dieser Lösung
100 Teile Gelatine, koche nach Quellen und Erweichen der
Gel. bis höchstens 1/2 Std. im Dampf. Der heissen Lösung
adde von 4°/oiger NaOH 30 Teile, dann von der gleichen
NaOH tropfenweise, bis blaues Lackmuspapier nicht mehr
gerötet wird. Erhitze ^4 Std. im Dampf, prüfe Reaktion
und korrigiere sie, wenn nötig. Adde l1^ Teile kristallisierte,
nicht verwitterte Soda, koche l/j— 3,4 Std. im Dampf, filtra.
Fülle in sterile Röhrchen zu je 10 ccm (s. S. 13), sterilisiere
durch einmaliges Erhitzen im Dampf während 15 — 20 Min.
3. Die Neutralisation mit Lackmus als Indikator (S. 9)
ist schwierig, weil nicht leicht zu entscheiden ist, wann blaues
Papier eben nicht mehr gerötet wird. Genauer, aber umständ-
licher ist die Neutralisation mit Phenolphthalein als
Indikator l Man verdünne in einem Kölbchen 5 ccm Nähr-
boden mit 4.5 ccm frisch hergestellter Aq. dest., koche
3 Min. über der Flamme, füge dazu 1 ccm Phenolphthalein-
lösung (0,5 g Ph. solve in 100 ccm 50°/oigen Alkohols) und
titriere mit 1/2o Normal- NaOH oder -HCl bis zu deut-
ticher Hellrotfärbung der Flüssigkeit. Nun setze zu der
ganzen Nährbodenmasse nach Massgabe des Titrationsergeb-
nisses soviel Normal -NaOH oder -HCl, dass die Reaktion
vermutlich neutral wird. Titriere darauf wieder eine Probe
des Nährbodens (5 ccm) wie oben und korrigiere eventuell
die Reaktion der Nährbodenmasse. Koche das Substrat auf
und prüfe wieder. Ist der Nährboden nun für Phenolphthalein
neutral oder leicht alkalisch, so ist er für Lackmus stark
alkalisch, da die in der Nährlösung vorhandenen Peptone und
Diphosphate, die Lackmus gegenüber neutral oder alkalisch
sind, sich gegen Phenolphthalein sauer oder neutral verhalten.
Da erfahrungsgemäss die auf Lackmus neutral oder leicht
alkalisch reagierenden Nährböden die für das Bakterien-
- 13 -
Wachstum geeignetsten sind, so müssen die auf Ph. neutra-
lisierten noch einen Zusatz von Säure erhalten. Adde l,5°/o
(bis 2,5°/o, vermerke wieviel!) Normal-HCl, koche auf, fil-
triere, sterilisiere usw.
4. Ein Zusatz von 2 — 8°/o Glycerin. puris. zu
den Substraten vor der Sterilisation (besonders zu Agar —
sogenanntes GlyzerinagaP — ) erhöht für manche Zwecke
ihre Brauchbarkeit. (S. S. 54 Tuberkelbaz.)
Abfüllen nndSterilisieren der Nährböden.
Neue Reagenzgläser (üblich solche von 160 mm Länge,
16 mm Durchmesser) müssen vor Gebrauch mit angesäuertem
(1 — 2 °/o HCl enthaltendem) Wasser ausgekocht werden, da sie
beim Erhitzen Alkali abgeben, wodurch die in ihnen enthaltenen
Nährböden trübe und unbrauchbar werden können. Man kauft
am besten Röhrchen aus Jenenser Glas (Firma Schott-Jena),
die wenig Alkali abgeben. Gebrauchte werden in Wasser
oder Dampf ausgekocht. Man reinigt die Reagenzgläschen
durch Aasbürsten sorgfältig, lässt sie austrocknen, versieht
sie mit etwa 3 cm langen, fest hineingedrehten, über die
Mündung etwas hinausragenden Wattetropfen und sterilisiert
sie im Trockenschrank gemäss S. 6 Ziff. 2 (die Sterilisation
kann bei Röhrchen, die nachher, mit dem Nährsubstrat ge-
füllt, noch wiederholt sterilisiert werden, unterbleiben).
Zum Abfüllen versieht man einen Trichter unten mit
einem Stück Gummischlauch, bringt in diesen ein kurzes Glas-
röhrchen, auf den Trichter ein Glasschälchen als Deckel und
sterilisiert alles zusammen im Dampfstrom. Mittelst dieses
Apparates, auf dessen Gummischlauch man einen Quetschhahn
klemmt, füllt man etwa 5 cem der Substrate in jedes Röhr-
chen ein. Man vermeidet durch diese Einfüllungsart das beim
Eingiessen eintretende Beschmutzen des oberen Randes der
Röhrchen, wo der Wattepfropfen nicht festkleben soll.
Zum Abfüllen bestimmter Mengen in Röhrchen
benutzt man besondere Fülltrichter (Treskowsche) oder
man versieht eine graduierte Bürette unten durch Schlauch-
verbindung mit einem \- oder j_- förmigen Ansatzrohr, lässt
durch dessen einen Schenkel von einem hochgestellten Kolben
aus durch einen Gummischlauch die Nährflüssigkeit bis zur
Marke 0 steigen, schliesst den Zufluss ab und füllt aus dem
anderen Schenkel, der mit Gummischlauch, Glasrohr und
Quetschhahn versehen ist, bestimmte Mengen ab. (Vor dem
- 14 -
Sterilisieren der Röhrchen ist an einigen der Stand des In-
haltes durch Fettstiftstrich zu markieren, um zu kontrollieren, ob
sich die Menge auch nicht nach dem Sterilisieren verändert hat !)
Die gefüllten Röhrchen sterilisiert man im Dampfstrom
(der Regel nach drei Tage hintereinander je */4 Std., doch
genügt, wenn Röhrchen und Abfüllvorrichtung sterilisiert
waren, einmaliges Erhitzen für */4 Std.) und lässt dann Agar
und Gelatine in gerader Stellung der Röhrchen erstarren oder
in schräger Lage, das Ende der Röhrchen mit dem Watte-
bausch auf einen Bleistift, ein Glasrohr oder dergl. gelagert;
die Lösung darf dabei nicht den Wattestopfen benetzen,
weil dieser sonst später festklebt!
Peptonwasfier.
Als Ersatz für Bouillon kann man vielfach eine Lösung
von Pepton (Witte-Rostock) 1—2% und NaCl 1/2— l°/o
in Aq. dest. (oder Aq. comm.) verwenden. Für bestimmte
Zwecke (s. Indolreaktion S. 31) fügt man noch 0,01 °/o KNO3
und 0,02 °/0 krist Soda zu. Sterilisieren wie bei den Fleisch-
wassernährböden. (Gut für Cholera und ähnliche Vibrionen,
massig für Typhus- und Kolibaz., schlecht für Diphtheriebaz.
brauchbar.) — Für Wasseruntersuchungen bestimmter Art
(s. S. 84) hält man sich zweckmässig eine ko n zen-
trier tere Peptonlösung steril in Kolben vorrätig (Pepton
und NaCl ^ 10,0, KNO3 1,0, kristall. Soda 0,2, Aqua 100,0).
B 1 11 1 «enimiiä h rböden.
Von dem beim Schlachten eines Tieres (Rind, Hammel,
Pferd) aus der Stichwunde am Halse spritzenden Blut fängt
man in grossen, mit Sublimat, Alkohol und Äther nachein-
ander gereinigten Glaszylindern auf, die man 24 Stdn. an
kühlem Orte stehen lässt. Mit steriler Pipette oder sterilem
Heber wird dann das ausgeschiedene klare oder leicht blutig
gefärbte Serum abgehoben und in sterile Reagenzgläser ge-
füllt. (Die Abscheidung des Serums befördert man, indem
man den Blutkuchen einige Stunden nach dem Auffangen des
Blutes mit sterilem Glasstabe von der Gefässwand lockert.)
Durch Erwärmen auf etwa 70° über längere Zeit hin
lässt sich das Serum in eine ziemlich durchsichtig erstarrte
Masse verwandeln, wobei sich etwas „Kondenswasser" aus-
scheidet; man wählt meist schräge Lage der Röhren in be-
sonderen Serumerstarrungsapparaten.
Das so gewonnene Blutserum enthält stets sehr resi-
$ftBjjB9SR^nmmmmmaaammm^HaMa^B^m»mmmam
- 15 -
stente Keime. Um keimfreie Serumröhrchen zu erhalten,
kann man fraktionierte Sterilisation anwenden (siehe Seite 7
sub 4 b), doch ist dieses Verfahren nicht ganz zuverlässig.
Oder man stellt die erstarrten Röhrchen 24 Stunden in den
Brutapparat und scheidet die durch Bakterienwachstum ver-
unreinigten (Kondenswassertrübung , oft 5ü°/o und mehr!)
aus. Oder man füllt das Serum in Flaschen, versetzt es mit
1 — 2°/o Chloroform und verschliesst fest mit Gummistopfen;
dann ist es nach einigen Monaten Aufbewahrung (also Vorräte
halten !) meist keimfrei (Chloroform durch Erwärmen verjagen!).
Umständlich und langwierig ist die keimfreie Filtration von
Serum (s. S. 7 sub 4c). Am sichersten ist es, das Blut
keimfrei zu entnehmen, indem man selbst einem Hammel
oder Kalb im Laboratorium eine sterile Kanüle, aseptisch ope-
rierend, in die Karotis bindet und das Blut durch einen an
der Kanüle befestigten sterilen Gummischlauch in einen sterilen
Kolben laufen lässt, dann wie vorbeschrieben weiter behandelt.
Flüssiges Blutserum als Nährboden gewinnt man am
zweckmässigsten auf diese Weise !
Für die meisten Zwecke kann man auf die geringe Durch-
sichtigkeit des erstarrten Serums verzichten und es sterilisieren,
indem man es, nach dem Erstarren in schräger Schicht, drei
Tage nacheinander je */2 Stunde lang im Serumerstarrungs-
apparat auf 95 — 98° erhitzt (oder auch im Dampfstrom auf
100°, wobei jedoch die .Substratoberfläche oft durch Blasen-
bildung uneben wird). Zur Vorsicht kann man vor Gebrauch
die Röhrchen dann noch 24 Stunden bei 37 ° halten und ver-
unreinigte (Kondenswassertrübung!) ausscheiden.
Statt in Röhrchen kann man Serum auch in Do pp ei-
sen ä Ich en (s. S. 20) erstarren lassen (und wie vor steri-
lisieren). Hier trocknet aber die Oberfläche schnell aus, auch
finden sich oft fremde Keime ein.
Ebenso wie Serum kann man durch aseptische Punktion
gewonnene Ascites-, Ovarialeysten- und Hydroeelen-
flÜSSigkeit zum Erstarren bringen oder als flüssiges Substrat
benutzen. (Reaktion manchmal sehr stark alkalisch, stets prüfen,
ev. korrigieren!)
Blutserum mit Bouillonzusatz.
(Löf f lersches Blutserum.)
Den Nährwert des Blutserums kann man dadurch er-
höhen, dass man (vor dem Einfüllen in Röhrchen) zu 3 bis
^
- 16 -
4 Teilen desselben einen Teil leicht alkalischer Bouillon
(bereitet mit 1 °/0 Pepton, */2 °/o Kochsalz und 1 °/0 Trauben-
zucker) zusetzt. Die Erstarrungsfähigkeit wird durch den Zu-
satz nicht beeinträchtigt, doch muss man höhere Tempera-
turen (90 — 95 °) zur Erzielung guter Erstarrung verwenden.
Menschliches Serum
siehe sub Gonokokken S. 91 Nr. 1 u. 2.
Blutserum-Agar.
Flüssiges steriles Blutserum wird auf 40 — 50° erwärmt
und mit flüssigem, auf 40 — 50° abgekühlten Nähragar (mit
2 — 3°/o Agargehalt) ää oder 1:2 gemischt. Erstarrt beim
Abkühlen. Wird vor der Erstarrung besät und dann schnell
zu Platten verarbeitet (S. 19—21) oder in sein abliegenden
Röhrchen oder in Schälchen zur Erstarrung gebracht und dann
an der ( Oberfläche besät (S. 23). Ebenso wird Ascites- oder
HydrOCelenagar hergestellt. (S. auch S. 92 unter 3!)
Eier.
Die Schale des Eies wird sorgfältig abgeseift und abge-
bürstet, mit warmem ca. 5 °/o igem Sublimat und sterilem
Wasser gewaschen und mit steriler Watte getrocknet. Zur
Besäung macht man in die Spitze des Eies mit steriler Nadel
eine kleine ( )ffnung , impft durch diese und verschliesst die
Öffnung mit Siegellack oder sterilem Papier und Kollodium.
Schlechter Nährboden, weil häufig nicht steril.
Erstarrtes Ei weiss (mit oder ohne Eigelb) in
Schälchen oder Röhrchen stellt man her, indem man den
Inhalt eines Eies nach Sterilisierung seiner Schale und An-
legung einer Öffnung an jedem Pole in sterile Schälchen oder
Röhrchen ausbläst und im Serumerstarrungsapparat wie Serum
erstarren lässt und sterilisiert. Will man Eiweiss und Eigelb
getrennt haben, schlägt man die äusserlich sterilisierten Eier
nach Hausfrauenart vorsichtig auf.
Kartoffeln.
1. Halbierte Kartoffeln mit Schale, Gute
Salatkartoffeln werden mit der Bürste unter der Wasserleitung
gründlich gereinigt. Nachdem die sog. Augen und die faulen
Flecke mit dem Messer ausgeschnitten sind, werden die
Kartoffeln x/2 Stunde in 1 °/00 ige Sublimatlösung gelegt.
- 17 —
Darauf werden sie in Wasser abgespült, 3/4 Stunden im Dampf-
apparat gekocht, mit sauberen Händen ^efasst, mit sterili-
siertem Messer in der Zone des grössten Umfanges durch-
schnitten, auseinandergeklappt und in feuchten Kammern
(grossen Doppelschalen mit wasserbefeuchtetem Fliesspapier
am Boden) so, dass sich die einzelnen Kartoffelhälften nicht
berühren, bewahrt. Besät wird das Zentrum der Schnittfläche.
An der Schale der Kartoffel sitzen viele die Kochung über-
lebende Sporen, von denen aus bald Entwicklung über die
ganze Kartoffel statthat, daher sind die beiden folgenden
Verfahren, bei denen die Schale entfernt wird, vorzuziehen.
2. Kartoffelscheiben ohne Schale. Die wie
bei 1. gereinigte Kartoffel wird geschält und in 1 — 2 cm
hohe Scheiben zerlegt. Die Scheiben werden in sterile
Doppelschälchen gebracht und im Dampf sterilisiert (am
sichersten bei 110 — 120° 1 Std. lang, wobei die Kartoffeln
allerdings bräunlich werden und schrumpfen, oder aber wieder-
holt bei 100° 1/4— 7« Std.).
3. Kartoffel keile ohne Schale. Mit einem
weiten Korkbohrer sticht man aus der gereinigten Kartoffel,
in der Richtung ihrer längsten Achse und nach Entfernung
ihrer Schale an der Ein- und Ausbohrstelle, einen Zylinder
aus , den man durch einen schrägen Schnitt mit sterilem
Messer in zwei Keile zerlegt. Jeder Keil kommt mit der
Basis nach unten in ein steriles Reagenzröhrchen, in dessen
Kuppe ein Bäuschchen Watte oder ein Stückchen Glasrohr
liegt , damit das Kartoffelstück nicht nach dem Kochen in
dem dabei von ihm ausgeschiedenen Wasser steht. Sterilisieren
wie bei 2.
4. Kartoffelbrei. Mit Wasser oder Milch zu Brei
zerquetschte gekochte Kartoffeln werden in etwa 1 cm hoher
Schicht in Erlenmeyersche Kolben gefüllt und im Dampf
sterilisiert.
Kartoffeln reagieren sauer. Für manche säureempfind-
liche Bakterien erhöht sich ihr Nährwert, wenn sie in 3%iger
NaCl- oder l°/0iger Na2C03-Lösung, die später vorsichtig
abgegossen wird, gekocht werden. Glyzerinkartoffeln
s. S. 54.
Brot.
Gedörrtes Graubrot wird fein zerrieben, davon soviel, dass
der Boden bedeckt ist, in Erlenmeyersche Kolben geschüttet
und mit Wasser soweit übergössen, dass ein dicker Brei ent-
Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 2
- 18 —
steht. Im Dampfstrom oder besser Autoklaven sterilisiert.
Sauer reagierend, gutes Substrat für Schimmelpilze.
Milch.
Frische, auf Lackmuspapier amphoter reagierende, am
besten durch Zentrifugieren entrahmte Milch wird in Reagenz-
gläschen gebracht und an drei aufeinanderfolgenden Tagen je
V2 — 1 Std. im Dampf ström gekocht. (Temperaturen von 110°
und darüber färben das Substrat bräunlich.) Vor Besäung
behufs Prüfung der Sterilität mindestens 3 Tage bei 37 ° halten.
Eiweissfreie Nährlösung nach Uscltinsky-
C. Fränkel.
NaCl 5,0, Kalium- oder Natriumbiphosphat 2,0, Aspa-
ragin oder asparaginsaures Natrium 4,0, Ammon. lactic. 6,0
solve in Aqua commun. 1000,0. Neutralisieren und leicht
alkalisieren mit NaOH, sterilisieren wie Bouillon.
Aiiilcre Xährsubstrate.
S. Abschnitt VI und Register.
Aufbewahrung; von Nährböden.
Allgemeine Regel: Bei allen Nährbodenvor-
räten vermerke am Behälter Tag der Fertig-
stellung, Zusammensetzung, Reaktion!
Nährböden verderben bei der Aufbewahrung oft, besonders
durch Austrocknen und, trotz dichten Watteverschlusses, durch
Eindringen von Schimmelpilzen. Beides lässt sich verhüten,
entweder indem man die Röhrchen und Kolben nach
Absengen des Randes und des vorstehenden Teiles des Watte-
stopfens mit einer soeben im Dampfstrom gekochten dicht-
anschliessenden Gummikappe überzieht (oder einer sterilisierten
Stanniolkappe oder einer Schmelzmetallkappe gemäss S. 116
sub 4) ; oder indem man die Nährböden in Flaschen mit
dichtem Gummibügelverschluss (z. B. von C. Raupert-Magde-
burg) aufbewahrt ; oder indem man die Nährbodengefässe in
einer dicht verschliessbaren Blechschachtel (Cakesbüchse) zu-
gleich mit einem in Nelkenöl getränkten grossen Stück
Fliesspapier oder Watte bewahrt.
~ 19 —
Zu eingetrockneten Nährböden setze man das verdunstete
Quantum Wasser wieder zu und sterilisiere aufs neue (gut
durchmischen!). Nährböden mit beginnender Schimmelbil-
dung lassen sich ebenfalls durch erneute Sterilisation noch retten.
IV.
Die Kultur metho den. Allgemeines.
Das Platten verfahren.
Das Plattenverfahren dient zur Trennung der verschiedenen
Bakterienarten in Bakteriengemischen. Die Keime werden,
in einem flüssig gemachten Nährmedium verteilt, bei dessen
Erstarren an verschiedenen Stellen festgehalten. Sie ver-
mehren sich dann, wenn ihnen das Substrat zusagt, und bilden
räumlich voneinander getrennte Kolonien.
1. Gelatineplatten: Man verflüssigt drei Röhrchen
mit Nährgelatine im Wasserbade bei 30—35°. Eines davon
(Nr. 1) fasst man mit der linken Hand derart, dass es zwischen
Daumen und nach oben gekehrter Hohlhand mit der Mündung
nach rechts in schräger Lage ruht, dreht den Watte-
bausch heraus und nimmt ihn zwischen zwei Fingerspitzen
der linken Hand so, dass die zum Einführen in die Röhrchen-
mündung bestimmten Teile der Watte nach unten hängen
und von den Fingern nicht berührt werden. (Die gleiche
Haltung des Röhrchens beobachte bei allen Abimpfungen von
Reinkulturen usw.!) Mit abgeglühter und wieder erkalteter
Platinöse nimmt man nun eine Spur Bakterienmaterial auf und
verreibt diese an der Glaswand mit dem obersten Teile der
Gelatine im Röhrchen. Platinöse abglühen und fortstellen,
Röhrchen mit dem Wattebausch verschliessen ; Verteilen der
Bakterieneinsaat in der Gelatine durch Drehen, Neigen und
Wiederaufrichten des Röhrchens (nicht schütteln, weil die
entstehenden Blasen später leicht Kolonien vortäuschen. Gela-
tine soll Wattebausch nicht berühren!)
Nun fasst man das Röhrchen wieder wie vor angegeben,
öffnet es und nimmt das zweite Röhrchen ebenso daneben.
Mit steriler Platinöse überträgt man drei Ösen Inhalt von
Röhrchen 1 in Röhrchen 2, glüht die Öse ab und schliefst
2*
- 20 -
beide Röhrchen. Nr. 1 zurück in das Wasserbad. Nr. 2
mischen wir vorher Nr. 1 und von Nr. 2 drei Ösen Inhalt
in Röhrchen 3 übertragen, dann dessen Inhalt mischen.
(Bei sehr bakterienreichem Material sät man weniger aus,
überträgt von einem Röhrchen zum andern nur 1 — 2 Ösen
oder besät noch ein viertes und fünftes Röhrchen; ev. ver-
zichtet man darauf, das Röhrchen 1, das dann statt Nähr-
substrat steriles Wasser enthalten kann, zur Platte auszugiessen.)
Die Gelatine giesst man nach Abbrennen und Wieder-
abkühlung des Röhrchenrandes auf dem horizontal gestellten
Giessapparate auf vorher trocken in genieteten Blechbüchsen
sterilisierte Glasplatten aus und verteilt sie mit dem
Rande des Glases so, dass rings ein ca. 1 cm breiter Rand
auf der Glasplatte bleibt Nach dem Erstarren der Gelatine
bringt man die mit Nummern (1, 2, 3) beschriebenen Platten
auf Glasbänkehen in grosse Doppelschalen , auf deren Boden
man ein Stück feuchtes Fliesspapier legen kann. Die Platten
dürfen nur so gross sein, dass man jede Stelle unter dem
Mikroskop betrachten kann.
Besser als Platten sind sterile DoppelSChälChen (sog.
Petrischalen, flach, von 9 — 10 cm Durchmesser; grössere
s. S. 75) , da sie ohne Giessapparat gefüllt werden können
(Deckel beim Eingiessen des Substrates nur an einer Seite
ein wenig lüften), von Luftkeimen nicht so leicht verunreinigt
werden und durch das Bakterienwachstum etwa flüssig wer-
dendes Substrat nicht abfliessen lassen wie Platten.
Hat man weder Platten noch Schälchen zur Verfügung,
so stellt man Rollröhrehen her. Man zieht eine Gummi-
kappe über den Wattepropf des Röhrchens, hält dieses fast
horizontal unter den Strahl der Wasserleitung und bringt
die Gelatine durch schnelles Drehen des Röhrchens rings an
den Wänden gleichmässig zum Erstarren. Der Wattepropf
soll nicht von der Gelatine berührt werden. Es empfiehlt
sich Röhrchen mit möglichst wenig Gelatine zu nehmen
(höchstens 5 cem) und diese vor dem Rollen bis nahe an
den Erstarrungspunkt abkühlen zu lassen. Im Sommer rollt
man in einer Schale mit Eiswasser. Cave das Berühren mit
der wannen Hand beim Fortstellen ! Wenig geeignet beim
Vorhandensein stark verflüssigender Bakterien.
Alle Kulturen sofort deutlich und genau
mit Fettstift oder Glastinte (auch gewöhnlicher Tinte) oder
(besser) mit Etiketten unter Datumangabe signieren!
- 21 -
2. Agarplatten werden genau wie Gelatineplatten aus
verflüssigten, auf ca. 40° abgekühlten Nähragarröhrchen her-
gestellt (nur in Schälchen , nicht auf Platten, weil hier das
Agar infolge Ausscheidens von Kondcnswasscr meist nicht
festhaftet). Schnell arbeiten, weil Agar leicht erstarrt!
(S. S. 11.) Schälchen vor Eingiessen leicht anwärmen. Roll-
röhrchen gelingen schlecht. Man bewahre Agarschälchen mit
der Deckelseite nach unten auf, weil aus dem Agar ausge-
presstes Kondenswasser anderenfalls leicht alle oberflächlich
gelegenen Kolonien konfluieren lässt.
Über Herstellung von Serumagarplatten vergl. S. .16.
VOPZÜge der Gelatine: Kolonien meist in charakte-
ristischen Formen wachsend.
Nachteile deP Gelatine : Bleibt fest nur bis höchstens
30° (in üblicher Weise hergestellt nur bis 22— 24°, besonders
in Platten), nicht bei Körpertemperatur. Schnelle Verflüssi-
gung (Peptonisierung) durch manche Bakterien störend bei
Isolierung auf Platten.
Vorzüge des Agars: Bei Körpertemperatur in festem
Zustande zur Züchtung verwendbar. Keine Verflüssigung
durch Bakterienwachstum, so dass Platten länger haltbar sind
als solche von Gelatine.
Nachteile des AgaPS: Kolonien oft wenig charak-
teristisch wachsend.
Verdünnungen mit Verbrauch von wenig Ge-
latine Oder Agars: Man bringt eine Anzahl von Bouillon-
oder Gelatinetröpfchen auf eine sterile Platte oder die Innen-
seite des Deckels einer Petrischen Schale, besät den ersten
Tropfen mit dem zu untersuchenden Materiale , von diesem
den zweiten, von diesem den dritten etc. und von beliebigen
Tropfen ein oder mehrere Gelatine oder Agarröhrchen , die
man dann zu' Platten ausgiesst.
Die Untersuchung der Platten.
Die auf Platten entwickelten Kolonien untersucht man
mit schwachem Objektiv, enger Blende und Hohlspiegel. Von
Doppelschälchen hebt man den Deckel ab oder bringt sie,
wenn man nicht abimpfen will, geschlossen mit der Bodenseite
nach oben unter das Mikroskop.
Zur Abimpfung von einer bestimmten Kolonie dient das
sogenannte Fischen: Man stellt die zu untersuchende, auf
der Platte entwickelte Kolonie mit schwacher Vergrößerung
- 22 -
ein, geht mit einer sehr feinen, kurzen, zweckmässig an der
Spitze umgebogenen Platinnadel, ohne Mikroskopteile, Kultur-
apparat und Kultursubstrat mit ihr zu berühren , unter das
Objektiv, wobei man den kleinen Finger der die Nadel
haltenden Hand fest auf den Objekttisch stützt , und tupft
mit der im Gesichtsfeld auftauchenden Nadelspitze unter Kon-
trolle des durch das Mikroskop schauenden Auges auf die
Kolonie. Dann wird die Nadel ebenso vorsichtig wieder
unter der Linse hervorgezogen. Das von der Kolonie abge-
rissene Material benutzt man zur Herstellung von Präparaten
oder Reinkulturen.
Zu orientierender Untersuchung fertigt man KlatSCh-
präparate : Auf die zu untersuchende Stelle der Platte
legt man ein in der Flamme sterilisiertes und wieder abge-
kühltes Deckglas, drückt es fest an und hebt es dann mit einer
senkrecht gehaltenen, an zwei gegenüberliegenden Kanten des
Deckglases anfassenden Pinzette ab, um es nach den unter
Färbemethoden S. 33 gegebenen Regeln zu behandeln. Ge-
eignet für allgemeine Orientierung über die vorhandenen
Koloniearten oder zur Untersuchung ganz kleiner nicht fisch-
barer, oberflächlich liegender Kolonien. — Von einer Platten-
stelle, an der ein Klatschpräparat gemacht ist, darf nicht mehr
zu Kulturzwecken abgeimpft werden, da beim Abklatschen die
einzelnen Kolonien sich gegenseitig verunreinigt haben können.
Zählung von Keimen (s. S. 105 u. 111).
Herstellung und Fortzüchttiiig von
Rein k ulturen.
Herstellung aus Plattenkulturen: Man fischt (s. S. 21)
etwas Material von einer isolierten Kolonie mit der Platinnadel
und besät damit sterile Nährmaterialien in Röhrchen. In flüssigen
Medien spült man die Nadel durch Hin- und Herbewegen
ab. Auf festen undurchsichtigen Substraten streicht man sie
an der Oberfläche mit einem Längsstrich oder durch Hin- und
Herfahren über die ganze Fläche ab ; beiden in schräger Röhrchen-
lage erstarrten durchsichtigen verfährt man ebenso (Strich-
kultUP) ; cave Zerkratzen der Oberfläche ! Sticht man die Nadel
in das in gerader Stellung des Röhrchens festgewordene durch-
sichtige Substrat ein, so entsteht eine StiChkultUP. Will
man das Wachstum im Stich unter dem Mikroskop (mit
schwacher Vergrösserung) beobachten können, so macht man
den Stich nahe der Wand des Röhrchens, sonst in dessen Mitte.
- 23 -
Fortzüchtung von Kulturen durch Übertragung
einer kleinen Menge Materiales mit der ausgeglühten und
vollkommen wieder erkalteten Platinnadel oder Öse auf neue
Röhrchen mit Nährsubstrat. Haltung der Röhrchen dabei
wie bei der Herstellung von Verdünnungen (vgl. S. 19) oder
(nur Gelatineröhrchen !) mit der Mündung nach unten.
Zur Erhaltung der kultivierten Bakterien
genügt in der Regel Übertragung alle 4 — 6 Wochen auf
neue Nährböden, doch erfordern manche, namentlich pathogene
Arten häufigere Übertragung (z.B. Influenzabaz.,Gono-,Meningo-,
Pneumokokken). Alte eingetrocknete Kulturen übergiesst
man steril mit Bouillon, bebrütet 24 Std. und impft dann
ab. — Monate lang halten sich auch empfindlichere Bak-
terien lebensfähig, wenn man kurze Seidenfäden (Turner-
seide 4) mit Kulturen von ihnen oder (besser) mit Blut und
anderen eiweisshaltigen Flüss., in denen sie enthalten sind,
tränkt, die Fäden im Exsikkator über CaC^ in sterilen
Schälchen trocknet und dann in kleinen Reagenzgläschen be-
wahrt, die in grösseren, am Boden CaCl2 unter Watte ent-
haltenden, mit Gummistopfen fest verschlossenen stehen.
Krsatz des Platten Verfahrens durch
fraktionierte Aussaat.
Statt das bakterienhaltige Material im Nährboden zu
verteilen, diesen dann zu Platten auszugiessen und ihn beim
Erstarren die Keime fixieren zu lassen, kann man durch
Ausstreichen des Bakterienmateriales auf der Oberfläche von
Nährböden, die in Doppelschälchen oder schräg in Röhrchen
erstarrt sind, die Vereinzelung der Keime vornehmen. Man
verfährt dabei derart, dass man mit einer Öse, einem ausge-
glühten Platinpinsel (dieser zerkratzt leicht die Oberfläche bei
der Aussaat !) oder einem sterilen Wattebäuschchen das auszu-
säende Material aufnimmt und über die ganze Oberfläche des
Substrates verstreicht. Von Schälchen genügt bei ihrer grossen
Oberfläche oft eine zur Erzielung isolierter Kolonien, wenn
man nicht gar zu viel oder zu bakterienreiches Material aus-
sät. (Bei Aussaat mit der Öse tupfe man deren Inhalt auf
eine Stelle der Oberfläche und verreibe mit dem parallel zur
Substratoberfläche umgelegten Platindraht das Material über
die ganze Fläche; auch winklig gebogene Glasstäbe ei
sich zum Verteilen auf Platten.) Schräg erstarrte Röhi
muss man gewöhnlich zu mehreren hintereinander b-
— 24 -
Hat der Nährboden in ihnen Kondenswasser ausgeschieden,
so kann dieses als Verdünnungsflüssigkeit für das Bakterien-
material dienen. So verfährt man z. B. bei Serumi öhrchen
derart, dass man mit der materialbeladenen Platinöse in das
Kondenswasser eines Röhrchens fährt, sie darin abspült und
über die ganze Fläche des Serums hin- und herstreicht,
dann mit derselben Öse sofort , ohne wieder das Aus-
gangsmatcrial zu berühren, ebenso ein 2. oder 3. Röhrchen
behandelt. Auf dem 2. oder 3. Röhrchen entwickeln sich
dann meist isolierte Kolonien, von denen man Reinkulturen
anlegen kann. — Bei Substraten, die man nicht beliebig oft
aus dem festen Zustand in den flüssigen und wieder in den
festen zurück verwandeln kann (so z. B. bei erstarrtem Blut-
serum, Kartoffeln), ist diese Methode die allein verwendbare
für die Isolierung von Keimen.
Der Tierkörper als Reinkulturapparat.
Manche pathognen Organismen kann man mit Hilfe
des Tierkörpers aus Bakteriengemischen isolieren. Es ist dazu
nötig, dass keine anderen für das Tier pathogenen und in
dessen innere Organe eindringenden Keime in dem Gemisch
vorhanden sind. Nach der Impfung (Technik S. 109) ver-
breitet sich nur die eine pathogene Organismenart durch den
Körper und kann nach dem Tode des Tieres aus dessen
inneren Organen rein gezüchtet werden. (Anwendbar z. B.
zur Isolierung von Milzbrand-, Mäuseseptikämie-, Tuberkel-,
Rotzbazillen, Pneumokokken ) Bei Aussaaten aus Tierka-
davern ist es meist besser, nicht gleich Reinkulturen, sondern
erst Plattenkulturen anzulegen. Will man sofort Reinkulturen
zu bekommen versuchen, so mache man keine Stich-, sondern
Strichkulturen, in denen sich leichter etwaige fremde Kolonien
bemerken lassen, niemals Aussaaten in flüssige Substrate,
weil hier Verunreinigungen oft schwer erkennbar sind.
Kulturen im hängenden Tropfen
von Bouillon, Gelatine etc. machtVian zur direkten Beobachtung
des Wachstums der Bakterien. Art der Anlage s. S. 1 u. 3.
Kultur der Anaerob ien.
Den zur Kultur der Anaerobien bestimmten Nährböden
setzt man praktisch 1 — 2 °/o Traubenzucker zu, auch wohl
0,3—0,5 °/o ameisensauren Natrons oder 0,1 °/o indigodisulfon-
!
- 25 -
sauren Natriums (tärbt blau, wird beim AVachstum von Bak-
terien meist durch Reduktion entfärbt — vgl. S. 30 sub 4).
Viele Anaerobien sind Sporenbildner. Alan untersuche
mikroskopisch das Material, aus dem sie isoliert werden
sollen; findet man die Anaerobien (die dann oft an ihren
Formen erkennbar sind) Sporen tragend, so kann man durch
Erhitzen des ausgesäten Materiales für f/s Std. auf 55 — 70°
die vegetativen Formen fakultativer Anaerobien, die man nicht
mitzüchten will , abtöten , ohne die obligaten Anaerobien zu
schädigen, und kann so ev. diese sofort in Reinkulturen er-
halten. Stets aber auch Kulturen von unerhitztem Materiale
anlegen !
Als Kulturmethoden empfehlen sich folgende :
1. Züchtung ohne Luftabschluss. Es gelingt,
manche Anaerobien in hoch gefüllten Bouillonröhrchen ohne
Luftabschluss zu züchten, wenn man die frisch aufgekochte
Bouillon ohne Schütteln reichlich in den tiefsten Schichten
besät und reduzierende Substanzen ihr hinzufügt; als solche
können dienen Stücke von Tier-Leber, -Milz, -Nieren, -Gehirn,
gekochtem Ei, Kartoffeln oder Organbrei, auch Platinschwamm.
Die Zusätze dürfen nicht zu klein sein (etwa 1 g auf 10 ccm
Bouillon), sie werden mit der Bouillon sterilisiert: B -
soll alsbald nach Abkühlen erfolgen. Möglichst ohne Er-
schütterung aufbewahren .
2. Züchtung mit mechanischem Sauerstoffab-
schluss :
a) Kultur in hoher Schicht. Reagenzglas;:
V4 mit Nährgelatine oder Agar gefüllt, werden tüelr.
kocht, durch Kühlung in Wasser ohne Umschütteln sehneU
abgekühlt und besät. Zur Isolierung geeignet, wenn man das
auszusäende Material im eben noch flüssigen Subßti
dabei Luft durch Schütteln hinein zu bringen , gut \
und Verdünnungen wie beim Plattenverfahren durch
pfung weiterer 2—3 Röhrchen anlegt. Nach d c
giesst man vorsichtig (nach Abbrennen d
düngen) den flüssig gemachten, aber höchs
40°^ warmen Inhalt eines zweiten und d
hinein (auch auf Gelatine am besten nicht ;
Agar aufgiessen). Zur Untersuchung
wickelten Kolonien zertrümmert mal
das Substrat an der gewünschten Stelle mit s
Messer; oder man impft ohne ZcrtrümmnW
— 26 -
oben her mit langer Nadel oder einem soeben in der Flamme
zu einer feinen Kapillare ausgezogenen Glasröhrchen von einer
isoliert liegenden Kolonie ab.
Fortzüchtung von Reinkulturen durch Stich-
kulturen (Stich bis in die tiefsten Schichten reichend!) in
Röhrchen , die zu 3/* mit Nährsubstrat gefüllt und frisch
aufgekocht sind.
Auf die Oberfläche kann man steriles Ol giessen , um
das Wiedereindringen der durch das Kochen verdrängten Luft
in den Nährboden zu verhüten. Unter 3 cm hoher Öl-,
Paraffin, liquid.« oder Vaselineschicht wachsen viele Anaerobier
auch in flüssigen , frisch ausgekochten Substraten (unsaubere
Methode, bei Fortimpfungen stört das Fett!) — Weitere Mo-
difikationen s. bei Ghon und Sachs, C. B. I. Or. 32. S. 403.
Auch im geschlossenen Schenkel von Gärröhrchen (s. S. 29)
vermögen Anuerobien zu gedeihen, ebenso in anderen Gär-
gefässen (s. S. 29 Abs. 3 am Ende).
b) Man entfernt die Luft mittelst der Luftpumpe (G ruber)..
Das besäte Röhrchen wird in ein Wasserbad von 30 — 35 °
(Agar 42°) gesetzt. Durch den das Röhrchen verschliessen-
den paraffinierten Gummistopfen geht ein dicht unter dem
Stopfen endendes Glasrohr, das mit der Luftpumpe in Ver-
bindung gesetzt wird. Das Nährsubstrat gerät im luftver-
dünnten Raum ins Sieden, nach etwa x/4 Std. ist alle Luft
ausgetrieben , worauf das Saugrohr an einer vorher ausge-
zogenen Stelle zugeschmolzen wird. Gelatine kann man schliess-
lich wie im Rollröhrchen (s. S. 20) verteilen. — Die Methode
mit 3. kombiniert vgl. Emmerling, Hyg. Rdsch. 1904
S. 452.
3. Züchtung unter Absorption des Sauerstoffes
(Buch n er): Man setzt die besäten Röhrchen oder Schälchen
(diese offen, übereinander, durch Glasleisten voneinander ge-
trennt) in ein luftdicht verschliessbares Glasgefäss (z. B. in
ein weites Reagenzglas mit paraffiniertem Gummistopfen oder
in einen Exsikkator). Auf dessen Boden oder in ein offenes
Schälchen in ihm bringt man Pyrogallussäurelösung und setzt
im letzten Augenblick vor dem Schliessen des Gefässes mit
einer Pipette Kalilauge dazu. Die alkalische Pyrogalluslösung
absorbiert den Sauerstoff. Für 100 cem Luft rechnet man
nach Buchner 1 g Pyrogallussäure (gelöst in 2 — 3 cem
Wasser) und 10 cem folgender Kalilauge: Liquor. Kai. caust.
(15%ige KHO) 1,0, Aq. 10,0 oder, nach Hammerl, 2 g
- 27 —
Pyrogallussäure gelöst in 1,5 ccm 50°/oiger KOH. Die
völlige Absorption des O beansprucht bei Bmtwärme etwa.
24 Stunden; setzt man die Lauge heiss zu, erfolgt sie schneller.
Doppelschalen für O-Absorption eingerichtet s. Schüler, C. B.
I. Or. 37 S. 298 u. Dreuw, ebda. 36 S. 748; Absorption
mit Phosphor s. Sellards, ebda. 37 S. 632.
4. Züchtung bei Verdrängung des Sauerstoffes
durch Wasserstoff:
a) Mit Durchleitung von Wasserstoff. Durch eine
Bohrung im Gummistopfen des mit Nährsubstrat beschickten
und besäten Kulturkolbens oder Röhrchens reicht ein über
dem Stopfen rechtwinklig geknicktes Glasrohr tief in die
Nährflüssigkeit, durch die andere Bohrung geht ein gebogenes
Glasrohr bis dicht unterhalb des Stopfens. (Spritzflaschenkon-
struktion !) Durch das erste Rohr wird reiner, in JK-Lösung
und in Pyrogallussäurelösung + KOH gewaschener H von
einem Kipp sehen Apparate zugeleitet, so lange bis das Gas,
das aus der in eine feine Spitze ausgezogenen Mündung der
anderen Röhre ausströmt, angezündet mit ruhiger kleiner
Flamme abbrennt. Dann wird, während der H weiterströmt,
zuerst diese Mündung, darauf das zuleitende Glasrohr zuge-
schmolzen. Der Gummistopfen kann zwecks besseren Luftab-
schlusses mit geschmolzenem Paraffin Übergossen werden. Aus
Gelatinekulturen kann man nach beendetem Durchleiten des
H Rollröhrchen (s. S. 20) machen.
Cave wegen Explosionsgefahr zu zeitiges Anzünden des
ausströmenden Gases ! Am besten hält man ein kleines Rea-
genzglas über die Ausströmungsöffnung und entzündet dessen
Inhalt, wenn man annehmen kann, dass alle darin enthalten
gewesene Luft verdrängt ist, über der Flamme. Brennt das
Gas ruhig unter ganz geringem Puffen ab, so war es reiner
Wasserstoff; 'man kann dann das ausströmende Gas anzünden.
Oder man leitet das Rohr in Seifenwasser und wartet, bis
die Seifenblasen angezündet nicht mehr knallen.
Modifikation der Methode für Kulturen in
Schälchen (Blücher): In eine genügend grosse Glasschale
füllt man etwa 1 cm hoch Pyrogallussäurelösung und setzt in
ihre Mitte, auf einem Drahtgestell erhöht, das besäte Kultur-
schälchen mit Agar oder Gelatine ohne Deckel. Über das
Schälchen stülpt man einen Trichter derart, dass sein Rand
rings in das Paraffin eintaucht, und beschwert ihn mit einem
Bleigewicht. Durch das Rohr des Trichters wird H durch-
- 28 —
geleitet , der die Luft unter dem Trichterrand hervordrängt.
Nach längerer Durchleitung klemmt man den das Gas zu-
leitenden Gummischlauch über dem Trichterrohr mit einem
Schrauben-Quetschhahn zu , schneidet den Schlauch über der
Klemme ab und füllt den Schlauchrest über dem Quetsch-
hahn mit Paraffin, liq. Endlich lässt man mittelst Pipette
noch KOH (vgl. S. 26 sub 3) zu der Pyrogalluslösung hin-
zuf Hessen und giesst zwischen Schale und rrichterrand etwas
Paraffin, liquid. — Grosse Apparate für viele Kulturen von
Botkin (Zschr. f. Hyg. Bd. 9) u. Novy (C. B. 16).
b) Mit Einleitung von Wasserstoff (Fuchs).
Das besäte Röhrchen mit Nährsubetrat wird mit der Mün-
dung nach unten in einen Malier eingeklemmt (bei Agar und
Serum das Kondenswasser vorher abgiessen) und geöffnet.
Nun leitet man einige Minuten lang \Yasscrstoff ein, indem
man eine mit dem 1 1-Kntw ieklei verbundene Glasröhre bis
in die Kuppe des Röhrchens einführt. Allmählich senkt man
die Röhre bis zur Mündung des Reagenzglases und schliesst
dieses dann in derselben Haltung sehr schnell fest mit einem
sterilen Gummipfropfen, worauf die Gläschenmündung in ver-
flüssigtes Paraffin getaucht wird. Aus diesem herausgenommen
wird das Röhrchen auf dem Pfropfen stehend aufbewahrt.
Benutzt man die Methode für schräg erstarrte Agarröhrchen,
so wähle man ein etwas hoch konzentriertes, nicht zu frisches
Agar mit einem Gehalt von lJ2°lo Gummi arabicum, damit
der Nährboden nicht allmählich auf den Stopfen hinabrutscht
und sich dort zusammenballt. — Kann zur Isolierung von
Anaerobien in fraktionierter Aussaat (s. S. 23) dienen.
Verfahren zum Studium besonderer
Ijebeiiseigenschafteii der Bakterien.
1. Untersuchung auf Sauerstoff bedürfnis. Man
lege Kulturen nach einer der Anaerobienzüchtungsmethoden 2 bis
4 (S. 24 ff.) an. Obligat aerobe Bakterien versagen dann das Wachs-
tum. (Zugleich den selben Nährboden bei Luftzutritt besäen!)
Einfachste Proben : Ob Entwickclung im geschlossenen Schenkel
des Gärröhrchens (s. sub 2) und bei Kultur in hoher Schicht
(s. S. 25 sub 2a) in den tiefsten Teilen des Substrates auftritt.
2. Untersuchung auf Gärungsvermögen. Als
Substrat dienen Nährmedien mit einem Gehalt von etwa
0,25 — 0,5 °/o Trauben- (cv. anderem) Zucker (vgl. S. 9 Nähr-
bouillon unter 1 !). Die Nährböden sollen von anderem
- 29 -
Zucker als dem absichtlich zugesetzten frei sein. Man stelle
daher, falls es sich um Bouillonsubstrate handelt, diese aus
altem, etwas faulem Fleisch her. Dann prüfe man eine Probe
der Bouillon mit Bact. coli Einsaat im Gärröhrchen (s. unten)
auf Zuckergehalt ; ist vergärbarer Zucker vorhanden, so besäe
man die Bouillon mit Bact. coli, bebrüte 6 — 12 Std. bei 37 °,
koche auf, filtriere (ev. nach S. 7 Nr. 4c), prüfe aufs neue
im Gärröhrchen mit Coli und wiederhole , wenn noch Gas-
entwickelung erfolgt, den Vorgang. Schliesslich Neutralisation
und Zusatz der zu prüfenden Zuckerart. Man neutralisiere
mit Natronlauge oder Dinatriumphosphat, nicht mit Natrium-
karbonat, weil sonst eventuell durch stärkere, beim Bakterien-
wachstum entstehende Säure die CO2 in Bläschen ausgetrieben
werden kann und dadurch Zuckervergärung vorgetäuscht wird.
In festen zuckerhaltigen Nährböden bilden sich beim Wachs-
tum gärungserregender Organismen (Aussaat in Stichkultur oder
durch Verteilung im verflüssigten Substrate) Gasblasen, die
den Nährboden zerreissen.
Als besondere Kulturapparate benutzt man V-förmig ge-
bogene Glasröhrchen (oder sogenannte Gärungskölbchen),
deren einer, längerer Schenkel geschlossen ist und ganz mit
der gewählten gärungsfähigen Nährflüssigkeit gefüllt sein muss ;
in ihm sammelt sich das bei der Gärung entwickelte Gas.
Der offene, mit Wattebausch versehene Schenkel soll nur
ganz wenig Flüssigkeit enthalten oder eine kugelförmige Er-
weiterung über dem Flüssigkeitsspiegel besitzen, da er beim
Eintreten von Gärung die vom Gas verdrängte Flüssigkeit
aufnehmen muss. — Man kann auch Bouillonröhrchen bis
dicht unter die Mündung füllen und mit einem Gummistopfen
versehen, dessen Unterfläche die Bouillonoberfläche berührt
und durch dessen Bohrung ein etwa 30 — 40 cm langes oder,
wenn kürzer, oben kugelförmig erweitertes, mit Wattebausch
verschlossenes Glasrohr bis tief in die Bouillon hinabführt.
Das sich entwickelnde Gas sammelt sich unter dem Pfropfen
und drängt die Bouillon in dem Glasrohr in die Höhe.
(Auch zur Anaerobienzüchtung brauchbar, wenn Pfropfen und
Bouillon sich ohne Lufteinschluss berühren.)
3. Untersuchung auf Alkali- und Säurebildung*.
Qualitativ: Am einfachsten Prüfung der Reaktion bewachsener
und zum Vergleiche auch unbesäter Proben desselben Nähr-
bodens durch Tüpfeln auf Lackmuspapier. Quantitativ : Ti-
trieren abgemessener Mengen mit ^10 oder auch 1[i 00 Normal-
- 80 -
Säure oder -Lauge mit Lackmus oder Phenolphthalein als
Indikator.
Zur Sichtbarmachung der im Nährboden durch das
Wachstum von Bakterien erfolgenden Reaktionsverän-
d e r u n g kann man dem Substrat einen geringen Zusatz von
Lackmustinktur oder Azolitminlösung 1 : 100 Aq. geben und
die Reaktion so einstellen, dass ein Tropfen l/10 Normal-
Säure- oder -Alkalizusatz deutliche rote oder blaue Färbung
gibt; dann sterilisieren (ändert sich die Reaktion dabei, sie
korrigieren, dann nochmals sterilisieren) und besäen. Oft
wird der Lackmusnährboden, besonders in den tieferen
Schichten, durch Reduktion (vgl. auch unten sub 4) des
Farbstoffes beim Wachstum der Bakterien entfärbt. Dann
versuchen , ob beim Schütteln des Substrates (Sauerstoffauf-
nahme !) die Farbe wiederkehrt.
Reaktionsveränderung ist ferner sichtbar in Petruschkys
Lackmus- Molke: Milch wird auf etwa 40—50° erwärmt,
mit Aq.commun. ^ und soviel (nicht zuviel) verdünnter Salz-
säure versetzt, dass alles Kasein ausfällt. Abfiltrieren vom
Niederschlag. Neutralisieren des Filtrates mit Sodalösung
(genau!), 1 — 2 Std. kochen im Dampf, filtrieren bis zur Klar-
heit (eventuell Reaktion korrigieren) — Farbe soll wasser-
hell bis grünlichgelb sein — , sterile Lackmustinktur bis zur
Violettfärbung zusetzen, abfüllen, sterilisieren.
Weitere gefärbte Nährböden zum Nachweis von Reak-
tionsveränderungen s. unter Typhus- u. Ruhrbaz., S. 67 ff. u. 80,
und Meningokokken. S. 90.
Bei Agar und Gelatine ist auch Hinzufügen fein ge-
schlämmter sterilisierter Kreide zum Nährboden vor Besäung
brauchbar. Durchsichtigwerden des Mediums in der Um-
gebung einer Kolonie oder Kultur beweist Säurebildung
durch sie.
4. Untersuchung auf Reduktionsvermögen.
Züchtung auf Nährsubstraten mit Zusatz von farbigen, durch
Reduktion leicht entfärbbaren Substanzen, wie indigodisulfon-
saurem Natrium (S. 24 unten), Lackmus (s. oben Abs. 2), Me-
thylenblau (von diesem nicht mehr als 1 — 2 Tropfen 1 °/oiger
Lösung auf 100 Nährsubstrat, da sonst Entwickelungshem-
mung zu befürchten!). Entfärbung tritt nur in den der Luft
nicht zugänglichen Nährbodenteilen ein, daher eignen sich
anaerobe Kulturen und feste Substrate zur Beobachtung der
Reduktion am besten. Durch Reduktion entfärbte flüssige
— 81 —
Substrate gewinnen beim Schütteln mit Luft ihre Farbe
wieder.
5. Untersuchung auf Schwefelwasserstoffbil-
dung. Man setzt dem Nährboden etwa 3°'o Eisentartrat
zu (frisch durch Versetzen von Fe Cl3 - Lösung mit KOH
gefälltes Fe(OH)3 wasche aus, presse in Tuch aus, löse in
Weinsäure, adde der fertigen Nährgelatine, sterilisiere im
Dampf) ; oder man klemmt ein Stückchen angefeuchteten
Bleipapiers unter den Wattepfropfen, so dass es in das Röhrchen
hineinragt ; oder man befeuchtet das untere Ende des Watte
bausches in der Röhrchenmündung mit aufgekochter Blei-
zuckerlösung. Eine Schwärzung des Nährbodens oder des
Papiers oder des Wattebausches zeigt H2S-Bildung an.
6. Untersuchung auf Indolbildung.
1. Nach K i tas a to-Sa lko w ski. Füge zur Reinkultur in
Bouillon oder Peptonwasser 1 ccm ca. 0,01 °/o iger KNOo-
lösung und 1 ccm reinste II^SO^ (1 + 3 Aq. dest). Rot-
färbung innerhalb 5 Minuten zeigt Indolbildung an. Be-
sonders empfindlich bei Überschichten der mit H^SO* ver-
setzten Kultur mit der KNOj-lösung (roter Ring!). —
Manche Bakterien bilden Indol und reduzieren zugleich im
Pepton enthaltene (oder eigens zugesetzte) Spuren von
Nitraten zu Nitriten (Cholera vibrio und ähnliche). Ihre
Kulturen geben daher Rotfärbung bei Zusatz von H2SO4
allein (ohne KN02 Zusatz) — sog. Nitrosoindol-
reaktion (Nährböden s. S. 14).
2. Nach Ehrlich (Böhme, C. B. I. Or. 40 S. 129). Zu
10 ccm flüssiger Kultur 5 ccm Lösung a) , dann 5 ccm
Lösung b), Schütteln. Bei Indolbildung Rotfärbung binnen
5 Min. Empfindlicher als Verfahren 1 . Lösung a) : Para-
dimethylamidobenzaldehyd 4 + 96G/oigen Alkohol 380
-f- konzentr. HCl 80- Lösung b) : Gesätt. wässer. Lösung
von Kaliumpersulfat (KvSoOs).
7. Untersuchung auf Proteinoehrombildung.
Kulturen in 5°/<>iger PeptonbouiUin oder 3 °/o igem Pepton-
wasser werden mit Essigsäure leicht angesäuert und dann
tropfenweise mit frisch bereitetem gesättigten Chlorwasser
versetzt. Rotviolette Färbung (oder bei Überschichtung mit
Chlorwasser rotvioletter Ring an der Berührungsfläche) zeigt
Proteinoehrombildung an. (Erdmann und AYinternitz, M, M.
W. 1903 S. 982.)
- 32 —
8. Untersuchung auf Lichtentwiekelung (Phos-
phoreszenz). Züchtung häufig vorteilhaft auf Gelatine oder
Agar aus dünner Seefisch- oder auch Fleischbouillon mit 1 <>/<>
Pepton, 0,5 °/o Glyzerin und 3 °/0 NaCl oder KCl oder
KNO3 , neutralisiert , besät in oberflächlicher Schicht (weil
Luftzutritt nötig). Betrachtung der Kulturen im dunklen
Räume mindestens einige Minuten, da Lichtschein oft erst all-
mählich wahrnehmbar wird. Manche Arten leuchten nur in
ganz jungen Kulturen und kurze Zeit.
9. Untersuchung auf Resistenz gegen Erhitzen
Und Austrocknen. Resistenz gegen Erhitzen im
feuchten Zustande. Man lässl gut entwickelte flüssige
Reinkulturen in sterile Kapillarröhrehen aufsteigen, schmilzt
diese an einer oder beiden Seiten zu und setzt sie im Wasser-
fcade »»der Dampfstrom der zu erprobenden Temperatur eine
bestimmte Zeit aus. Die darauf mit Sublimat, Alkohol und
Äther abgewaschenen Kapillaren werden mit steriler Pinzette
in Röhrchen mit geeigneter Nährlösung geworfen und darin
mit sterilem Glasstabe zertrümmert. Beobachiung auf Wachs-
tum stets mehrere Tage lang. Sporen vertragen stets 60° über
:/2 Stunde lang, meist 80° 10 Minuten lang. — Auch ganze
Bouillonkulturen kann man wie vorgeschrieben erhitzen ; sie
müssen bis über ihr Flüssigkeitsniveau in das Wasserbad
eintauchen; Thermometer in ein Röhrchen zur Kontrolle des
Temperaturganges ! Nach Erhitzen schnell abkühlen ! Ehe
man von ihnen aus andere Röhrchen beimpft, bebrütet man
sie zweckmässig einige Tage lang bei geeigneter Temperatur ;
dabei haben etwa noch überlebende vereinzelte Keime
Gelegenheit , sich zu vermehren und sind dann bei (reich-
licher) Abimpfung auf frische Bouillon leicht nachweisbar.
Resistenz gegen Austrocknen: Kulturmaterial
(Bouillonkultur oder fein und gleichmässig aufgeschwemmtes
Bakterienmaterial von Kulturen auf festem Substrat) an sterile
Deckglassplitterchen, Granaten oder Hornstäbchen in sterilem
bedeckten Schälchen antrocknen lassen , von Zeit zu Zeit
Aussäen in Nährlösung. Auch zur Prüfung der Wirkung
trockenen Erhitz ens geeignet. Ebenso kann man
sterile Seidenfädchen mit Kulturmaterial tränken, trocknen
lassen und zur Prüfung der Resistenz gegen Trockenheit,
trockene Hitze, Dampfwirkung (in Fliesspapierhülsen einge-
schlossen für bestimmte Zeit in den Dampfapparat bei 100 °
- 83 -
heissem Dampf gehängt etc ) benutzen, (Milzbrandsporen-
fäden s. S 54).
10. Untersuchung auf Resistenz gegen ehemische
Desinfektionsmittel. Entwicklungshemmende
Kraft von Desinfektionsmitteln festzustellen durch Züchtung
auf Nährböden mit bestimmtem Gehalt des Desinfektionsmittels.
Abtötende Wirkung von Desinfektionsmitteln am
einfachsten zu prüfen durch E inlegen an geeigneten Gegen-
ständen (s. S. 32 Abs. 3) angetrockneter Bakterien in verschieden
starke Lösungen über wechselnde Zeit. Vor Aussaat in
Nährlösungen, Abspülen in sterilem Wasser oder Auswaschen
in einer das Desinfiziens bindenden, selbst nicht desinfizieren-
den Lösung, oder aber Aussaat in reichlich Nähilösung unter
kräftigem Umschütteln.
11. Untersuchung auf Pathogenität b. S. 109 ff.
12. Untersuchung auf Giftbildung. Gift kann
entweder im Nährsubstrat gelöst oder in i\cn l'.akterienleibern
enthalten sein. Gelöste Gifte im Substrat: Kulturen in Flüssigen
Medien keimfrei filtrieren (s. S. 7 sub 4 c) , Filtrat Tieren
applizieren (vgl. S. 109). Gifte in Bakterienleibern: Kulturen
auf festem Substrat durch Chloroform- oder Toluoldämpfe ab-
töten. (Einige Tropfen Chloroform- oder Toluol auf die Unter-
seite des Wattepfropfens träufeln, Röhrchen mit dem Watte-
pfropfen und doppelter Gummikappe schliessen , eine bis
mehiere Stunden im Brutapparat bei 37° halten; Vorsicht,
dass andere Kulturen im Brutschrank nicht leiden!), dann
ohne Substratbeimischung auf Tiere verimpfen ; zugleich durch
Aussaat auf Substrat prüfen , ob alle Keime abgetötet sind !
(Dosieren des Impfmaterials vgl. S. 111.)
V.
Die Färbemethoden. Allgemeines.
Herstellung: der Präparate.
1. Ausstriehpräparate.
Ausstrich : Auf ein sauber geputztes Deckgläschen
(Objektträgerausstriche s. S. 36) bringt man mit der Platinöse
ein Tröpfchen "Wasser und überträgt in dieses ein wenig von
Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 3
- 34 -
dem zu untersuchenden Materiale mit Platinöse oder -Nadel.
Nun verteilt man das Tröpfchen in gleichmässiger dünner
Schicht über das Deckgläschen (das völlig fettfrei sein muss,
damit dies gelingt, — Reinigung s. S. 5) und lässt das Prä-
parat lufttrocken werden, was man durch leichtes Erwärmen
des, zweckmässig zwischen zwei Fingern an den Kanten ge-
haltenen, Deckglases mit der bestrichenen Seite nach oben
über der Flamme beschleunigen kann.
Flüssigkeiten , welche nicht zu zahlreiche Bakterien ent-
halten, Blut, Eiter bringt man direkt ohne Wassertröpfchen
auf das Deckglas (Blut s. auch S. 102!). Von Organen
reisst man mit steriler Pinzette Stückchen ab und streicht
damit über das Deckglas, oder man drückt das Gläschen leicht
auf eine Organschnittfläche. Schwer ausstreichbare Substanzen,
wie zähe Sputa, Geschwulstknoten, manche Bakterienkulturen
es sind , kann man auch zwischen zwei Deckgläschen , die
man darauf mit 2 Cornetschen Pinzetten voneinander zieht,
zerquetschen. Vorsicht, dass die Finger nicht beschmutzt
werden ! (Klatschpräparate s. S. 22).
Fixierung : Das lufttrockene Deckgläschen fast man
mit zwei Fingern (wenn der Rand nicht beschmutzt ist, sonst
mit der Cornetschen Pinzette) an den Kanten und zieht es,
mit der bestrichenen Seite nach oben, dreimal langsam durch
die Gas- oder Spiritusflamme. Man muss dabei ein leichtes
Brennen an den Fingern fühlen, dann ist die leichte Tem-
peratur erreicht. Das so fixierte Deckgläschenpräparat kann
man zu beliebiger Zeit färben.
Schonender und z. B. für Blutpräparate vorzuziehen ist
Fixierung in Alkohol absol. , auch -|- Äther ü , für
2 — 10 Min. und länger. Für Darstellung feiner Gebilde ist
Fixierung mit Osmiumsäure angebracht : In kleinem
Schälchen, das mit Drahtnetz bedeckt in grösserer Glasdose mit
fest schliessendem Deckel steht, hat man 5 cem 1 °/0 iger Osmium-
säure (ev. -f- 10 Tropfen Eisessig bei Blutpräparaten). Auf
Drahtnetz mit bestrichener Seite nach unten noch feucht Deck-
glasausstrich 1/2 — 2 Min. legen, danach ev. Abspülen in ganz
schwacher KMnO-ilösung. Dann trocknen an Luft und färben.
Drahtnetz jedesmal nach Gebrauch ausglühen ! Osmiumsäure-
lösung bleibt mehrere Wochen wirksam. (S. auch S. 50.)
Ist man im Zweifel, welche Deckglasseite bestrichen ist,
so hauche man auf das Glas — die unbestrichene Seite er-
scheint dabei gleichmässig matt (beschlagen), die be-
- 35 -
strichene nicht — oder versuche, auf welcher Seite eine feine
Nadel etwas von der Schicht abzukratzen vermag.
Färbung: Zum Färben fasst man das Deckgläschen
in eine für gewöhnlich schliessende , bei Druck sich öffnende
(Cornetsche) Pinzette, gibt soviel Farblösung mit einer Pipette
(diese soll das Deckglas nie berühren!) darauf, dass das ganze
Deckgläschen schwappend bedeckt ist, und färbt bei einfachen
Färbungen (Lösungen s. S. 40 ff.) 5 Minuten in der Kälte oder
10 — 60 Sekunden unter Erwärmen über der Flamme. Zur
Färbung kann man die Deckgläschen auch mit der bestrichenen -
Seite nach unten auf Uhrschälchen voll Farblösung, eventuell
unter Erwärmen der Schälchen (auf Dreifuss mit Drahtnetz)
schwimmen lassen. (Bequem bei lange dauernden Färbungen.)
AbSpülung : Bei einfachen Färbungen spült man darauf
mit Wasser (destilliertes hier nicht erforderlich) ab, legt das
Gläschen mit der gefärbten Seite nach unten auf einen Ob-
jektträger und wischt seine Oberfläche, indem man eine Ecke
des Gläschens mit einer Fingerspitze fest auf den Objekt-
träger drückt, sorgfältig mit Fliesspapier ab. Darauf wird
mikroskopisch untersucht (vgl. S. 1 ff.).
Sieht man Teilchen des Präparates sich be-
wegen und umherschwirren , so ist dies ein Zeichen , dass
nicht genügend in der Flamme fixiert oder zu stark abgekühlt
worden ist.
Verdunstet während der Untersuchung das
Wasser zwischen Deckglas und Objektträger, so setzt man
einen Tropfen Wasser an den Rand des Deckglases, der sich
schnell zwischen beiden Gläsern verbreitet.
Soll das Deckgläschen nach der Färbung noch mit anderen
Flüssigkeiten behandelt werden, so bringt man diese direkt
auf das Deckglas oder in Likörgläser (mit flachem Boden)
oder dergl., in die man das Deckglas eintaucht.
Einlegen der Präparate : Statt in Wasser kann man
Deckglaspräparate auch in Immersionszedernöl oder
Kanadabalsam untersuchen. Man stellt das Deck-
gläschen senkrecht , an irgend einen Gegenstand gelehnt , auf
Fliesspapier und wartet bis es trocken geworden ist oder
man trocknet das gefärbte und abgespülte Deckgläschen vor-
sichtig zwischen Fliesspapier (nur drücken, nicht wischen,
weil sonst Teile der Schicht verloren gehen ! Abpinseln der
Fliesspapierfasern mit trockenem Pinsel). Dann gibt man
ein Tröpfchen Immersionszedernöl oder in Xylol gelösten,
3*
— 56 -
dickflüssigen Kanadabalsam auf die gefärbte Seite des Deck-
glases und kippt es mit dieser nach unten auf einen sauberen
trockenen Objektträger. Über den Rand des Deckgläschens
soll Balsam oder Öl nicht hervorquellen; ev. entfernt man
den Überschuss nach einigen Tagen, wenn er starr geworden
ist und das Deckglas bereits fest an dem Objektträger haftet,
mittelst xylolbefeuchteten Fliesspapiers; ebenso beseitigt man
auf dem Deckglas zurückgebliebenes Ol. — Kanadabalsam zieht
oft allmählich die Farben aus ; daher ist Immersionszedernöl
besser für aufzubewahrende Präparate. Sofort etikettieren!
Will man in Wasser untersuchte Deckgläschen zur Auf-
bewahrung einlegen, so wischt man zunächst mit Fliesspapier
das Immersionsöl von ihrer Oberseite, schwemmt sie dann,
indem man rings um ihren Rand reichlich Wasser auf den
Objektträger bringt, von diesem ab, lässt trocknen und legt
ein wie oben beschrieben.
Präparate auf Objektträgern: Wie auf Deck-
gläschen kann man auf Objektträgern T rocken präparate her-
stellen. Empfehlenswert, wenn man viel Material auf ein-
mal färben und untersuchen will. Fixierung und Färbung
der Schicht wie bei Deckgläschen. Zur Untersuchung Trock-
nung der Schicht mit Fliesspapier oder an der Luft , Auf-
tropfen von Immersionsöl und Untersuchung ohne Deckglas.
Falls Konservierung erwünscht, die wichtigste Stelle mit Deck-
glas bedecken.
Bestimmung der Grösse von Bakterien ungefähr
durch Vergleich mit roten Blutkörperchen möglich (diese haben
7 — 9 [Jt Durchmesser) ; sind solche nicht vorhanden (z. B. in
Kulturen), Mischung des Bakterienmaterials mit einem Tröpf-
chen Fingerblutes. Genaue Messung mit Mikiometermasstäben
im Okular usw.
2. Sehnittpräparate.
Härten von Gewebsstüeken : Man härtet kleine,
womöglich nicht über 1 cem grosse Organstücke mindestens drei
Tage in mehrfach erneuertem absoluten Alkohol. (Auf den
Boden des zur Härtung dienenden Gefässes bringt man einen
Bausch Fliesspapier; liegen die zu härtenden Gewebsstücke
darauf, so befinden sie sich stets in den höheren wasserärmeren
Schichten des Alkohols. So können sie jahrelang konserviert
werden, doch leidet die Färbbarkeit mancher Bakterien all-
- 37 —
mählich.) Vor der Alkoholhärtung kann man die Stücke auch
behufs guter Fixierung 12—24 Stunden in 5 fach verdünntes
Formalin einlegen. — Schnellmethoden s. S. 38.
Zum Schneiden braucht man ein Mikrotom und sucht
sehr dünne Schnitte zu erreichen. Man bereitet die gehärteten
Gewebsstücke dazu durch Aufkleben oder Einbetten
vor, wozu sich folgende Methoden empfehlen (1 nur für festere
und parenchymatöse Gewebe):
1. Aufkleben mit Glyzerin gelatine : Solve Ge-
latine 10 in Glyzerin 40 4- Aq. 20 durch Erhitzen. Ein
Tropfen davon wird auf ein Korkstück gebracht , das zu
schneidende Stück darauf gedrückt und das ganze nach ein
paar Minuten in absoluten Alkohol geworfen Nach einigen
Stunden ist die Glyzeringelatine erstarrt und das Stück schnitt-
fähig. Die .Schnitte werden in einem Schälchen mit 50°/o-
igem Alkohol aufgefangen; das Messer damit beim Schneiden
befeuchten.
2. Einbettung in Celloidin: Die in Alkohol ge-
härteten Stücke kommen 1 — 8 Tage in dünnflüssiges, in Alkohol
und Äther ^ gelöstes Celloidin, darauf ebenso lange in dick-
flüssiges , dann werden sie mittelst eines Spatels samt dem
anhaftenden Celloidin auf Kork- oder Holzwürfelchen über-
tragen, dabei nicht zu fest andrücken ! Wenn das Celloidin
nach einiger Zeit an der Luft leicht betrocknet ist, kommen
die Stücke in 50 — 60°/oigen Alkohol (nicht absoluten \) , um
das Celloidin fest werden zu lassen, und sind dann nach etwa
24 Stunden schnittfähig. Die Schnitte werden in einem
Schälchen mit 50 °/o igem Alkohol aufgefangen ; das Messer
damit beim Schneiden befeuchten.
3. Einbettung in Paraffin: Die gehärteten Stücke
werden für einige Stunden (bis sie durchscheinend werden)
in Xylol gebracht, dann ebenso lange in eine gesättigte Lösung
von Paraffin in Xylol, dann in verflüssigtes, ca. 50° warmes
Paraffin (durch Mischen verschiedener Sorten stellt man sich
Paraffin von diesem Schmelzpunkt her); hierin bleiben sie
(im ca. 50 ° warmen Paraffinofen, reguliert wie Brutapparat)
1 — 2 Stunden. Das alsdann mit Paraffin vollgesaugte Organ-
stück nimmt man mit einem Spatel heraus , legt es auf eine
reine Glasplatte, stellt einen viereckigen, ca 2 cm hohen Rahmen
aus Glas, Metall oder Pappe so um das Präparat, dass es in
der Mitte liegt, giesst das heisse Paraffin in den Rahmen und
sorgt für schnelles Erstarren des Paraffins, (kalt stellen, Glas
— 38 -
platte in kaltes Wasser tauchen). Die Paraffinblöckchen werden
durch eingeritzte Schrift oder mit Etiketten (anstecken mit
Nadel) bezeichnet. Vor dem Schneiden entfernt man mit dem
Messer das Paraffin bis in die Nähe des eingebetteten Ob-
jektes. Schneiden mit trockenem Mikrotommesser. Die
Schnitte in eine Schale mit Wasser von 40 — 45 ° bringen.
Hier breiten sich die Schnitte an der Oberfläche sofort glatt
aus. Man fängt sie dann aus dem Wasser mit einem sauberen
Objektträger von unten her so auf, dass sie glatt auf dem
Wasser liegen, stellt den Objektträger schräg, damit das
Wasser abläuft, trocknet vollständig durch Einstellen in den
87 °-Brutapparat und bringt dann den Objektträger mit dem
Schnitt in den Paraffinofen, bis tlas Paraffin eben schmilzt und
abzulaufen beginnt. Alsdann entfernt man es durch Spülen
mit Xylol, danach das Xylol mit Alkohol absol. Der Schnitt
haftet fest am Objektträger.
4. Einfrieren in AniSÖl: Die Gewebsstücke werden
durch Abtupfen mit Fliesspapier vom Alkohol möglichst be-
freit und wenigstens 24 Std. in Anisöl eingelegt. (Anisöl in
37° -Brutschrank verflüssigt, mit den Organstücken in gut
schliessende Glasbüchsen gegeben und im 37 °- Brutschrank
gehalten.) Dann werden sie mit einigen Tropfen des Öles
auf das Gefriermikrotom übertragen; das Öl wird mit Äther-
gebläse zum Gefrieren gebracht und das Objekt nun geschnitten.
Die Schnitte fängt man in 7 ° warmem Anisöl auf und befreit
sie nach dem Auftauen durch Absaugen des Öles und Ein-
legen in wiederholt erneuerten Alkohol absol. vor der Färbung
vom Öl. — Ähnlich lässt sich Kakaobutter verwenden.
Sehnellhärtung und -einbettung:
a) nach Lübars ch (D. m. W. 03 Nr. 48). Die Gewebs-
stücke (möglichst frisch), 1 — 5 mm dick kommen in der
Wärme (Paraffinofen von 50— 60°) 1. in 10°/<.iges Formalin
10 — 15 Min. 2. in 95 °o igen Alkohol (einmal wechseln!)
5 — 10 Min. 3. in absol. Alkohol (einmal wechseln!) 10 Min,
4. in klares Anilinöl, bis sie völlig durchsichtig sind (10
bis 30 Min. 5. in Xylol (zwei- bis dreimal wechseln, bis
es nicht mehr gelb wird) 15 — 20 Min 6. in Paraffin
10 — 60 Min. Dauer des Verfahrens ll/2— 3 Stdn.
b) nach Henke-Zeller (Ctrbl. f. path. Anat. 05 Nr. 1).
Die 1 — 3 mm dicken Gewebsstücke bei 37 ° für 30 — 40 Min.
in wasserfreies Aceton , ebenso lange in Paraffin. Dauer
des Verfahrens 1 — 1 /2 Stdn.
- 39 -
c) nach Scholz (D. m. W. 05 Nr. 11). Die Gewebsstücke,
3—5 mm dick, im 37 o Brutofen 30—60 Min. in reines
Aceton. Dann Ausschütteln in Äther -f Alkohol absol.
aa, Einlegen in dünnes Celloidin (ebenfalls im Brutofen).
Nach 4—5 Stdn. in dickes Celloidin , mit diesem . nach
2 — 3 Stdn. Ausgiessen in flachen Schälchen. Schnelltrock-
nung unter der Glasglocke durch Verdampfen von Chloro-
form. Schnittfähig nach 12—14 Stdn.
Zum Färben kommen die Schnitte aus dem Alkohol
bei der einfachen Färbung zunächst — und zwar stets nur
1 — 3 auf einmal — in ein Schälchen (besser viereckige Salz-
näpfchen, sog. Farbblocks, als die leicht kippenden Uhr-
schälchen) mit stets frisch filtrierter Farblösung. (Einstellung
in den 37° igen Brutapparat beschleunigt die Färbung meist!)
Dann werden sie „differenziert" zwecks distinkter
Färbung der zunächst diffus gefärbten Gewebselemente ; dazu
dienen verdünnte Säuren, verdünnter oder saurer Alkohol (s.
besondere Vorschriften bei den einzelnen Färbemethoden). Die
vorher intensiv gefärbten Schnitte bekommen hier eine hellere
Farbe. Darauf folgt Entwässern in Alkohol, absol. (zur Vor-
bereitung der späteren Aufhellung der Schnitte). Die Schnitte
werden hierbei schnell hart und unbiegsam , müssen also so-
gleich im Alkohol möglichst glatt ausgebreitet werden ; man
halte sie in den oberen Schichten des Alkohols , weil diese
wasserärmer bleiben. Nunmehr kommen sie zur Aufhellung
in Zedernöl (nicht das Immersionsöl, sondern gewöhnliches, nicht
eingedicktes Zedernöl) oder in Bergamott-, Origanum-, Nelkenöl
(dieses zieht oft die Farbe stark aus, löst Celloidin !) oder in
Xylol (trübt sich schon durch Spuren von Wasser !) Alsdann
wird der Schnitt auf den Objektträger übertragen und kann
im Öl mit einem Deckgläschen bedeckt untersucht werden.
Zur Aufbewahrung in Kanadabalsam tupft man das Ol ab,
spült mit Xylol ab und bringt einen Tropfen in Xylol ge-
lösten Kanadabalsams anf den Schnitt, dann ein Deckglas
darauf. In Xylol aufgehellte Schnitte werden nicht im Xylol,
da dieses schnell verdunstet, sondern in Kanadabalsam unter-
sucht. Der Balsam wird in wenigen Tagen hart. Entfernung
überschüssigen Balsams s. S. 36 oben. — Auf dem Objekt-
träger aufgetrocknete Schnitte (vergl. S. 38 oben) werden ent-
sprechend behandelt, nur werden die Lösungen auf die Schnitte
gebracht oder die ganzen Objektträger in die Lösungen einge-
taucht. Auch Schnitte nicht in Paraffin eingebetteter Organe
— 40 —
kann man auf dem Objektträger antrocknen und färben.
Näheres s. bei den einzelnen Färbemethoden.
Untersuchung stets zunächst mit schwacher Ver-
grösserung zur Orientierung über Färbung des Schnittes und
gröbere pathologische Veränderungen des Gewebes.
, Zum Manipulieren der Schnitte verwendet man
durch Ausziehen von Glasstäben gefertigte Glasnadeln mit rund
geschmolzenem Ende (nicht Metallnadcln, da diese durch manche
bei der Färbung gebrauchte Stoffe angegriffen werden). Spatel
braucht man am besten nur beim Übertragen eines Schnittes
auf den Objektträger; man kann aber auch den Schnitt un-
mittelbar mit dem Objektträger von unten auffangen.
Färbstoffe zu Bakterieiifarluuig.
Zur Färbung der Bakterien dienen hauptsächlich folgende
basischen Anilinfarben: Gentia na violett, Methyl violett,
Dahlia, Methylenblau, Fuchsin und (das sehr ähnlich zusammen-
gesetzte) Rubin, Bismarckbraun (Vesuvin). Sie tingieren ausser
Bakterien Zellkerne intensiv und dauernd, die übrigen Gewebs-
elemente in geringerem Grade. Methylenblaulösungen vertragen
starkes Erhitzen nicht, die anderen Farbstoffe gut.
Zur Färbung der Gewebseleinente in Kontrastfarbe zu den
Bakterien dienen (ausser basischen) saure Anilinfarben (z. B.
Eosin), die aber die Kerne wenig gut tingieren, — von anderen
Farbstoffen Karmin. (Manche Mikroorganismen färben sich
auch mit diesen Farbstoffen, so z. B. Staphylococcus pyogenes.)
Man verwende nur Farbstoffe von bekannten Fabriken, um
sich Fehlschläge zu ersparen, und achte auf die nähere Be-
zeichnung des Farbstoffs!
Herstellung der einfachsten Farb-
1 ös tili gen znm Färben«
1. Wässerig alkoholische Lösungen:
Man hält sich Stam'mlösungen der Farbstoffe vor-
rätig, d. h. bei Zimmertemperatur gesättigte Lösungen in ab-
solutem Alkohol. (In einer Flasche mit Glasstopfen soviel
Farbstoff mit Alkohol absol. Übergossen, dass ein Teil unge-
löst bleibt.) Zum Färben sind die Stammlösungen schlecht
geeignet. Man stellt aus ihnen Farblösungen her, indem man
soviel von ihnen in destilliertes Wasser filtriert, bis die Lösung
- 41 -
in Reagenzglasdicke eben anfängt undurchsichtig zu werden.
Am besten immer frisch herzustellen!
2. Wässerige Lösungen:
Man schüttet Farbstoff im Überschuss in destilliertes
Wasser, schüttelt tüchtig um und filtriert nach einigen Stunden
ab. Am besten immer frisch herzustellen !
Allgemein merke man, dass man stets besser
gefärbte Präparate bekommt, wenn man mit
dünnen Farblösungen, aber lange färbt, als
wenn man mit starken Lösungen kurze Zeit färbt.
Verstärkte Anilinfarblösimgeii.
Intensiver färbend als die einfachen Farblösungen.
a) Loefflersche Methylenblaulösung.
30 ccm gesättigte alkohol. Methylenblaulösung,
100 ccm 0,01°/0iger Kalilauge (= 1 ccm l*/0ige Kali-
lauge auf 100 Wasser). Haltbar.
b) A n i 1 i n w a s s e r - F a r b 1 ö s u n g e n : Man gibt in ein
Reagenzglas soviel (recht helles) Anilinöl, dass seine Kuppe
damit gefüllt ist, giesst das Röhrchen 3/4 voll Wasser und
schüttelt kräftig durch. Nach dem Durchschütteln muss
noch ungelöstes Anilinöl übrig sein. Das durch ein an-
gefeuchtetes Filter durchlaufende Filtrat muss wasser-
klar und öltropfenfrei sein (das Öl nicht mit auf das Filter
giessen, nicht alle aufgegossene Flüssigkeit filtrieren l ev.
nochmals filtrieren). Man setzt zu ihm soviel gesättigte
alkohol. Gen tiana violett-, Methyl violett- oder Fuchsinlösung,
dass die Farbflüssigkeit in reagenzglasstarker Schicht eben
noch durchsichtig ist oder bis ein schillerndes Häutchen
an der Oberfläche entsteht. Oder man löst soviel des
festen Farbstoffes im Anilinwasser, als sich lösen will. Die
Färbkraft der Lösungen kann man durch Zusatz von 1 ccm
lo/oiger NaOH auf 100 ccm Lösung erhöhen. Die
Lösungen sind wenig haltbar, ebenso das Anilinwasser an sich.
c) Karbolfuchsin nach Ziehl-Neelsen:
100 ccm 5°/oig<" Karbolsäure, 10 ccm gesättigte alkohol.
Fuchsinlösung. — Färbt in etwa 3 — 4facher Verdünnung
langsamer, aber reiner, ohne leicht zu überfärben. Sehr haltbar.
d) Karbolglyzerin fuchsin nach Czaplewski.
1 g Fuchsin mit 5 ccm Acid. carbol. liquefact. verreiben,
50 ccm Glyzerin, dann 100 ccm Aq dest. zusetzen. Auf
das 4— 10 fache verdünnt zur Färbung brauchbar. Haltbar.
- 42 —
e) Karbol methylenblau nach Kühne:
1,5 g Methylenblau, 10 ccm Alkohol absolutus, 100 ccm
5°'oige Karbolsäure. Gut haltbar.
10 in fache Färbung von Ausstrichen
führt man hauptsächlich mit Methylenblau-, Fuchsin-, Gentiana-
violettlösungen, wie auf S. 35 u. 39 beschrieben, aus.
Die "Wahl des Farbstoffes richtet sich nach der Vorliebe
des Untersuchers für die eine oder andere Farbe. Manche
Bakterien färben sich jedoch besser mit einer bestimmten Farbe
als mit den anderen (vgl. Diphthericbazillen S. 62, Choleravibri-
oncn S. 82). Blut, Eiter, Gewebsausstriche färben sich im
allgemeinen am reinsten mit Methylenblau: so gefärbte auf-
zubewahrende Präparate lege man in Immcrsionszedernöl, nicht
Kanadabalsam ein (s. S. 35).
Einfache Färbung von Schnitten.
a) Nach Loeffler:
1. Färben in alkalischer Methylenblaulösung (Anilinwasser-
oder Karbolfuchsinlösung) 5 — 30 Min.
2. Differenzieren in 1j2 — 1 °/o iger Essigsäure bis zum Distinkt-
werden des Gewebes (einige Sek. bis lj% Minute je nach
der Schnittdicke und Färbungsintensität),
3. Entwässern in absolutem Alkohol (wenn gefärbt , zu
wechseln).
4. Aufhellen in Zedernöl etc. Bazillen und Gewebe blau
(oder rot).
b) Nach R. Pfeiffer:
1. Färben in verdünntem Karbolfuchsin (Ziehische Lösung
_ S. 41c — 1 -f Aq. dest. 3) 15—30 Minuten.
2. Übertragen in Alkohol absol. -f- 1 — 2 Tropfen Essig-
säure pro Schälchen. Sobald die Schnitte anfangen rot-
violett zu werden.
3. Übertragen in Zedernöl oder Xylol etc.
c) Mit Gentianaviolett:
1. Färben mit wässeriger Lösung 15 — 30 Min.
2. Auswaschen erst in 500/0igem Alkohol, dann in abso-
lutem Alkohol bis die Schnitte eine hellviolette Farbe haben.
3. Aufhellen in Zedernöl etc.
d) Nach Kühne-Pregl:
1. Färben in Karbolmethylenblau 1J2-^l Min,
- 43 -
2. Kurzes Abspülen in Wasser.
3. Entfärben in 50°/oigem Alkohol, bis die Schnitte b
blau (mit einem Stich ins Grünliche) geworden sind.
4. Entwässern in absolutem Alkohol.
5. Aufhellen in Zedernöl etc.
e) Nach Nicolies Methylenblau-Tanninmethode:
1. Färben mit alkal. Methylenblau oder Karbolmethylen-
blau wie bei a und d.
2. Spülen in Wasser oder ^2 — 1 °/o iger Essigsäure einige
Sekunden.
3. Übertragen in 10°/oige Tanninlösung (wodurch das
Methylenblau unlöslich wird) für einige Sekunden. Auch
1 o/0 ige Tanninlösung genügt bereits.
4. Abspülen in Wasser, Entwässern in Alkohol, Aufhellen
in Öl etc.
Für leicht sich entfärbende Bazillen (Typhus, Rotz etc.)
empfehlenswert.
f) Nach Nicolies Thioninmethode:
1. Färben in Thioninlösung ij2 — 1 Min. (Gesätt. Lösung
von Thionin in 50%igem Alkohol, davon 10,0 +
l°/0igen Karbolwassers 100,0).
2. Abspülen in Wasser.
3. Entwässern in Alkohol absol., dann Öl etc.
Wie Methode e für leicht sich entfärbende Bakterien
empfehlenswert.
Die Methoden a, b und f sind wegen ihrer Einfach-
heit und ihrer guten Resultate vorzuziehen.
Isolierte, resp. Kontrast-Färbung der
Bakterien.
I. Nach Pick-Jacobsohn. Für Ausstriche. Färben
höchstens 8 — *i0 Sek. mit einer Mischung von Karbolfuchsin
Ziehl (S. 41 c.) 15 Tropfen, gesätt. alkohol. Methylenblau-
lösung 8 Tropfen, Aq. dest. 20,0. Bakt. dunkelblau, Kerne
hellblau, übriges Gewebe rot. (Altgewordene Farblösung durch
Zusatz von etwas Karbolfuchsin aufbessern!)
II, Methylenblau-Eos in färbung. Für Ausstriche.
1. Färben l/s Min. mit einer irischen Mischung
L ö f f 1 e r scher Methylenblaulösung (S. 4 1) 30,0 i
sättigter alkohol Eosinlösung ca. 10,0. (Ausproben!)
2. Abspülen in Wasser.
Bakterien und Kerne blau, Zellprotoplasma usw. rot.
— 43 -
2. Kurzes Abspülen in Wasser.
3. Entfärben in 50 °/c.igem Alkohol, bis die Schnitte b
blau (mit einem Stich ins Grünliche) geworden sind.
4. Entwässern in absolutem Alkohol.
5. Aufhellen in Zedernöl etc.
e) Nach Nicolies Methylenblau-Tanninmethode:
1. Färben mit alkal. Methylenblau oder Karbolmethylen-
blau wie bei a und d.
2. Spülen in Wasser oder 1j2 — l°/0iger Essigsäure einige
Sekunden.
3. Übertragen in 10°/oige Tanninlösung (wodurch das
Methylenblau unlöslich wird) für einige Sekunden. Auch
1 o/0 ige Tanninlösung genügt bereits.
4. Abspülen in Wasser, Entwässern in Alkohol, Aufhellen
in Öl etc.
Für leicht sich entfärbende Bazillen (Typhus, Rotz etc.)
empfehlenswert.
f) Nach Nicolies Thioninmethode:
1. Färben in Thioninlösung !/2 — 1 Min. (Gesätt. Lösung
von Thionin in 50°/oigem Alkohol, davon 10,0 +
l°/0igen Karbol wassers 100,0).
2. Abspülen in Wasser.
3. Entwässern in Alkohol absol., dann Öl etc.
Wie Methode e für leicht sich entfärbende Bakterien
empfehlenswert.
Die Methoden a, b und f sind wegen ihrer Einfach-
heit und ihrer guten Resultate vorzuziehen.
Isolierte, resp. Kontrast-Färbung der
Bakterien.
I. Nach Pick-Jacobsohn. Für Ausstriche. Färben
höchstens 8 — *l0 Sek. mit einer Mischung von Karbolfuchsin
Ziehl (S. 41 c.) 15 Tropfen, gesätt. alkohol. Methylcnblau-
lösung 8 Tropfen, Aq. dest. 20,0. Bakt. dunkelblau, Kerne
hellblau, übriges Gewebe rot. (Altgewordene Farblösung durch
Zusatz von etwas Karbolfuchsin aufbessern!)
IL MethyleKblau-Eosinfärbung. Für Ausstriche.
1. Färben J/2 Min. mit einer frischen Mischung von
Löfflerscher Methylenblaulösung (S. 41) 30,0 mit ge-
sättigter alkohol Eosinlösung ca. 10,0. (Ausproben!)
2. Abspülen in Wasser.
Bakterien und Kerne blau, Zellprotoplasma usw. rot.
— 44 —
III. Nach May-Grünwald. (Ztrlbl. f. inn. Med. 02 S. 265).
Je 1000 ccm l°/ooiger wässer. Lösung von Eosin und
Methylenblau medicinale Höchst werden gemischt und nach
einigen Tagen filtriert. Der Rückstand wird mit Wasser ge-
waschen, bis dieses fast farblos abläuft. Dann wird vom ge-
trockneten Rückstand eine gesätt. Lösung in Methylalkohol
hergestellt und (ohne Fixierung der Deckglasausstriche) zum
Färben kalt benutzt (einige Min. bis Stdn.). Danach Abspülen
in Wasser + einigen Tropfen der Lösung. Farbstoff zu be-
ziehen von Dr. Schwalm, München, Sonnenstr. 10. Besonders
für Blut- und Eiterpräparate — Assmann, M. M. W. 1906
Nr. '28 , übergiesst Ausstriche in Petrischale mit 40 Tr. der
Lösung für 3 Min., setzt dann 20 ccm Aq. dest. -f 5 Tr.
1 o/0(l K2CO3 hinzu, schüttelt und lässt 5 Min. färben. Dann
ohne Abspülen trocknen usw.
IV. Gramsehe Färbung. (Sowohl zur deutlichen Dar-
stellung von Bakterien, wie auch als diagnostisches Mittel, da
sich nur bestimmte Bakterienarten nach ihr darstellen lassen,
— s. S. 46 — vorzüglich.
a) Ausstriche:
1. Färbung mit Anilinwasser - Gentianaviolettlösung oder
Anilinwasser - Methyl violettlösung (s. S 41) unter Er-
wärmen mindestens 2 Minuten lang. Geeignetste Farb-
stoffe sind Methylviolett Höchst 6B und BN.
la. Abspülen in Anilin wasser (kann fortbleiben).
2. 30 Sekunden bis 2 Minuten in Jodjodkaliumlösung.
(Solve Jodi 1,0, Kai. jodat. 2,0 in Aq. destill. 5,0; nach
Lösung adde Aq. destill 295,0.). Hierbei entsteht in
den Leibern bestimmter Bakterienarten (s. S. 46 welcher)
eine Farbstoff] od Verbindung, die in Alkohol unlöslich ist.
3. Entfärben des Präparates in Alkohol absol., bis es dem
Auge farblos erscheint. Jetzt sind die nach Gram färb-
baren Bakterien isoliert schwarzblau gefärbt, alle anderen
Bakterien und die Gewebselemente (bis auf einzelne Zell-
kerne) farblos. Man kann die Deckgläser nun in Wasser
(oder nach Trocknen in Balsam) untersuchen oder
4. Nachfärben mit wässerig-alkohol. Vesuvin-, auch Safranin-
oder Fuchsinlösung einige Sek. oder mit Pikrokarmin
(s. S. 47) 2 — 10 Min. Die Nachfärbung mit Vesuvin-
oder Fuchsinlösung hat den Vorteil, dass durch sie im
. Präparate etwa vorhandene, nicht das Violett festhaltende
- 45 —
Bakterien deutlicher gefärbt werden, als mit Safranin
oder gar Karmin.
5. Abspülen in Wasser.
Gramfärbbare Bakterien schwarzblau. Gewebe rot.
b) Schnitte (vgl hierzu die Bemerkungen unter a) :
1. Färbung in Anilinwasser - Gentianaviolett oder -Methyl-
violettlösung 5 — 30 Min.
la) Abspülen in Anilinwasser 30 Sek. (Kann fortbleiben.)
2. Übertragen des Präparates 1 — 2 Min. in Jodjodkalium-
lösung. Die Schnitte werden hier braunschwarz.
3. Auswaschen in Alcohol absolutus bis der Schnitt ganz
oder ziemlich farblos erscheint. Jetzt sind die nach Gram
tingierbaren Bakterien isoliert schwarzblau gefärbt. Man
kann nun in Zedernöl aufhellen etc. oder eine Gegen-
färbung des Gewebes und etwa vorhandener, nach Gram
nicht färbbarer Bakt. anwenden (4 — 7).
4. Nachfärbung mit Pikrokarmin- (s. S. 47), Safranin- oder
dünner Fuchsinlösung 5 — 10 Min. (nach vorhergehender
Abspülung in Wasser oder verdünntem Alkohol).
5. Abspülen in 60°/oigem Alkohol.
6. Entwässern in absolutem Alkohol.
7. Aufhellen in Zedernöl usw.
Man kann auch 4 — 5 vorausschicken und darauf 1 — 3 und
7 folgen lassen.
Gramfärbbare Bakterien schwarzblau, Gewebe rot (Zell-
kerne oft blassblau bis dunkelblau). Bakterien meist nicht
an allen Stellen des Präparates gleichmässig gut gefärbt.
Modifikationen der Gramschen Methode.
a) Statj: Anilin w asser-Farblösung kann man
auch mit 1 — 2 1/2°/oigeni Karbolwasser hergestellte be-
nutzen, die länger haltbar ist. Nach der Färbung kann Ab-
spülen in entsprechendem Karbolwasser folgen. Auch Zusatz
von einem Zehntel gesätt. alkohol. Methylenblaulösung zur
Farblösung wird empfohlen.
ß) Zur Beschleunigung der Entfärbui
statt des Alkohols dienen nach Günther Alcohol
-f 3o/0 HCl für 10 Sek , dann Alcohol absol., nach N i
Alcohol absol. + 20—30 Volumproz. Aceton. (Nie
empfiehlt Karbolwassergentianaviolett mit 1VS' '
wasser, Jodjodkaliumlösung 1 + 2KJ -f- 200 Aq.)
— 46 —
Nach der Gramsehen Methode lassen sieh färben,
d. h. bleiben bei der Alkoholbehandlung (8) schwarzblau gefärbt :
Milzbrandbazillen, Tetanusbazillen, Tuberkel- und Leprabazillen
(für diese hat die Färbung nur dann Zweck, wenn man sicher
ist , ausser ihnen keine anderen Bakterien im Präparat zu
haben), Diphtheriebaz., Schweinerotlauf baz.,Mäuseseptikämiebaz.,
die pyogenen Streptokokken und Staphylokokken, die Fraenkeb
sehen Pneumokokken, Mikrokokkus tetragenus, Sireptothrix
Aktinomyces, Hefen, Kartoffelba/, u. a. m. (NB. Allzu-
lange fortgesetzte Alkoholbehandlung entfärbt auch manche
dieser Bakterien, insbesondere in älteren Kulturen!)
Die Gramsehe Methode ist nicht anwendbar,
weil die betreffenden Bakterien sieh im Alkohol entfärben, zur
Darstellung von Typhusbaz., Bucterium coli und ähnlichen,
Ruhibaz., Cholera und choleraähnlichen Vibrionen, Hühner-
cholera- und Kanjnchenseptikämiebaz., Baz, des malignen ödems
und Rauschbrandes (bleiben ab und zu gefärbt, s. auch S. 46
Nr. VI), Friedländers Pneumoniebaz., Bac. pyoeyaneus, Bac.
der Bubonenpest, Rotzbaz., Influenzabaz., Koch-Weeksschen
Baz., Ulcus molle-Baz., Rekurrens- und Syphilisspirochäten,
Gonokokken, Meningokokken.
Zur Prüfung* einer Bakterienkultur auf ihr
Verhalten bei der Gramsehen Färbung benutze man
stets junge Kulturen und bringe zur Prüfung, ob man richtig
gearbeitet hat, bei Kokken von einer jungen Milzbrandbaz.-,
bei Baz. von einer jungen Staph. pyog. aur. - Kultur etwas
Material an einer Stelle des Deckglases oder Objektträgers mit
zum Ausstrich : bei richtiger Ausführung der Färbemethode
sind die Milzbrandbaz. und die Staph. schwarzblau gefärbt.
Nicht zu kurze Alkoholbehandlung, weil sonst alle Bakt. nach
Gram darstellbar sind! (Ev. Kontrollfärbung der zu prüfen-
den Bakt -art. mit Typhusbaz. oder Choleravibrionen zusammen,
die sich nach Gram nicht färben!)
V. Weigerts Färbung für Schnitte (sog. Fibrin-
methode.
1. Färben mit Lithionkarmin (Karmin 2,5 — 5,0 gelöst in
gesättigter wässer. Lösung von Lithium carbon. 100,0)
oder wässer. alkol -Safraninlösung */* — */* Stunde (auch
in Karbolfuchsin Ziehl 1+4 Aq. dest.).
2. Abspülen in 50 °/o iger Kochsalzlösung.
3. Färben in Anilinwassergentiana violett 5 — 30 Minuten.
— Oder nach Kühne in folgender Lösung: Kristall-
- 47 —
violett 1 gelöst in Alcohol absol. 10; davon 1 auf
10 Aq. dest. + 2 Tropfen Salzsäure.
4. Abspülen in 0,6°/oiger Kochsalzlösung.
5. Übertragen des Schnittes auf den Objekträger und Ab-
trocknen desselben mit Fliesspapier.
6. Aufbringen von Jodjodkaliumlösung (s. S. 44 sub 2)
1—2 Minuten lang.
7. Abtrocknen mit Fliesspapier.
8. Entfärben mit Anilinöl, bis dieses sich nicht mehr färbt.
Man kontrolliert mit Hilfe des Mikroskopes die Färbung
des Schnittes !
9. Entfernen des Anilinöls mit Xylol, Einlegen.
Bakterien violettblau, Fibrin tiefblau, Gewebe rot. Pikro-
karmin ist zur Gewebsvorfärbung nicht besonders geeignet,
weil das Anilinöl die Pikrinsäure aus dem Gewebe auszieht.
VI. Nach Claudius: Der Gramschen Färbung gleichwertig
(die Pikrinsäure wirkt wie Jodjodkalium), gibt weniger Nieder-
schläge als diese, stellt auch die Baz. des malignen Ödems und
des Rauschbrandes schwarzblau dar.
a) für Ausstriche.
1. Färben in l°/oiger wässer. Methylviolettlösung 1 Min.,
dann Abspülen mit Wasser, Trocknen mit Fliesspapier.
2. Abspülen in gesättigter wässer. Pikrinsäurelösung -f-
Aq. dest. ^.
3. Abspülen in Wasser, Trocknen mit Fliesspapier.
4. Abspülen in Chloroform oder Nelkenöl, bis das Präpa-
rat ungefärbt erscheint.
5. Abtrocknen mit Fliesspapier, Einlegen in Balsam.
b) Für Schnitte (auf dem Objektträger vorzunehmen).
1. Färben wie bei a) 2 Min. und länger.
2. Abspüfen in Wasser, Trocknen mit Fliesspapier.
3. Pikrinsäure wie bei a) 2. 2 Min.
4. Abwaschen in Aq., sorgfältig trocknen mit Fliesspapier.
5. Behandeln mit Nelkenöl bis der Schnitt farblos erscheint,
Xylol, Einlegen.
Bakterien blau. Gewebe farblos bis gelblich, kann
durch Vorfärbung mit Karminlösungen (wie bei Gramscher
Färbung s. S. 45 Mitte) rot tingiert werden.
Pikrokarminlösung zur Kontrastfärbung der Gewebe,
a) Nach Friedländer bereitet: Solve Karmin 1,0 in
Aq. dest. 50,0 + Ammoniak 1,0. Adde gesättigte «
- 48 -
Pikrinsäurelösimg so lange , bis der sich bildende Nieder-
schlag beim Umrühren nicht mehr gelöst wird. Etwas
Ammoniakzusatz löst den Niederschlag wieder. Zur Ver-
hinderung von Mikroorganismenwachstum in der Lösung
setzt man einige Tropfen Karbolsäure zu. Vor dem Ge-
brauch zu filtrieren. Haltbare Lösung,
b) N ach Weigert hergestellt: Karmin 2 -f- Ammoniak
4 steht 24 Stunden. Dann 200 g konzentrierte; wässerige
Pikrinsäurelösung hinzufügen, nach 24 Stunden Essigsäure
tropfenweise, bis Niederschlag erfolgt, hinzu, dann Ammoniak
tropfenweise, bis die Lösung klar ist.
Kapselfär billig.
Viele Bakterienkapseln lassen sieh in Deckglaspräparaten
durch längeres Erwärmen mit Löf f lerscher oder Ziehlscher
Lösung (S. 41a und c) blass blau- violett oder rot färben. *
Von besonderen Färbungen sind folgende zu erwähnen:
a) Nach Weidenreich-Hamm, C. B. I. Or. 43 S. 287:
Ausstreichen des Präparates in einem Tröpfchen Serum.
Fixierung mit Osmiumsäure (S. 34), nicht mehr als 30 bis
40 Sek. Dann Färbung mit Giemsascher Lösung (S. 98).
b) Nach Johne:
1. Färbung mit 2°/oiger wässer. Gentianaviolettlösung unter
Erwärmen 1 — 2 Min,
2. Abspülen in Wasser.
3. Entfärben in 1 — 2°/oiger Essigsäure 6 — 10 Sek.
4. Abspülen in Wasser und Untersuchen darin. Kanada-
balsam lässt die Kapseln fast verschwinden !
c) Nach Ribbert.
1. Färben des Deckgläschens für einige Sekunden mit fol-
gender Lösung: Aq. dest. 100,0, Alcohol absol. 50,0,
Acid. acet glac. 12,5 + Dahlia soviel sich in der Wärme löst.
2. Abspülen in Wasser, Untersuchen darin oder Trocknen,
Balsam (dieser macht die Kapseln undeutlicher!)
d) Nach Nicolle. (Für Ausstriche und Schnitte.)
1. Färben mit folgender Mischung: Gesätt. Lösung von
Gentiana violett in 95°/oigem Alkohol 10,0, l°/oiges
Karbolwasser 100,0.
2. Abspülen in Alkohol, absol. -f- l\z Volumen Aceton.
Abspülen im Wasser für Deckgläschen ; Alkohol absol.,
Öl etc. für Schnitte.
e) Bunges Geisselfärbmethode (s. S. 51 Mitte).
- 49 —
f) S. ferner Methoden f. Milzbrandbaz. S. 54, die auch für
manche anderen Bakt. brauchbar sind.
Sporenfärbung;.
a) 1. Färben der Deckglaspräparate unter starkem Erhitzen
mit Anilinwasser oder Karbolfuchsin (1 Stunde mit
der bestrichenen Seite nach unten auf der Farblösung
schwimmend oder 10 Minuten mit der Farblösung auf
dem Deckglase — Lösung stets auffüllen , wenn sie
verdampft!). Das Eindringen der Farblösung in die
Sporen erreicht man besser nach 30 — 40 maligem Durch-
ziehen der Präparate durch die Flamme bei der Fixierung
(s. S. 34).
2. Auswaschen mit Alkohol -f 3 °/o Salzsäure (oder 1 °/0
Schwefelsäure oder 3°/o Salpetersäure) V2 — 1 Minute.
3. Nachfärben mit wässer.-alkohol. Methylenblaulösung.
4. Abspülen in Wasser, Untersuchen darin oder Trocknen,
Balsam. Sporen rot, Bazillen blau.
Vorzuziehen, weil zuverlässiger, ist die Methode
b) von Möller.
1. Behandlung der Deckgläschen (nach dem Fixieren) 5 Se-
kunden bis 10 Min. mit 5 °/o iger Chromsäure. Die
Zeitdauer ist für jede Organismenart auszuprobieren.
2. Abspülen in Wasser.
3. Färben mit Anilinwasserfuchsin oder Karbolfuchsin
1 Minute unter Aufkochen.
4. Entfärben in 5 °/o iger Schwefelsäure 5 Sekunden.
5. Abspülen in Wasser.
6. Nachfärben mit Methylenblaulösung, Abspülen usw.
Vor der Chromsäurebehandlung kann man die Präparate
2 Minuten in Chloroform bringen, um Sporen vortäuschende
Fettröpfchen etc. zu entfernen. Danach Abspülen in Wasser.
Nach Aujeszky (C. B. I, Bd. 23 S. 329) bringt man
die lufttrockenen, nicht fixierten Ausstriche 3 — 4 Min. in heisse
V* °/o ige HCl, spült in Wasser ab, trocknet, fixiert und färbt
dann wie vor 3—6. Nach Orszag (C. B. I. Or. 41 S. 397)
streicht man das Bakterienmaterial in einem Tropfen einer
Mischung von 4 Teilen l[2 °/o iger Natr. salicyl.-Lösung und
1 Teil 5 °/0 iger Essigsäure aus, lässt lufttrocken werden, fixiert
in der Flamme und behandelt dann wie bei b) 3— 6 (bei 4.
l°/0ige H2S04 oder 3%ige HNOs).
Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 4
— 50 —
C*eisselfarbuiig.
Man nehme Bakterienmaterial von festen, nicht flüssigen
Kulturmedien, — besonders gut sind junge Agarkulturen —
nachdem man sich durch Untersuchung im hängenden Tropfen
von der Beweglichkeit überzeugt hat. Die zu beizenden Bak-
terien sollen möglichst isoliert liegen und wenig Nährboden-
bestandteile beigemischt enthalten, was man auf folgende Weise
erreicht : Auf sechs sehr sorgfältig gereinigte Deckgläschen
bringt man je ein Tröpfchen Wasser, überträgt etwas Bakterien-
material in das erste, von diesem eine Spur in das zweite,
von diesem in das dritte und so fort. Oder: Man bringt
etwas Bakterienmaterial in ein Tröpfchen Wasser auf einem
Objektträger und überträgt davon eine Spur in einen grösseren
Wassertropfen, dem 1 — 2 Ösen 2 °/o iger Osmiumsäurelösung
zugesetzt sind ; von diesem Tropfen stellt man Deckglasaus-
striche her. Oder: Man stellt im Reagenzglase mit 0,8°/oiger
NaCl-Lösung eine dünne Bakterienaufschwemmung her, bringt
Tröpfchen davon auf Deckgläschen, streicht sie ohne zu viel
zu reiben aus, lässt lufttrocken werden und fixiert mittelst
Durchziehens durch die Flamme.
Die Deckgläschen müssen ganz sauber sein!
(Reinigung s. S. 5.)
A. Geisseifärbung nach Loeffler:
1. Beizen der Geissein mit der unten angegebenen Beize.
Erwärmen derselben auf dem Deckglas bis zur Dampf-
bildung 1/2 — 1 Minute.
2. Abspülen der Präparate mit einem kräftigen Wasser-
strahle. Sorgfältiges Entfernen der Beize an den
Rändern (ev. mit Fliesspapier) und auf der Fläche.
3. Abspülen in Alkohol, bis nur die Stellen, an welchen
Organismen liegen, gebeizt (gefärbt) erscheinen.
4. Färben mit Anilinwasserfuchsinlösung (zu der nach
S. 41 b bereiteten Lösung zweckmässig Zusatz von 1 °/0
einer 1 °/o igen NaOH oder noch mehr, bis zum Eintritt
der Schwebfällung, d. h. zum eben beginnenden Trüb-
werden der Lösung — jedesmal frisch bereiten !) unter
Erwärmen.
5. Abspülen in Wasser.
Als Beize dient eine Mischung von 10 ccm 20°/oiger
Tanninlösung, 5 ccm kalt gesättigter wässer. Lösung von Ferro-
sulfat oder Ferr. sulfur. oxydul. ammon., 1 ccm wässeriger oder
1
I
51 -
alkoholischer Fuchsin- (auch Methylviolett och
lösung. Diese Beize ist nach Loeffler für die Fäi
von Spirillum concentricum gerade richtig ; für d
ist ein Zusatz von 1 ccm l°/0iger NaCH auf di
Beize nötig, für Bacillus subtilis sind 28 -30 Tropfen, Itti
Bacillus des malignen Ödems 36-37 Tropfen dei
forderlich. Um die Geissein der Choleraspiriller
des Spirillum rubrum zu beizen, muss man
9 Tropfen einer auf die l°/0ige NaOH eingestellten 11
zu den 16 ccm Beize zusetzen.
Nach Nicolle undMorax kann man von den Laugen-
und Säurezusätzen absehen, wenn man 3-4 mal je 10 Sek
unter Erwärmen bis zur Dampfbildung (nicht zum Kochen)
beizt und zwischen je zwei Beizungen sorgfältig mit \\ asser
abspült. Statt sub 3 in Alkohol kann man in Wasser ab-
^^Niederschläge im Präparat vermeidet man durch sehr
sorgfältiges Spülen. Zweckmässig ist es auch beim Beizen
und Färben erst ein Stückchen Fliesspapier auf das Präparat
und darauf die Lösung zu bringen.
Modifikation von Bunge:
1. Beizen mit folgender Lösung: 3 Teile gesatt wtat.
Tanninlösung, 1 Teil Liquor fern sesquichlor. 1 : 2Ü Aq. ,
zu 10 ccm dieser Mischung 2 ccm gesätt. wass. Fuchsin-
lösung Die Beize soll mindestens einige Tage stehen.
Vor Gebrauch wird ihr tropfenweise Wasserstoffsuper-
oxyd zugesetzt, bis ihre Farbe rotbraun wird (ca.
14 Tröpfen 3°/oige H202-Lösung auf 5 ccm Beize).
Dann wi d die Lösung auf das zu beizende Deckglaschen
^tri^und soll 1-5 Min. (unter Erwärmen) einwirken.
fitere St dem H2oUusatz hält sich nur ganz
kurze Zeit brauchbar.)
2 Abspülen im Wasser.
Z. Trocknen zwischen Fliesspapier.
4. Farben mit Karbolgentianav.olettlosung (s. S. 4Ö«J
' unter leichtem Erwärmen.
5 11,-1 Min. l»/o Essigsäure (kann fortfallen).
6. Abspülen in Wasser, Trocknen, Emlegen^
Für alle Bakterien ohne wertere Zusätze zur B
wendba, Auch Kapseln werden ge arb
- 52 -
Modifikation von Coerner-A. Fischer:
1. Beizen mit folgender Lösung unter Erwärmen ohne
Kochen 1 Min. : 2 g Tannin, 20 g Wasser, 4 g Ferro-
sulfatlösung 1 : 2, 1 ccm gesätt. alkohol. Fuchsinlösung.
2. Abspülen in Wasser.
3. Färben mit Anilinfuchsin- oder Karbolfuchsinlösung
oder gesätt. wäss. Fuchsinlösung.
4. Abspülen in Wasser, Trocknen, Einlegen.
Für alle Bakterien ohne weiteren Zusatz zur Beize
brauchbar.
B. Geisseifärbung nach van Ermengem:
1. Behandeln der Ausstriche l\^ Stunde in der Kälte oder
5 Min bei 50 — 60° in einer Mischung von 1 Teil
2°/oiger Osmiumsäure mit 2 Teilen 10 — 25°/oiger
Tanninlösung, welcher 4 — 5 Tropfen Eisessig auf
1000 ccm zugesetzt worden sind. Die Mischung soll
womöglich einige Tage alt sein.
2. Abspülen in Aq. destill.
3. Abspülen in Alkohol absol.
4. Eintauchen in 0,25 — 0,5 ( — lj0)°/oige Lösung von
AgNOa in Aq. oder auch Alkohol absol. für einige
Sekunden.
5. Ohne Abspülen in folgende Lösung: Acid. gallic. 5,0,
Tannin 3,0, Natr. acet. fus. 10,0, Aq. dest. 350,0 für
einige Augenblicke.
6. Zurück in 4. und darin unter stetiger Bewegung lassen,
bis die Lösung sich zu schwärzen beginnt.
7. Abspülen mit viel Wasser. Erscheint die Färbung
nicht intensiv genug, Wiederholung von 5 — 7. Ist sie
zu stark, Eintauchen in Chlorgoldlösung 1 : 3000 für
einen Augenblick, sorgfältig abspülen, Präparat einige
Tage am Licht liegen lassen.
8. Trocknen, Einlegen in Balsam.
Bakterien schwärzlichbraun, Geissein schwarz.
Das Verfahren ist für alle beweglichen Bakterien in
gleicher Weise brauchbar. Am besten bei hellem
Tageslicht auszuführen.
C. Geisseifärbung nach Zettnow: Klin. Jahrb.
Bd. XI S. 379 (ältere Vorschrift Zschr. f. Hyg. Bd 30 S. 95).
1. Herstellung der Ausstriche nach dem Osmium-
säureverfahren (s. S. 50).
I I
— 53 —
2. Beizen. Deckglas in Flamme fixieren, mit der Schicht
nach unten in Blockschälchen legen, reichlich mit Beize
übergiessen und 5 — 7 Min. auf eine etwa 100° heisse
Eisenplatte stellen. Herstellung der Beize: Lösung
von 10 Tannin in 200 Aq. erwärme auf 50—60°, adde
36 — 37 ccm Lösung von 2 g Tartarus stibiatus in
40 Aq., erhitze bis Niederschlag gelöst. Ist die Trübung
der erkalteten Beize sehr stark (milchweiss, — Probe
in Reagenzglas giessen) , adde etwas Tannin , ist die
Beize klar, adde 1 ccm der Tart. -Lösung. Die Beize
soll keinen Bodensatz bilden, beim Erhitzen völlig klar
werden. Etwas Thymolzusatz sichert die Haltbarkeit.
Sie ist hei ss und klar anzuwenden.
3. Schälchen abkühlen lassen, bis die Beize sich zu trüben
beginnt, dann sehr sorgfältig abspülen mit Wasser.
4. Auf Deckglas 3 — 4 Tr. Äthylaminsilberlösung geben
und erhitzen bis sie stark raucht und die Ausstrichränder
(nur diese!) schwarz werden. Äthylaminsilber-
lösung: 2 — 3g Silbersulfat (hergestellt aus Silbernitrat-
lösung durch Zusatz von Magnesium- oder Natrium-
sulfat) schüttele kräftig mit 200 Aq. zur Erzielung
einer gesättigten Lösung. Eine beliebige Menge davon
+ Aq. ^ versetzte im Reagenzglas mit 33 °/o iger
(käuflicher) Äthylaminlösung, bis anfänglicher Nieder-
schlag eben wieder gelöst ist. Haltbar, allmähliche
Braunfärbung belanglos.
5. Abspülen in Wasser. Geissein schwarz, Grund völlig hell.
VI.
Besondere Nährsubstrate, Kultur-
und Färbe -Methoden
für die wichtigsten pathogenen und einige andere
Mikroorganismenarten.
1. nUzbrandbazillen.
Wachsen auf allen üblichen Substraten, verflüssigen Ge-
latine, färben sich leicht, auch nach Gram. Unbeweglich.
- 54 -
Sporenbildung am schnellsten bei Brütwärme, nicht unter 16°,
nicht im Tierkörper.
Nachweis im Körper durch Kultur und Tierversuch
(Verimpfung auf Mäuse oder Meerschweinchen subkutan). Bei
faulem Material versagt bisweilen die Tierimpfung, während
die Platte noch positive Resultate gibt. — Im Blute von
Tieren, das nicht sofort untersucht werden kann, halten sich
die M.-Baz. bei Antrocknung in dicker Schicht auf Glas oder
Gipsstäbchen längere Zeit lebensfähig. — Zum Nachweis an
Haaren usw. die Haare mit alkal. Bouillon waschen, diese
1J2 Std. auf 80° erhitzen (wobei die M-Sporen überleben),
zentrifugieren, Bodensatz auf Tiere und Platten verimpfen.
Kapselfärbung nach den Methoden S. 48. Ferner durch
Färbung mit Safraninlösung, (solve 3 g in 100 g fast kochend
heisser Aq. dest. , filtriere nach Erkalten) unter Erwärmen,
oder durch Färbung mit Formalin-Gentianaviolett (kalt gesätt.
Lösung des Farbstoffes in Formalin, filtriert ; Ausstriche ohne
Fixierung 30 Sek. kalt färben). Untersuchen in Wasser!
Die Kapselbildung der M.-Baz. kann bisweilen zur Unter-
scheidung zwischen ihnen und ähnlichen Baz. in faulen Tier-
kadavern helfen, n i e aber allein ohne positive Kultur- oder
Tierversuche Entscheidung geben.
Herstellung von Sporenfäden: Agar- oder
KartofTelkulturen, in denen das Mikroskop vollentwickelte
Sporen gezeigt hat , werden abgekratzt und mit sterilem
Wasser verrieben. 1 — 2 cm lange sterilisierte Seidenfädchen
(Turnerseide Nr. 4 oder 5) werden mit der Aufschwemmung
getränkt (oder auch direkt im Agarkulturbelag gewälzt) , in
sterilen Doppelschalen im Dunkeln bis zum Trockenwerden
liegen gelassen und dann dunkel in Reagenzgläschen auf-
gehoben. (Vorsicht beim Aufnehmen ! Gefahr der Sporen-
inhalation!) Als Testobjekt für Desinfektionsprüfungen ge-
braucht, vgl. S. 32 u. 33 Nr. 9 u. 10. Vertragen meist 2
bis 5 Min. lang Dampf von 100°.
£• Tuberkelbazillen.
Als Nährböden für Tb. eignen sich von den üblichen
Substraten: Blutserum (für Züchtung aus dem Körper von
den allgemein üblichen Nährböden am besten) ; Glyzerinagar
(4°/o Glyzerin Optimum); Glyzerinkartoffeln (Keile auf ziem-
lich langem Glasröhrchen ruhend [S. 17], in Röhrcjien etwas
- 55 -
4 — 5°/oiges Glyzerinwasser gegeben, womit Kartoffel nach
Kochen überrieselt wird) ; Glyzerinbouillon (Wachstum nur
von schwimmenden Partikeln an der Oberfläche aus). Züch-
tung bei 37°; sehr langsames Wachstum. Eintrocknen der
Röhrchen durch Gummikappe verhüten. So gut wie kein
Wachstum auf Gelatine , Peptonagar etc. und bei Zimmer-
temperatur. Unbeweglich.
Als Spezialnährböden sind zu empfehlen (Wachstum schon
nach 8 Tagen üppig); Hesses Heydenagar (s. S. 57) und
Hirnnährböden nach F i c k e r : Fein zermahlenes Hirn
mit Aq. dest. ^ unter stetem Umrühren zum Kochen erwärmt,
*/4 Std. gekocht, dann kotiert, bis Kolatur leicht breiig.
Mische diese ohne Neutral. ^ mit 2,5°/oiger Lösung von
Agar in Aq. dest. , adde 3 °/o Glyzerin , sterilisiere etc.
Röhrchen gut mischen und schnell erstarren lassen, ehe Hirn-
und Agarschicht sich trennen!
Züchtung aus menschlichen Körpergeweben, Auswurf
usw. durch Tierimpfung (S. 59) oder durch direkte Aussaat
(bei Gegenwart anderer Bakterien nach B 1 a u. b (S. 57).
Färbemethoden für Tuberkelbazillen.
Die Tb. färben sich schwer, halten aber, einmal gefärbt,
die Farbe auch sehr fest. Die folgenden Methoden stellen
nur die Tb. (und einige ähnliche Mikrobien , sog. säure-
feste; bezüglich der Unterscheidung vgl. S. 59) mit der
ersten Farbe tingiert dar, während die anderen Bakterien
und die Gewebselemente die zur Nachfärbung benutzte Farbe
annehmen,
a) Am empfehlenswertesten :
Für Au sstrichpräparate:
1. Färben mit Anilinwasser- oder Karbolfuchsin 2 Min.
unter wiederholtem Aufkochen.
2. Entfärben 2-5 Sek. in 5°/0iger H2S04 oder 25°/0iger
HN03.
3. Abspülen in 70 °/o igem Alkohol, bis das Präparat farb-
los erscheint. (Wird dies r>jcht schnell genug erreicht,
Wiederholung von 2 und 3.)
4. Nachfärben mit gesättigter wässeriger Methylenblau-
lösung oder mit Loefflerscher Methylenblaulösung (S. 41)
1 + 3 Wasser 5 — 10 Sek.
5. Abspülen in Wasser.
- 56 —
Für Schnitte. (Formalinhärtung beeinträchtigt Färb-
barkeit der Tb !)
1. Färben in Anilin wasserfuchsin (Karbol fuchsin nicht so
gut, weil Präparate oft unreiner) 15 Min. bis 24 Std.
2. Entfärben 10 Sek. in 5 °/0 iger H2S04 oder 25 °/0 iger
HN03.
3. Abspülen in 70 °/o igem Alkohol, bis das Präparat farb-
los wird (um dies schneller zu erreichen, kann 2 und 3
rasch wiederholt werden).
4. Nachfärben in Methylenblaulösung, am besten Loefflerscher
(S. 41) 1 + 3 Wasser 2—5 Min.
5. Abspülen in 1ji — ^^oiger Essigsäure.
6. Entwässern in absolutem Alkohol.
7. Aufhellen in Zedernöl.
Tb. rot, Gewebe und andere Bakterien blau.
Für Ausstriche wie für Schnitte kann man bei 1. auch
Anilinwassergentianaviolett, dann be[ 2. die 25°/oige HNO3
und bei 4. schwache Lösungen von Fuchsin, Safranin oder
Bismarckbraun anwenden. Die Tb. werden dann blau, die
Gewebe rot oder braun gefärbt,
b) Verfahren von Fränkel und Gabbet.
Für Ausstriche.
1. Färben in Anilinwasser- oder Karbolfuchsin 2 Min.
unter Aufkochen.
2. Entfärbung und Gegenfärbung findet zusammen statt in
einer Mischung von Alkohol 30, Aq. 50, HN03 20 +
soviel Methylenblaupulver als sich löst (oder in H2SO4
10,0, Aq. dest. 30,0 + Methylenblaupulver bis zur
Sättigung).
3. Abspülen in Wasser oder
1. Färben mit Anilinwasser - Gentiana- oder Methyl-
violettlösung 2 Min. unter Aufkochen.
2. Entfärbung und Gegentärbung (l1^ — 2 Min.) findet
zusammen statt in einer Lösung von Alkohol 70,
HNO3 30 + soviel Bismarckbraunpulver wie sich löst.
3. Abspülen in Wasser.
Das Verfahren b) hat gegen a) den Nachteil, dass man
nicht alle Stadien der Entfärbung und Gegenfärbung mit dem
Auge verfolgen kann; es lässt ausserdem bisweilen andere
säurefeste Baz. gefärbt, so dass es sich zu sicherer Diagnose
rieht eignet.
- 57 —
Untersuchung von Sputum auf Tuberkelbazillen
(ähnlich Untersuchung von Exsudaten, Urin, Milch und dergl.):
A. Man nimmt zunächst die mikroskopische Unter-
suchung von Ausstrich präparaten vor. Bei Sputum-
untersuchung bringt man eine sogenannte „Linse" aus dem auf
schwarzlackiertem Teller (oder in einer Glasschale, die auf
schwarzem Untergrunde steht) ausgebreiteten Auswurf auf ein
Deckglas oder einen Objektträger, verreibt sie mit der Platin-
öse gleichmässig oder zerquetscht sie mit einem anderen Deck-
glase oder Objektträger und tärbt nach einer der angegebenen
Methoden. Urin, Exsudate, durch Lumbalpunktion entnom-
mene Cerebrospinalflüssigkeit usw. zentrifugiert man und macht
Präparate vom Bodensatz. Die Färbung eines Präparates ist
nur dann als gelungen anzusehen, wenn ausser den Tb. nichts
(ausgenommen höchstens leichte Tinktion von Plattenepithelien
und Zellkonturen) in der für ihre Darstellung benutzten Farbe
erscheint. — Findet man bei Untersuchung mehrerer Präparate
keine Tb., so verwendet man Anreicherungsverfahren (B) oder
den Tierversuch (C).
B. Anreicherungsverfahren. Als solche kommen
in Betracht :
1. Biologische Verfahren: Schnelle Vermehrung
der Tb. auf geeigneten Nährböden,
a) Aussaa t auf H ey denagar nach Hesse. Solve 5 g
Nährstoff Heyden in Aq. dest. 50,0 unter Quirlen, füge
die Auflösung zu einer Lösung von NaCl 5, Glyzerin 30,
Agar 10 — 20, Normalsodalösung 5 in Aq. dest. 950,
koche unter stetem Rühren 15 Min., filtriere im Dampf-
strom. Fülle nach Sterilisieren den Nährboden in Doppel-
schälchen», lasse erstarren und verteile eine ,, Linse" des
Sputums, event. nach wiederholtem Waschen in sterilem
Wasser, auf der Oberfläche fein in einzelne Flöckchen.
Bei 37 ° vermehren sich die Tb auf diesem Substrat sehr
schnell, sind schon nach 6 — 7 Stunden zahlreich, bilden
nach 2 — 7 Tagen (Schälchen durch Einstellen in feuchte
Kammer vor Eintrocknung bewahren!) für das blosse
Auge sichtbare Kolonien, während die Entwickelung der
anderen Sputumbakterien sehr behindert ist. Untersuchung
im Klatschpräparat. Sehr gutes Verfahren zur Schnell-
diagnose bei Tb. armen Sputis. Gewinnung von Rein-
kulturen durch Fortzüchtung. — Man kann auch das
- 58 —
Sputum mit der 5 fachen Menge der angegebenen Nähr-
stoff Heyden-Lösung (ohne Agarzusatz) versetzen und
24 Std. bei 37 ° bebrüten, wobei sich die Tb. vermehren,
und dann nach dem Sedimentierverfahren S. 59 d behan-
deln. (Joch mann.)
b) Aussaat auf Glyzerin-Wasser-Agar nach Hesse.
(C. B. I. Or. 35 S. 386.) Agar 1, Glyzerin 3, Aq. dest. 96-
gekocht, filtriert, zu je 20 ccm in Reagenzgläser, die kein
Alkali abgeben (von Schott-Jena), gefüllt, sterilisiert. Der
flüssig gemachte Röhrcheninhalt erhält beim Gebrauch
soviel Zusatz von 1j10 Normalkalilauge, dass die Reaktion
gegen rotes Lackmuspapier genau der des zu untersuchen-
den Sputums entspricht ; dann wird er in Petrischalen aus-
gegossen. Auf die erstarrte Plattenoberfläche wird das
möglichst von Mundschleim befreite (vgl. S. 66 Abs. 5)
Sputum in Menge einer Linse aufgetragen und darauf in viele
kleine Flöckchen zerzupft. Nach 1 — 2 tag. Bebrüten bei
37 ° sind Tb. im Klatschpräparat nachweisbar.
2. Sedimentierverfahren: Verflüssigung des Sputums,
infolge deren die Tb. sich absetzen können oder sich
mit der Zentrifuge ausschleudern lassen (nur mikrosko-
pischer Nachweis, nicht Züchtung möglich )
a) Nach Biedert- Mühlhäuser-Czaplewski. Spu-
tum mit 2 — 4facher Menge 0,2°/oiger NaOH in Zylinder
mit Gummistopfen 1 Min. kräftigst schütteln oder rühren.
Falls noch nicht gleichmässig flüssig, noch mehr der NaOH
zusetzen und wieder tüchtig schütteln, bis die Flüssigkeit
homogen ist. Dann unter Umrühren in Porzellanschale
erhitzen bis zum Sieden. Nun 1—2 Tr. Phenolphtalein-
lösung zufügen und tropfenweise 5°/oige Essigsäure unter
starkem Umrühren, bis die Rotfärbung eben verschwindet
(nicht mehr!). Dann absitzen lassen im Spitzglase oder
zentrifugieren nach Zusatz des doppelten Volumens 95°/o igen
Alkohols ; das Sediment zu gefärbten Präparaten verarbeiten.
b) Nach Sachs -Müke. Zusatz von H2O2 in refracta dosi
zum Sputum, das dadurch unter lebhafter Gasentwickelung
verflüssigt wird. Tb im Bodensatz und Schaum nachweisbar.
c) Nach Dahmen: Man erhitzt das Sputum 15 Min. im
Dampfstrom (gleichzeitig Sterilisierung !), lässt absitzen
oder zentrifugiert, verreibt den Bodensatz im Achatmörser
und macht davon Präparate. — Es genügt schon Erhitzen
auf 70° unter öfterem Schütteln,
- 59 —
d) Nach van Ketel: Man mischt in einem weithalsigen
100 ccm-Fläschchen 10 ccm Wasser, 6 Acid. carbol. liquef.
und 10 — 15 ccm Sputum, schüttelt durch, füllt mit Wasser
zu 100 auf, schüttelt wieder, lässt im Spitzglase absitzen
oder zentrifugiert wie bei a. Präparate vor der Färbung
in Äther-Alkohol ^ abspülen.
e) Nach Spengler. Man mischt das Sputum mit lau-
warmem, durch Sodalösung alkalisierten Wasser^, schüttelt
mit 0,1 — 1,0 g Pankreatinpulver gut durch und bewahrt
bei 37°. Sofort oder nach 2 — 3 Stunden setzt man einen
Karbolkristall von 0,2 — 1,0 g zu. Sobald sich Sediment
gebildet hat, untersucht man dies nach Abgiessen der
Flüssigkeit. Falls das Sediment zu gross erscheint, wird
nochmals alkalisiertes Wasser und Pankreatin zugesetzt etc.
Nicht zu lange verdauen lassen ! Reaktion stets alkalisch
halten !
C. Tierversuch. Führt langsamer als A und B.,
aber am sichersten zum Ziel. Nach subkutaner (vorzuziehen,
wenn Impfmaterial reich an anderen Bakt. ist oder intraperi-
tonealer Impfung mit Tb-haltigem Material sterben Meer-
schweinchen, meist in 4 — 8 Wochen, mit zahlreichen Tuberkel-
knoten in Leber, Lunge, Milz und Verkäsung der Lymph-
drüsen. In den Knoten, die stets zur Vermeidung von Ver-
wechslungen mit ähnlichen Erkrankungen mikroskopisch zu
untersuchen sind, zählreiche Tb. Zur Züchtung zerquetscht
man Knoten zwischen zwei sterilen Objektträgern und sät
viele, mindestens stecknadelkopfgrosse Stücke auf erstarrtem
Blutserum aus. Züchtung s. S. 54; Wachstum beginnt erst
nach 8 — 14 Tagen deutlich.
Der Tierversuch liefert Differentialdiagnose gegen-
über anderen säurefesten Bakterien: Lepra- und
Smegmabaz. (diese im Urin ! — s. S. 60) sind nicht für Tiere
pathogen. In Butter, Milch, Mist, auf bestimmten Pflanzen,
manchmal auch im menschlichen Körper (z. B. bei Lungen-
gangrän) kommen wie Tb. färbbare und für Meerschweinchen
ähnlich pathogen* Bazillen vor, die sich aber durch die Kultur
(Wachstum schnell auf allen Nährböden , auch bei Zimmer-
temperatur) unterscheiden.
Tötet man mit Tb. geimpfte Meerschweinchen 2 — 3 Wochen
post infectionem, so findet man meist schon die Lymph-
drüsen zunächst der Infektionsstelle verkäst (besonders wenn
- 60 -
man die Invasion der Tb. durch Quetschen der Drüsen mit
den Fingern bei der Impfung gefördert hat) und deutlich
entwickelte Tb- haltige Knötchen in den inneren Organen.
Zur Beschleunigung der Diagnose kann man also, ohne den
Tod der Tiere abzuwarten, sie nach dieser Zeit töten.
3. Smegmabazillen.
Im Präputial- und Vulvasekret, im Urin (die späteren
Portionen des mit dem Katheter nach Säuberung der äusseren
Genitalien entnommenen Urins sind meist frei von den Bazillen),
in der Analfalte, im Ohrenschmalz, gelegentlich auch an anderen
Körperstellen. Kürzer und zarter als Tb, sehr zahlreich auf
Epithelien liegend ; Tb. bei Nierentuberkulose dagegen meist
in Haufen für sich allein ohne Zellen zusammenliegend.
Züchtung auf Blutserum versuchen.
Färbung: Sind säureresistent, ähnlich wie Tb. und
Leprabazillen. Zur Unterscheidung von Tb. vor allem Tier-
versuch (s. S. 59 sub C), auch folgendes Färbeverfahren:
1. Färben mit Karbolfuchsin 2 Min. unter Kochen. 2. Ab-
spülen mit Wasser, Trocknen. 3. Behandeln mit einer Mischung
von Alkohol absol. 97,0 und HCl 3,0 für 10 Min. 4. Abspülen
in Wasser. 5. Gegenfärben in gesätt. alkohol. Methylenblau-
lösung + Aq. 1^. Tb. bleiben rot gefärbt, Smegmabaz. nicht.
4. Iieprabazlllen.
Kultur bisher nicht sicher möglich. Zu versuchen
durch Bebrüten von Lepraknotenstücken mit Zusatz von etwa
0,8°/oiger NaCilösung.
Färbung wie für Tuberkelbaz. angegeben, doch Säure-
und Alkoholbehandlung kürzer. Die Leprabazillen finden sich
in den leprös erkrankten Geweben viel massenhafter als die
Tb. in tuberkulösen Geweben und sind leichter färbbar als
die Tb. Unterscheidung zwischen beiden nach Baumgarten:
1. Färbung in Fuchsinlösung (5 — 6 Tr. gesätt. alkohol.
Lösung auf ein Uhrschälchen voll Wasser) 6 — 7 Min.
2. Entfärben */* Min. in Alkohol 10 + HNOs 1.
3. Abspülen in Wasser. Für Schnitte statt dessen absoluter
Alkohol, Zedernöl.
Bei dieser kurzdauernden Färbung tingieren sich die
Leprabaz. schon, die Tb. noch nicht. Ausserdem Tierver-
such (s. S. 59 sub. C) zur Unterscheidung; Leprabaz, sind
für Tiere nicht pathogen.
I
- 61 -
5. Botzbazillen.
Züchtung auf Blutserum, Agar und Kartoffeln (hier rot-
brauner Belag) bei Körpertemperatur.
Reinkulturen aus Eiter rotzkranker Tiere oder
Menschen werden am leichtesten mit Hilfe des Tierkörpers
erzielt. Feldmäuse gehen 5 — 8, Meerschweinchen ca. 14 Tage
nach subkutaner oder intraperitonealer Injektion des Eiters
ein; die Rotzknoten in ihren inneren Organen enthalten die
Bazillen in Reinkultur. Die Hodenschwellung und Vereiterung
nach Impfung mit rotzverdächtigem Material in die Bauch-
höhle von männlichen Meerschweinchen (S t r a u s sehe Methode
der Diagnose) nach ca. 2 Tagen verursachen nicht bloss Rotz-
bazillen, sondern auch andere, bei malleusähnlichen Prozessen
vorkommende Bazillen. Daher stets mikroskopische und
kulturelle Untersuchungen vornehmen, ev. Agglutinationsprobe
anstellen (s. Kleine, Zschr. für Hyg. 42, S. 183.). Dia-
gnostikum aus abgetöt. Baz. für Agglutinationsprüfung von Blut-
serum s. Fick'er, Hyg. Rdsch. 1905, S. 649.
Färbung mit Loeff ler scher Methylenblaulösung
(S. 41) oder der S. 64 angegebenen Färbemethode Loefflers
oder nach den Nicolieschen Methoden (S. 43 e u. f.). Nach
Gram nicht darstellbar.
Besondere Färbemethoden:
a) Nach Loeff ler:
et) In Ausstrichpräparaten :
1. Färbung in Loefflerscher Methylenblaulösung (s. S. 41a).
oder in Anilinwassergen tianaviolettlösung j- 0,01°/oiger
KOH Tk 5 Minuten.
2. Schnelles Abspülen in 1 °/0 iger Essigsäure, die durch
Tropaeolin 00 (so der Name des Farbstoffes) in wässe-
riger Lösung etwa rheinweingelb gefärbt ist.
3. Schnelles Abspülen in Aqua dest.
ß) In Schnitten:
1. Einlegen der Schnitte einige Minuten in 0,01 %ige KOH.
2. Färbung wie bei a 1 für 30 Min. und länger.
3. Schnelles Abspülen in Aqua dest, 10,0 -f- 2 Tr. konzen-
trierter schwefliger Säure und 1 Tr. 5 % iger Oxalsäure.
4. Entwässern in Alkohol absol. ; dann Zedernöl usw.
b) Doppelfärbung nach Unna:
1. Antrocknen des Schnittes auf dem Objektträger und
Färben mit Kühnes Karbolmethylenblau (s. S. 42)
10 Min.
— 62 —
2. Abspülen in Wasser.
3. Färben 15 Min. in gesättigter wässeriger Tanninlösung
+ 1 °/o iger wässeriger Säurefuchsinlösung ^ (NB. Säure-
fuchsin ist ein besonderer Farbstoff!)
4. Entwässern in Alkohol. Aufhellen in Bergamottöl. Ba-
zillen und Kerne blau, Gewebe rötlich.
6. Streptobazillen des Ulcus molle.
Züchtung auf Blut- Agargemisch (S. 102, am besten Menschen-
blut) möglich (gelingt nicht stets). Kolonien in toto abhebbar.
Im Kondenswasser lange Ketten. Kulturen sterben in wenigen
Tagen ab.
Färbung in Ausstrichen nach den gewöhnlichen
Methoden, nicht nach Gram, in Schnitten mit vorsich-
tiger Entfärbung. Gut brauchbar sind N i c o 1 1 e s Tannin-
methode (S. 43 e) oder Unnas Methode;
1. Färbung mit polychromer Methylenblau - Lösung (von
Dr. Grübler- Leipzig zu beziehen) 2 Min.
2. Abspülen in Wasser.
3. Schnitt auf Spatel, Abtrocknen mit Fliesspapier.
4. Differenzieren in Glyzerinäther (von Dr. Grübler-
Leipzig) , einige Tropfen auf ein Schälchen Wasser, 1
bis 2 Min.
5. Abspülen in Wasser (sorgfältig!).
6. Abtrocknen auf dem Spatel mit Fliesspapier.
7. Alkohol absol. Bergamottöl. Kanadabalsam.
7. Diphtheriebazillen.
Kulturen bei Temperaturen über 20°, am schnellsten
bei Körperwärme zu erzielen, Bestes Wachstum auf Loeffler-
schem Blutserum (vergl. S. 15), zumal wenn es aus Hammel-
blut hergestellt ist. Geringes Wachstum und Bildung weniger
charakteristischer Bakterienformen auf Nähragar, Glyzerinagar
und den weiter unten angegebenen besonderen Substraten.
Zur Färbung ist vornehmlich die alkalische Methylen-
blauiösung nach Loeffler (S. 41) geeignet. Färbung auch
nach Gram. (Nicht zu stark entfärben !) Unbeweglich.
Diphtheriediagnose.
Entnahme von Untersuchungsmaterial aus dem
Rachen vgl. S. 103. Ausstreichen in franktionierter Aussaat
- 63 -
(S. 23) auf Löefflerschem Blutserum in
Petrischalen (s. S. 15 Abs. 3). (NB.: Vo
Serum sind vor seinem Gebrauch für
Röhrchen durch Besäung mit Db.-Reinkultur<
keit als Nährboden zu prüfen! Bebrüten I
(zur Not Röhrchen in der inneren Y\
des Loefflerserums werden auch folg«
1. Glyzerinagar, Kolonien bleiben kl« ;
weniger leicht auffindbar. Verwechslung der Db. mit mal
Pseudodb.-Arten wegen Ähnlichkeit der Form möglich.
2 Alkälialbuminat-Agar nach Deycke.
Alkalialbuminat zu beziehen von E. Merck- D.
(100 g UM.) oder n. S. 87 darzustellen. Davon u
dest. 1000 gelöst 10 g + 10 g Pepton, 5 g NaCl, 20 g
50 e Glyzerin. Mit konzentr. HCl vorsichtig neutral*
dann alkalisieren durch Zusatz von V/o kdsta11"
Auf diesem Substrat wachsen Db. massig gut.
Pseudodb. sehr ähnlich. Streptokokken gedeihen bei genug
Alkaleszenz des Nährbodens nicht.
3. Serumagar nach Tochtermann.
2 o/0 ige wässerige Agarlösung + 1 °/o Pepton, 0,5 •,
0 3-0 % Traubenzucker wird filtriert, mit Hammelbhits
Sas mcht steril zu sein braucht, a~a oder im Verhält,
Aussaat an Erfolg versprechend B.
präparate von grösseren ^ Part.en
Kondenswasser, bei Platten iums
- 64 -
"Wiederholung der Untersuchung (bis 48 Std. nach Aussaat).
Von der 12. — 16. Std. an werden meist auch die Kolonien
der Db. typisch und leicht erkennbar (halbkugelig, weissgelb,
feucht) ; dann Präparate von verdächtig erscheinenden Kolonien.
Färbung der Polkörnchen nach M. Neisser
(Hyg. Rdsch. 1903 Nr. 14):
1. Färben etwa 1 Sek. (auch länger) mit einer Mischung
von 2 Teilen Lösung a und 1 Teil Lösung b. Lösung a:
Methylenblaupulver (Meth. medicale Höchst) 1,0, Alkohol
absol. 20,0 Aq. dest. 1000,0, Acid. acet. glac. 50,0.
Lösung b: Kristallviolett Höchst 1,0, Alkohol absol. 10,0,
Aq. dest. 300,0.
2. Abspülen mit Wasser und sofort
3. Nachfärben mit Chrysoidin (1 oder besser 2 in 300 Aq.
ferv. gelöst und filtriert) etwa 3 Sek.
4. Abspülen mit Wasser.
Die Färbung ist anzuwenden sowohl für Belagausstriche
wie für 9 — 20 Std. alte bei 35—36° gewachsene Serumkulturen
(am besten auf Loef f lerserum, hergestellt aus Rinderserum).
Db. zeigen dabei an einem Pole oder an beiden, auch wrohl in der
Mitte, blaue Körnchen im braungefärbten Bazillenleibe, während
die den Db. ähnlichen Baz. zur angegebenen Zeit Körnchen-
färbung noch nicht aufweisen. Die Methode ist nicht unbe-
dingt zuverlässig, da bisweilen, allerdings selten, auch Pseudodb.
(Xerosebaz. ähnliche) Körnchen wie die Db. zeigen, ferner
Db. manchmal erst später, ausnahmsweise auch gar nicht die
Körnchenfärbung geben.
Loeffler (D. m. W. 07 Nr. 5) empfiehlt folgende
Färbung: 1. Färben ohne Erwärmen mitwässer. Borax (2,5 °/o)-
Methylenblau (l°/o -Lösung 40,0 + polychromen Methylenblau
Unna (von Grübler-Leipzig) 10,0 + 0,05°/oiger wässer. Brom-
eosin extra A. G. (Höchst)-Lösung 50,0. 2. Entfärben mit
Tropaeolin 00 (gesätt. wäss. Lös.) 5,0 + Acid. acet. 0,5 +
Aq. dest. 100,0. Bazillenleib blassblau, Polkörnchen schwarz-
blau. — Andere Färbemethoden, s. C. B. I. Or. 38 S. 359.
Wenn Zweifel entstehen , ob Db. oder Pseudodb. vor-
liegen, hat man therapeutisch zu handeln, als sei die Diph-
therie sicher festgestellt (also Heilserum injizieren, falls dies
nicht vorsichtshalber sofort geschehen ist), bakteriologisch
aber weiter Reinzüchtung der verdächtigen Baz. vorzu-
nehmen. Sind isolierte Kolonien zum Abimpfen nicht vor-
handen , verteile man das Material von einer Stelle , an der
- 65 —
das mikroskopische Präparat die Baz. zahlreich nachgewiesen
hat, in einem Röhrchen mit steriler Bouillon und lege von
dieser sofort fraktionierte Aussaaten (S. 23) auf Serum an.
Hiervon sobald als möglich isolieren. Oft gelingt auf der
zweiten Kulturserie die Differentialdiagnose zwischen Db.
und Pseudodb. leichter wegen der grösseren Zahl von Kolo-
nien in der Kultur und von Baz. im Präparat. Falls noch
Zweifel bestehen, folgt :
a) Tierversuch. Eine ganz grosse Platinöse 1 — 2tägiger
bei 37° gewachsener Serum reinkultur oder 0,2 — 1,00 ccm
gleich alter Bouillon reinkultur werden einem Meerschw. von
ca. 250 g Gewicht subkutan auf der Brust beigebracht.
(Technik s. S. 109.) Handelt es sich um virulente Db., so
erkrankt das Tier nach 1 Tage mit starkem Infiltrat an der
Impfstelle und stirbt meist nach 2 Tagen. (Organe steril,
Nebennieren blutreich, gross, seröser Pleuraerguss, vor allem
und stets grosses, oft hämorrhagisches Infiltrat an der Impf-
stelle.) Bei Injektion der gleichen Dosis Db. -Kultur gemischt
mit einer reichlichen Menge D. -Heilserum (0,2 ccm 200 faches
Serum und mehr) bleibt das Tier am Leben , die Impfstelle
ganz oder fast ganz frei von Reaktion. Pseudodb., in gleichen
Kulturdosen wie für Db. angegeben injiziert , machen
höchstens minimales Ödem an der Impfstelle (doch auch dies
nur sehr selten!), töten nicht; wenn sie überhaupt Reaktion
erzeugen, tun sie dies auch bei Injektion in Mischung mit D-
Heilserum.
b) ferner zur Differentialdiagnose Reaktionsprobe:
Besäung von sterilisiertem, leicht alkalisch gemachten Fleisch-
wasser (s. S. 8) aus frischem Fleisch zu je 10 ccm in
Röhrchen. Db. bilden Säure (in 24-28 Stunden bei 37°
ca. 0,35—1,0 Vio-Normal-HsSO* [Indikator Phenolphtalein]
entsprechend) * von Hofmann - Loefflers Pseudodb. Alkali (ca.
0,2 bis 0,4 x/io Normal-NaOH entsprechend). Die Bakterien
der Xerosebazillengruppe bilden Säure, einzelne so viel wie
manche DB. - Stämme ; daher ist zwischen diesen die Probe
nicht entscheidend. (Ebenso in Nährbouillon ; wegen der gelben
Substratfarbe genaue Titration hierin schwerer).
Diphtheriebazillengift: Enthalten in der Kultur-
flüssigkeit. Züchtung der Db. bei 37 ° in Kolben mit Bouillon
in flacher Schicht. Herstellung der Bouillon aus altem Fleisch,
ferner Zusatz von gepulverter Kreide ratsam. Nach 1 bis
4 Wochen keimfrei filtrieren (s. S. 7, 4 c), zum Filtrat, das
Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 5
— 66 —
das Gift enthält , x\2 °/0 Karbolsäure zwecks Konservierung
fügen. (Als Normalgift bezeichnet man ein Gift, von dem
0,01 ccm eben genügt, um jedes Meerschw. von 250 g bei
subkut. Injektion in höchstens 5 Tagen zu töten.)
Immunisierung s. S. 112.
Diphterieheilserum von hochimmunisierten Tieren
zu gewinnen. Mit 0,5°/'o Karbolsäure konserviert. Normal-
serum nennt man ein Serum, von dem 0,1 ccm genügt, um
das 10 fache Multiplum der eben noch letalen Dosis Normalgift
(s. oben) bei Einspritzung unter die Haut im Meerschw.-
Körper zu paralysieren. Von 100 fächern Normalserum würde
0,001 ccm genügen etc. Prüfungsmethoden s. bei Ehrlich,
Klin. Jahrbuch, Bd. VI.
8. Inflnenzabazillen.
Kulturen gelingen nur bei Temperaturen über 80°
auf Agar, das mit Blut (bes. gut Taubenblut, aus einem
Gefäss an der Flügelinnenseite leicht steril zu entnehmen)
bestrichen oder noch besser gemischt ist (nur soviel Blutbei-
mischung nötig, dass die Farbe des. Agars eben rötlich ist).
Als Nährboden auch Bouillon mit ^2 — 1 °/0 Blutzusatz brauch-
bar (gefrieren lassen, wieder auftauen, damit sich Hämoglobin
löst). Alle Blutnährböden womöglich vor Besäung erst 24 Stunden
bei 37 ° bebrüten, um Sterilität zu prüfen. — Unbewegliche,
sehr kleine Baz. Infizierbar sind nur Affen.
Zur Isolierung der Ib. wird das Ausgangsmaterial,
Bronchialsputum (das zunächst durch Abspülen in mehreren
Schälchen mit sterilem Wasser nacheinander von anhaftendem
Mundschleim befreit werden kann) oder bei tödlich ver-
laufener Influenzapneumonie Saft aus bronchopneumonischen
Lungenpartien mit 1—2 ccm Bouillon verrieben, bis eine gleich-
massige, leicht getrübte Emulsion entsteht. Durch diese Ver-
teilung wird erstens die Zahl der Ib. soweit verringert, dass
bei der Aussaat auf Nährböden getrennte Kolonien sich ent-
wickeln können, zweitens das im Ausgangsmaterial enthaltene
Hämoglobin so stark verdünnt , dass auf Nährböden ohne
Blutzusatz Wachstum ausbleibt. Platinösen voll der Emulsion
werden nun auf gewöhnlichem oder Glyzerin - Agar und auf
Blut-Agar ausgesät. Nach 24 Stdn. im Brütapparat sieht man
auf dem Blutnährboden ganz feine tautropfenartige Kolonien
der Ib., auf den gewöhnlichen Nährböden nicht. Kolonien in
- 67 -
der Nähe von Staphylococcus aureus-Kolonien können sehr gross
werden. — Den Ib. morphologisch u. biologisch sehr ähnliche
Baz. im Keuchhustens putum und bei bestimmten Binde-
hau terkrankun gen (Koch-Weekssche Baz.)!
Zur Färbung Loefflersche Methylenblaulösung, besser
aber noch eine zehnfach mit Wasser verdünnte Karbolfuchsin-
lösung (s. S. 41 ; mehrere Minuten färben!); ferner die S. 64
angegebene Loefflersche Färbung. Die Gramsche Färbung ist
nicht anwendbar. Schnitte nach Pfeiffers Methode (s. S. 42)
färben.
NB.: Nicht alle heute Influenza genannten
Erkrankungen sind wirklich Influenza!
9. Typhusbmzillen
(einschl. Paratyphusbazillen).
Kultur der Tyb. auf allen gewöhnlichen Substraten
möglich. Wachstum auch bei Zimmertemperatur und auf
leicht sauren Nährböden. Reinkulturen am leichtesten aus
der Milz, der Gallenblase und den Mesenterialdrüsen an Typhus
Gestorbener erhältlich.
Färbung mit allen üblichen Anilinfarben, nicht nach
Gram, Kulturpräparate gut auf dem Deckglas fixieren, da
sich die Bazillen leicht loslösen. Bei Untersuchung von
Schnitten (sehr schonend differenzieren, weil Tyb. sich leicht
entfärben !) aus der menschlichen Milz suche man zunächst
mit schwacher Vergrösserung die Bazillenherde auf, die sich
bei Färbung mit alkalischem Methylenblau als himmelblaue,
bei Färbung mif Karbol- oder Anilinfuchsin als glänzend rote,
bei Thioninfärbung als leuchtend violette Fleckchen zeigen.
(Um grosse Herde zu erzielen, lege man die frische Milz
24 Stdn., zur 'Verhütung oberflächlicher Fäulnis in ein Sublimat
befeuchtetes Tuch gewickelt, in den Brutschrank bei 37°;
dabei vermehren sich die Tyb. reichlich. Dann härte man.)
— Keine Sporenbildung.
Differentialdiagnose von Ty. und Ty. ähnl. Bazillen
(Bact. coli, Paratyphusbaz., Ruhrbaz. usw.).
1. Tyb. sind lebhaft beweglich (ähnlich Ameisenzügen),
besitzen zahlreiche, lange, leicht abreissende peritriche Geissein,
die sich durch Loefflersche Beize mit Zusatz von 1 ccm
l°/0iger NaOH (näheres s. S. 51) gut darstellen lassen.
5*
— 68 -
2. Tyb. bilden in Gelatineplatten rein graue bis gelbliche,
runde, ovale oder wetzsteinförmige tiefe Kolonien und sehr
zarte graue , schleierartige tiefgefurchte oberflächliche
Kolonien. Die Kolonien werden erst nach einigen Tagen
leicht braun. Keine Verflüssigung.
3. Tyb. wachsen auf Kartoffeln als kaum sichtbarer
Rasen. Aussaat der zu vergleichenden Kulturen (Tyb. und
Tyb. ähnliche) auf Stückchen derselben Kartoffel oder an
verschiedenen Stellen der gleichen Kartoffelscheibe.
4. Tyb. wachsen in Milch, bringen sie aber nicht zur
Gerinnung. (Bebrütung bei 37 ° mehrere Tage.)
5. Tyb. produzieren in Lackmusmolke (S. 30) nicht mehr
als 3°/o Vio-Normalsäure. (Molke bleibt fast klar.)
6. Tyb. vermögen Traubenzucker nicht zu vergären.
(Prüfung s. S. 28 ; empfehlenswert Stich in Zuckeragar oder
Besäung von Zuckerbouillon in Gärröhrchen. Optimum 37°).
7. Tyb. bilden kein Indol. (Prüfung s. S. 31).
8. Tyb. geben Proteinochromreaktion (s. S. 31).
9. Tyb. verändern die Farbe von Neutralrotagar
nicht (zu Nähragar mit 0,3—0,5—0,75 °/0 Agar und 0,3 — 0,5 °/0
Traubenzucker 1 °/0 kalt-gesätt. wäss., im Dampf steril. Neu-
tralrotlösung fügen. Besäung im Stich in hochgefülltem Röhrchen
oder durch Verteilen im verflüss. Substrat. Statt Agar kann
man auch 10°/o Gelatine zusetzen, ebenfalls bei r,7° halten.
Bact. coli u. a. färben grün- fluoreszierend, entfärben später
ganz und bilden zum Teil auch Gas).
10. Tyb. lassen dünne Lackmuslösung -f- 1 °/0 Nutrose,
0,5 °/o NaCl, 1 °/0 Milchzucker (bereitet mut. mut. wie das
Lackmusnutroseagar S. 75) bei 37° binnen 24 Std. unverändert
(Unterscheidung von Bact. coli, das Gas bildet, die Lösung
rot färbt und gerinnen macht ) ; enthält dieselbe Lösung statt
Milchzucker 1 °/0 Traubenzucker, so färben Tyb. sie rot und
koagulieren sie in 24 Stdn. bei 37° (Unterscheidung von
Ruhrbaz., die binnen 24 Stdn. meist nur rot färben, erst später
Koagulation bewirken). Malachitgrünlösungen mit ähnlichen
Reaktionen s. Loeffler, D. m. W. 1906, Nr. 8, Orseille-
nährböden s. Buchholz, Ztschr. f. Hyg., Bd. 56, S. 220.
Es gibt Mikrobien , die sich nur durch einzelne der
10 Proben von Tyb. unterscheiden lassen. So unterscheidet
sich Bac. faecalis alcaligenes nur durch Probe 5 und die im
Wesen gleiche Probe 10 (bildet Alkali) sicher, der Ruhrbaz.
nur durch Probe 1 (mangelnde Beweglichkeit), 10 und eine
— 69 —
weitere sub Ruhrbaz. S. 81 unter 7 angegebene Reaktion.
Auch die Paratyb., die dem Ty. klinisch gleichende Er-
krankungen erzeugen und von denen man zwei Typen unter-
scheidet, sind in vielen Eigenschaften ähnlich. (Der seltene
Paratyb. A bildet kreisrunde Oberflächenkol., ohne Furchung
bei 2, der häufigere Paratyb. B ähnliche, aber dicke, weiss-
liche, jung irisierende Kol., färbt Kartoffel braun, hellt Milch
unter Alkalibildung allmählich auf, macht Lackmusmolke nach
8 — 10 Tagen alkalisch; beide bilden Gas und Fluoreszenz
in Probe 9, erzeugen in Lackmus-Traubenzucker-Nutroselösung
Gerinnung.) Wenn auch bisher kein Mikroorganismus bekannt
ist, der in allen 10 Proben dem Tyb. gleicht, so ist doch das
sicherste Mittel zur Diagnose
11. die Serumreaktion und zwar in Form der Bak-
teriolyseimTierkörper(a) oder der Agglutination (b).
a) Bakteriolyse im Tierkörper (sog. Pfeiffersche
Reaktion).
Prinzip: Tyb. werden im Peritonealraum des Meer-
schweinchens, gemischt mit Serum eines hoch gegen Tyb.
immunen Tieres injiziert, schnell „aufgelöst" (zu sicht-
barem Zerfall gebracht), nicht aber bei gleichzeitiger Ein-
spritzung von Serum eines normalen Tieres. Ty. ähnliche
Baz. werden weder durch Ty.- noch durch normales Serum
beeinflusst. (Nur gültig für bestimmte quantitative Ver-
hältnisse von Serum und Kultur und bestimmte Virulenz
der Baz.!)
Ausführung. Erforderlich
a) genaue Kenntnis der Wirksamkeit des Immun-
Serums (Tit er s t eilung). Diese ist zu bestimmen
mit Hilfe virulenter Ty.-kultur, von der etwa ^10 Öse
= 0,2 mg (Art der Dosierung s. S. 111) in 1 ccm
Bouillon* aufgeschwemmt ein Meerschweinchen von ca.
250 g bei intraperitonealer Injektion unter Temperatur-
abfall und starker Vermehrung der Baz. in ca. 24 Stunden
tötet. Man verdünnt das Serum so mit Nährbouillon,
dass 1 ccm der Mischung 0,01 resp. 0,005, 0,001 ccm
oder noch weniger Serum enthält, schwemmt eine Öse
20 stündiger Agarkultur des erwähnten virulenten Ty-
stammes (also die 10 fache tödliche Dosis) in jedem ccm
Serum-Bouillonmischung auf und injiziert jeden ccm in
die Peritonealhöhle je eines Meerschw. (Bauchhaut ein-
schneiden, Muskulatur mit stumpfer Kanüle durchstechen,
—. 70 -
Einspritzen.) In verschiedenen Zeitabständen (30, 60,
120 Minuten) nimmt man Proben aus dem Peritonealin-
halt (Einstossen von Kapitallarröhrchen [durch Ausziehen
von Glasröhren hergestellt] durch die Bauchmuskulatur am
Orte des Hautschnittes ; in die Kapillare steigt etwas
Peritoneal-Inhalt auf) und untersucht im hängenden Tropfen
(Entleeren des Kapillarinhaltes auf ein Deckgläschen durch
Erwärmen der Kapillare in der Hand unter Verschluss
der oberen Öffnung mit einem Finger). Wenn nach
spätestens 2 Stunden die Baz. verschwunden , resp. in
Auflösung begriffen sind, höchstens noch vereinzelte, un-
bewegliche aufgefunden werden, so ist erwiesen, dass die
dem Tiere gegebene Serumdose vor der Baz. -Wirkung
schützt. Das Tier überlebt dann ohne starken Tempera-
turabfall. Die kleinste Serum dose, die noch diesen Effekt
hat, ist der Titer des Serums. Für die Reaktion ver-
wendbares Serum soll womöglich einen Titer von 0,001
oder noch darunter (z. B. 0,0001) haben. (Gewinnung
von Immunserum s. S. 112.
,ß) Serum eines normalen Tieres der gleichen Spezies, der
das das Immunserum liefernde Tier angehört. (Hat ähn-
lichen schützenden Effekt wie Immunserum erfahrungs-
gemäss meist erst in Mengen von Zehntelkubikzentimetern.)
*y) eine ca. 20 stündige bei 37° gewachsene Agarkultur der
zu prüfenden Bakterienart.
8) zwei Meerschweinchen von ca. 250 g Gewicht, 2 Spritzen,
Pipetten, sterile leere und Bouillonröhrchen.
Meerschw. A erhält intraperitoneal injiziert : Auf-
schwemmung von 1 Öse = 2 mg von der Agarkultur
der zu prüfenden Bakterienart in 1 ccm Bouillon-Immun-
serummischung, die das zehnfache der dem Titer des
Serums entsprechenden Serummenge enthält (event. auch
ein anderes Vielfaches, aber nie über 0,02 ccm ! Näheres
s. unter Möglichkeit 3!). Meerschw. B erhält dieselbe
Dosis Kultur in einer Mischung von 0,95 ccm Bouillon
und 0,05 ccm des normalen Serums.
Nach 30, 60 nnd 120 Minuten Untersuchung des Peri-
tonealinhaltes der Tiere (Entnahme mit Kapillare) ; weitere
Beobachtung der Tiere. Es können eintreten:
Möglichkeit 1. Bei Meerschw. A verschwinden
die Baz. schnell, das Tier überlebt. Bei Meerschw. B
verschwinden die Baz. nicht, vermehren sich vielmehr,
//
- 71 -
das Tier stirbt unter Temperatursturz. Folgerung:
Die Kultur ist eine echte Tyb.-kultur, denn das Ty.,
Immunseram hat sie beeinflusst, das in grösserer Menge
angewandte normale Serum nicht.
Möglichkeit 2. Bei Meerschw. A und B ver-
schwinden die Baz., die Tiere überleben. Folgerung:
Die Kultur ist zu wenig virulent, um die Probe anzu-
stellen. (NB. Steigerung der Kulturdosis über 1 Öse
ist nicht zulässig !) Ev. Versuch zur Virulenzsteigerung
mit Durchzüchtung durch den Meerschw. -körper, Z. B. :
1 Tier 2 Ösen intraperitoneal, stirbt. Agarkultur aus
dem Bauchhöhleninhalt angelegt, 2. Tier von dieser Kultur
1 Öse intraperitoneal, stirbt. Agarkultur wie vor, davon
3. Tier !/4 Öse, stirbt. Nun Anstellung der Reaktion
mit 1 Öse Kultur-]- Serum, wie oben beschrieben. —
Möglichkeit 2 kommt übrigens der Regel nach bei
echten Ty.-kulturen nur in Betracht, wenn diese schon
längere Zeit fortgezüchtet sind. Frisch aus dem Körper
isolierte Tyb. sind fast immer gut virulent.
Möglichkeit 8. Die Baz. verschwinden weder bei
Meerschw. A noch B. Beide Tiere sterben. Folgerung:
Die Kultur ist keine Tyb.-kultur. Tyb.-kulturen von solcher
Virulenz, dass selbst die im Versuch angewandte zehn-
fache Titermenge des Serums gegen die Infektion mit
einer Öse Kultur Meerschw. nicht schützen kann, kommen
nicht vor. Gäbe es solche, so würde, wie leicht verständ-
lich ist, die Folgerung nicht gerechtfertigt sein. Die gleiche
Überlegung ergibt aber , dass man bei Verwendung
weniger hochwertigen Serums , als oben angegeben , die
Folgerung nicht ohne weiteres ziehen darf. Angenommen,
man habe ein Serum von Titer 0,01 ccm, und verwende
davon 0,02 ccm (mehr ist nicht zulässig, weil sonst ev.
die Wirkungskraft des normalen Serums mit ins Spiel
kommen kann !), so gewährt die Serumdosis Schutz gegen
die 20 fache tödliche Kulturdosis (Titer gegen die zehn-
fache, die doppelte Titermenge also gegen die 20 fache).
Hat die zu prüfende Kultur eine Dosis letalis minima
von a/5o Öse imd injiziert man dem Tier mit der Serum-
dosis 1 Öse Kultirr, so ist es klar, dass die Serummenge
zum Schutze gegen diese Kulturmenge (das 50 fache
Multiplum der Dosis letalis minima) nicht ausreicht.
Die Baz.-auflösung ist keine vollständige und die Kultur
- 72 —
kann dennoch Ty. sein. Daher: Entweder nur hoch-
wertiges Sei um verwenden, oder, wenn nur gering-
wertiges zur Verfügung: Prüfung der Virulenzhöhe der
zu untersuchenden Kultur, indem man einer Anzahl
von Meerschw. Dosen von 1,l^0 — 1jioo Öse herab intra-
peritoneal injiziert. Dann Injektion eines solchen Mul-
tiplums der Kultur , dass die zulässige Serummenge
(0,02 ccm), wenn die Kultur Ty. ist, sicher zum
Schutze ausreichen muss, mit dieser Serummenge gemischt
usw. wie oben. Tritt dann Möglichkeit 3 ein, Folgerung
wie oben zulässig,
b) Agglutination (Gruber-Durham-R. Pfeiffer).
Prinzip: Ty.-immunserum macht noch in sehr grosser
Verdünnung Tyb. unbeweglich und ballt sie zu Häufchen
zusammen, normales Serum nur in viel stärkerer Konzen-
tration. Auf Ty. ähnl. Baz. wirkt Ty.-immunserum höchstens
etwas stärker als normales ein.
Ausführung. Erforderlich
ot) Immunserum von bekannter Wirksamkeit. Zu deren Fest-
stellung fertigt man wie bei S. 69a) o.) Aufschwemmungen
von virulenten Tyb. in 0,8°/oiger ganz klarer (2 mal durch
gehärtete Filter geschickter) NaCl-Lösung mit verschieden
grossen Zusätzen des Immunserums in kleinen Reagenz-
gläschen (0,5—0,8 cm Weite, 6 — 8 cm Länge, die nach
unten hin konisch zugespitzt sein können) an und be-
obachtet erstens, bei welchem Serumzusatz in hängen-
den, bei 37 ° bewahrten Tropfen nach spätestens 2 Stunden
Unbeweglichwerden und Zusammenballen der Tyb. eintritt;
die geringste dazu nötige Menge ist der Titer des Serums
für den Tropfenversuch; zweitens, bei welchem Serum
zusatz im Röhrcheninhalt nach höchstens 2 Stunden eine
für die Beobachtung mit blossem Auge oder der Lupe in
dem von der Zimmerdecke reflektierten Tageslicht deut-
liche Flockenbildung statthat ; die geringste nötige Menge
ist der Titer für den Röhrchenversuch. Das Serum soll
mindestens in einer Verdünnung von 1 : 1000 im Röhrchen-
versuch wirksam sein. Noch höher wertiges Serum wird
von manchen Autoren für nicht empfehlenswert betrachtet,
weil es auch auf Ty.-ähnl. Baz. bis zu einem gewissen
Grade einwirken soll. Indessen sind Irrtümer ausge-
schlossen, wenn man berücksichtigt, um wie viel weniger
solch Serum Ty.-ähnl. Baz, als echte Tybaz. agglutiniert.
/
- 73 —
ßj Normales Serum von einem Tier derselben Spezies, der
das Immunserum liefernde Tier angehört. Prüfung des
Titers des Xormalserums entsprechend wie bei ct. Das
Normalserum soll weit weniger wirksam sein als das Im-
munserum i's. B. 1 : 20 Normal:, 1 ; 1 000 Immunserumtiter).
Y Eine ca 20 stündige bei 37° gewachsene Agarkultur der
zu prüfenden Bakterienart.
Man stellt sich verschiedene Verdünnungen des Immun-
serums mit 0.*o/0igerNaCl-Lösung her, z B. 1:200, 1:300,
1 : 500, 1 : 1000. Doch soll in der am meisten Serum ent-
haltenden Mischung das Immunserum wenigstens zehn-
fach so stark verdünnt sein, als der Titer des normalen
Serums steht (z. B. Titer des normalen Serums 1
stärkste Immunserumkonzentration 1 : 200). Von jeder
Verdünnung füllt man 1 ccm in ein enges Röhrchen
(s. unter tt), bezeichnet die Röhrchen genau und schwemmt
in jedem eine kleine Öse «2 mg) der zu prüfenden Kultur auf
unter sehr sorgrältiger Verreibung des Baz.-materials an
der Berührungsstelle von Flüssigkeit und Glaswand bei
schräger Haltung des Röhrchens. Auch kann von jedem
Röhrchen ein hängender Tropfen hergestellt und wie das
Robrchen im Brutschrank bei 37° aufbewahrt werden. —
Ferner prüft man zur Kontrolle die gleiche Menge der-
selben Kultur ebenso in 1 ccm einer Mischung von
Bouillon mit soviel normalen Serums, dass das Serum
darin in seiner halben Titermenge enthalten ist (also
bei Titer 1 : 20 im Verhältnis 1 : 40). Beobachtung
2 Std. lang alle 10 — 20 Minuten.
E- können eintreten:
Möglichkeit 1. Im Immunserum ballen sich in
allen oder nur in den am meisten Serum enthaltenden
Proben die Bazillen, in normalem Serum nicht. Dann
ist die Kultur eine Ty.-kultur. (Diese Folgerung ist
aber unzulässig, wenn die Differenz zwischen dem Titer
für Tyb. und der den geprüften Baz. -stamm agglutinieren-
den Serumverdünnung sehr gross ist, z. B. Titer 1 : 5000,
Agglut des geprüften Baz -Stammes nur bei 1 : 50, nicht
mehr 1 : 100. Dann ev. noch Pfeifferschen Versuch
machen, s. S. 69a).
Möglichkeit 2 In beiden Seris ballen sich die
Bazillen. (Sehr selten, nicht bei frisch aus dem Köiper
gezüchteten Kulturen vorkommend). Dann kann die
— 74 -
Kultur ein Tyb. von geringer Virulenz sein. (Wahr-
scheinlich, wenn selbst geringste Dosen Immunserum,
d. h. viel kleinere als Titermengen, ballend wirken.)
Prüfung der Virulenz und ev. Wiederholung der Reaktion
nach Steigerung der Virulenz (s. S. 71, Abs. 2).
Möglichkeit 3. In keinem der beiden Sera ballen
sich die Bazillen. Dann ist im allgemeinen anzunehmen,
dass keine Ty.-kultur vorliegt. Doch kommt es vor,
dass frisch aus dem Körper gezüchtete Tyb. erst nach
mehrfacher Umzüchtung auf künstlichen Nährböden von
Ty.-serum agglutiniert werden; also ev. wiederholen!
Gewinnung des Immunserums s.S. 112. Serum
von Ty. -Rekonvaleszenten ist zur DifTerentialdiagnose
nicht verwertbar, da es für diesen Zweck meist zu
schwach wirksam ist, ausserdem manchmal auch Ty.-ähnl,
Baz. agglutiniert! s. S. 79c).
Bakteriologische Diagnose einer Typhuserkrankung
beim Menschen.
Die sicherste Methode ist der Nachweis von Tyb. in
den Geweben oder in den Entleerungen; die Agglutinations-
wirkung des Blutserums erscheint erst allmählich im Verlauf
der Erkrankung, bisweilen spät oder gar nicht. Am besten
bedient man sich, wenn die Möglichkeit vorliegt, der Unter-
suchung zu 2 (s. unten), aber auch 1, 3 und 4 sind gut, in
letzter Linie kommt 5; 2 u. 4 lassen sich an einer Blut-
probe ausführen (vgl. 2 am Schlüsse). — Aus dem Körper
gezüchtete Tyb -artige Keime prüfe man stets mittelst aller
Kriterien (S. 67 ff. 1 — 10 u. IIb oder auch a), da Ty. -artige
Erkrankungen vorkommen, die nicht durch Tyb., sondern
durch ähnliche Mikrobien hervorgerufen werden.
1. Untersuchung von Roseolen. Reinigen der
Hautstelle durch massiges Reiben mit Wattebausch, Alkohol
und Äther. Leichter Einschnitt in die Roseole mit Skalpell
und mit dessen Spitze sofort, noch ehe Blut austritt, etwas
Gewebssaft abschaben, der in Bouillon ausgesät wird. Auf
die Wunde ein paar Tropfen Bouillon bringen, um die bak-
terizide Kraft des austretenden Blutes zu verringern, das so
verdünnte Blut in Bouillon aussäen. Identifizierung etwa
wachsender Baz. gemäss S. 67 ff. Stets mehrere und nur
frische Roseolen untersuchen. Methode hat in etwa 3/*
aller Fälle Erfolg.
- 75 —
2. Untersuchung von Blut auf Tyb. Entnahme
von 10 — 20 ccm Blut aus der Vena mediana mittelst Spritze
(s. S. 102 Abs. 2). Aussaat zu je 10 Tr. in je 20 ccm Bouillon
oder mit ca. 45° warmem Agar (3 zu 1 Blut) gemischt in
Platten (Ty.- u. Paraty.-Kol. erscheinen schwarzgrün). Etwa
in 90 °/o der Fälle erfolgreich, schon in der ersten Krankheits-
woche. Aussaat in Agar ist vorzuziehen , weil dabei die
Zahl der Keime feststellbar ist und bei Verunreinigungen
isolierte Kolonien zur Reinzüchtung vorhanden sind. An-
reicherung durch Zusatz von Blut (bis zu 2,5 ccm) zu 5 ccm
sterilisierter Rindergalle und Züchtung 12 — 24 Stdn. bei 37°.
Dann Aussaat auf Platten (s. unter 3.). Die Gallenmischung,
in der das Blut ungeronnen bleibt, empfiehlt sich auch für
Versendung des Untersuch. -Materials. — Auch das bei der
Blutentnahme für die Widalprobe (S. 77 Nr. 4) sich ergebende
Blutgerinnsel kann zum Nachweis der Tyb. benutzt werden;
Aussaat nicht zu kleiner Mengen auf Platten (s. unter 3.), ev.
zuvor Anreicherung im Gallenröhrchen (s. oben).
3. Untersuchung der Fäees auf Tyb.
Tyb. meist erst von 2. Krankheitswoche an reichlich vor-
handen. Statt der geübte Untersucher erfordernden Aussaat
auf gewöhnliche, neutrale oder nicht ganz neutralisierte Nähr-
gelatine werden folgende Verfahren bevorzugt:
a) Lackmusnutroseagai nach v. Drigalski u.
Conradi (Zschr. f. Hyg. Bd. 39): 1,5 kg gehacktes Pferde-
fleisch 24 Stdn. mit 2 Liter Wasser ohne Erwärmen aus-
ziehen. Das abgepresste Fleischwasser 1 Std. kochen, filtr.,
versetzen mit 20,0 Pepton sicc. Witte, 20,0 Nutrose, 10,0 NaCl,
1 Std. kochen, filtr., dann 60,0 — 70,0 feinsten Stangenagar
zusetzen, 3 Stdn. im Dampf ström oder 1 Std. im Autoklaven
kochen , schwach alkalisieren gegen Lackmusspapier , filtr.,
*/2 Stdn. kochen. Zu diesem, etwas abgekühlten Agar wird
zugesetzt 40 - 50 ° warme Lackmus-Milchzuckerlösung (Lack-
muslösung von O. Kahlbaum, Berlin S. O., 260,0 ccm 10 Min.,
gekocht, dazu ehem. reiner Milchzucker 30,0, Kochen 15 Min.,
nicht länger); gut umschütteln, etwa verschwundene schwach
alkal. Reaktion wieder herstellen. Der Mischung zusetzen
4,5 ccm heisser steriler Lösung von 10% wasserfreier Soda
in Wasser, ferner 20 ccm frisch bereiteter Lösung von 0,1 g
Kristallviolett B der Höchster Farbwerke in 100 ccm warmer
steriler Aq. dest. Von der Mischung teils grosse Schalen
(Doppelschalen von ca, 15 ccm Durchmesser, mindestens 2 mm
— 76 -
Agarschichtdicke !) vorrätig halten, teils 200 ccm Kölbchen
(nicht grössere, weil deren Verflüss. zu langes Erhitzen fordert).
Aussaat fraktioniert auf Oberfläche, Verteilen mit rechtwinklig
gebogenem Glasstab. Dünnen Stuhl direkt und nach Ver-
dünnung mit 10 — 20facher Menge steriler 0,85°/oiger NaCl-
Lösung auf mehreren Platten nacheinander verreiben, von
festen Stühlen dünne Verreibung mit der genannten NaCl-
Lösung aussäen. Besäte Platten mindestens l/2 Stunde staub-
geschützt offen stehen lassen, dann mit Deckel nach unten
bei 37° bebrüten. Nach 14 — 24 Std. untersuchen. Ty.-kol.
1 — 3 mm gross, blau, glasig, nicht doppelt konturiert, tau-
tropfenähnlich, ebenso Paraty.-kol.; Kolikol. 2 — 6 mm, leuchtend
rot, nicht durchsichtig. Weitere Prüfung abgeimpfter Kol.
nach den Differenzierungsmethoden 1 — 11 (S. 67 ff. u. zw.
zunächst auf Gärvermögen — S. 68 sub 6), am schnellsten Iden-
tifizierung durch Agglutination im hängenden Tropfen (IIb
S. 72).
b) FuchsinnährbodennachEndo (C. B I. Or. 35
S. 109): 1 Liter 3% Nähragar (s. S. 11), neutralisiert und
mit 10 ccm 10% Sodalös. alkalisiert, versetzen mit 10 g
chemisch reinen Milchzuckers, u. 5 ccm gesätt. alkohol. fil-
trierter Fuchsinlös., dann mit 25 ccm frisch bereit. 10°/oiger
Natriumsulfitlösung. Autbewahrung des heiss rosa gefärbten,
kalt ganz oder fast farblosen Nährbodens im Dunkeln. Be-
säung in Schalen wie bei a) Ty. u. Paraty.-Kol. farblos, Kolikol.
intensiv rot gefärbt. (Nicht vor 20—22 Stdn. abimpfen!).
c) Koffeinnährböden nach Roth, Ficker und
Hofmann (Arch. f. Hyg 49, S 199, 229): 100 ccm Rind-
fleischwasser mit 6°/o Pepton Witte u. 0,5 °/o NaCl versetzen
mit 38,64 °/o der zur Neutralisierung bis zur Phenolphtalein-
rotfärbung nötigen Menge Normal-NaOH (Prüfung und Be-
rechnung analog wie S. 12 unter 3), dann 10 Min. im Dampf
sterilisieren. Dazu steril fügen 105 ccm l,2°/0iger Koffein-
lösung und 1,4 ccm 0, l°oiger Kristallviölettlösung (beides
für sich kalt in steriler Aq dest. und sterilem Gefäss gelöst).
In die Mischung dünnen Stuhl (0,8 — 0,9 ccm) unmittelbar
einsäen. Dickflüss. und fester Stuhl mit 1 — 2 Teilen l,2%iger
Koffeinlösung in steriler Schale verreiben und durch sterile
Watte filtrieren; Aussaat von 0,8 — 0,9 ccm des Filtrats.
Nach 13 stund Bebrüten bei 37 ° Aussaat auf Lackmusnutrose-
agar (s. S. 75a).
— . 77 -
d) Loefflers G rün gelatine : (D. m. W. 1906
Nr. 8). Nährgelatine aus Bouillon (2 kg Rindfleisch zu 5 1
Leitungswasser) mit 15°/o Gelatine, 1 °/0 Pepton Witte, 0,5 °/o
NaCl, neutral, für Lackmus, erhält auf je 100 ccm Zusatz
von 2 ccm 4°/oiger Phosphorsäurelösung u. 3,5 ccm 0,2°/oiger
wässer. Malachitgrün -Kristalle -Chlorzinkdoppelsalz Höchst-
Lösung. Je 1 Tr. des Untersuch.-Materials wird zu 2 Röhrchen
mit etwa 20 ccm dieser Gelatine zugesetzt, das eine Röhrchen
zur Platte ausgegossen, das zweite als Vorkultur bei 37 ° be-
brütet. Aus ihm wird nach 12, 18 u. 24 Stdn. je 1 Tr. in
Röhrchen mit 20 ccm Grüngelatine übertragen und von diesen
wiederum, je nach der Dauer der Bebrütung, drei, zwei oder
ein Tr. in neue Röhrchen mit 20 ccm Grüngelatine. Der
Inhalt der besäten Röhrchen wird in Schalen ausgegossen,
die bei 25° bebrütet werden. Ty.-kol. nach 24 Stdn. steck-
nadelkopfgross, wasserhell, stark glänzend, hellgrau, gekörnt,
meist Fortsätze zeigend; nach 36 — 48 Stdn. erheblich grösser,
graugelblich, mit zahlreichen Fortsätzen. Diese Fortsätze
(Ausläufer) an den Kolonien sind besonders bezeichnend.
Bact. coli gedeiht auf dem Nährboden nicht. — Loefflers
Grünagar (ebda); 3°/oiges neutral. Nähragar -f- 5 ccm
Normal-NaOH pro Liter + (am Schluss der Steril.) 100 ccm
10°/oiger Nutroselös. pro Liter erhält Zusatz von 1,3 ccm
0,2 °/o iger wässer. Malachitgrünkristalle-Chlorzinkdoppelsalz
Höchst-Lösung. Ausgiessen in Platten, Besäen durch Aus-
streichen von Stuhl. Ev. Vorkultur des Stuhls 6 — 12 Stdn.
bei 37° in Bouillon (neutral f. Lackmus mit Na2C03) -f-
5 ccm Normal NaOH, 10 ccm l°/0iger Nutroselösung und
30 ccm 2°/oiger Malachitgrün 120 Höchst-Lösung pro Liter.
Ty -Kol. auf dem Agar durchsichtig, gezackter Rand, Koli-
wachstum gehemmt, Paraty.-Kol. üppig, grauweiss, schleimig,
Nährboden umher entfärbt.
4. Die Widalsehe Serumreaktion. Prinzip: Das
Blutserum Ty.-Kranker besitzt der Regel nach schon nach
den ersten 8 Krankheitstagen agglutinierende Kraft gegen
über Tyb. (s. oben Hb S. 72). Blutserum nicht Ty.-Kranker
gibt Agglutination nur in starker Konzentration (s. aber
S. 79a!) Blutgewinnung s. S. 102 u, 112. (NB. Die
einzelnen Ty.-Stämme können sehr verschieden stark aggluti-
nabel sein, also erst geeigneten mit Immunserum ausprobieren !)
Ausführung der Agglutinationsprobe (vgl.
auch die Dienstanweis. f. die zur Ty. -Bekämpfung eingericht.
- 78 -
Untersuch.-Ämter-, Veröff. der K. G. A. 1903 Nr. 36, Be-
sond. Beilage. — Allgemeine Angaben s. auch S. 102):
Mit steriler 0,8°/oiger NaCl- Lösung wird das in einer
1 ccm-Pipette mit ^loo-Teilung abgemessene Serum auf das
50 fache verdünnt. Ergibt diese Verdünnung weniger als 2 ccm,
so wird die Probe auf Agglutination auf dem Deckglase mit
ihr angesetzt, andernfalls mit je 0,5 — 1 ccm im Reagenzglase
(s. S. 72 bot Form und Grösse der Röhrchen).
Mikroskopische Agglutinationsprobe: In je
einem auf ein Deckglas gebrachten Tropfen der Verdünnung
1 : 50, sowie einer aus dieser bereiteten Verdünnung von
1 : 100 wird von einer Ty.-Kultur auf Agar von nicht über
48 Stdn. Alter, in je zwei ferneren Tröpfchen von je einer
Paratyb.- Kultur (Typus A u. B) eine Nadelspitze Bazillen-
material soweit verrieben, dass man mit blossem Auge eben
eine Trübung sieht; die Platinnadel wird dann abgebrannt,
der Tropfen gleichmässig verrieben und als hängender Tropfen
weiter untersucht.
Makroskopische Agglutinationsprobe: Aus
einem Teil der Serumverdünnung 1 : 50 wird durch Zusatz
einer gleichen Menge 0,8°/oiger NaCllösung eine Verdünnung
1 : 100 hergestellt. Beide Verdünnungen werden sowohl
gegen Tyb. wie gegen Paratyb. (Typus A und B auf Agglu-
tination sfähigkeit im Reagenzglas geprüft. Auf je 1 ccm
Serumverdünnung wird 1 Normalöse (2 mg — s. S. 111)
der Kultur an der Wand des Röhrchens sorgfältig verrieben.
Die Röhrchen bleiben 3 Stdn. bei 37° oder vom Abend
bis zum nächsten Morgen bei Zimmerwärme stehen.
Prüfung der Reaktion: Die Agglutination ist auch
bei den im Röhrchen angesetzten Proben stets durch das
Mikroskop zu kontrollieren, ganz besonders, wenn dem Serum
Blutkörperchen beigemengt waren. Die auf dem Deckglas
allein angesetzte Probe 1:50 hat nur orientierenden Wert.
Sind in jedem Gesichtsfeld reichlich Häufchen, auch nur aus
6 — 7 Baz. bestehend, bei einem ursprünglich nur isolierte
Baz. enthaltenden Präparat zu finden, selbst neben noch ver-
einzelt liegenden Baz., so ist die Reaktion als positiv zu
bezeichnen. Ist nur die Röhrchenprobe 1 : 50, nicht aber die
1:100 positiv, so ist der Fall verdächtig; es ist dann nach
einigen Tagen die Untersuchung mit neu entnommenem Blut-
serum zu wiederholen. Ist nur die Probe mit dem Paratyb.
positiv, so ist ein Fall von Paratyphus zu vermuten, bewiesen
- 79 -
aber erst bei Züchtung der Paratyb. aus dem Körper. —
Empfehlenswert ist es, von vornherein noch weitere
Verdünnungen herzustellen und genau die Wirkungs-
grenze des Serums gegen Tyb. und Paratyb. festzu-
stellen.
Die Wi da Ische Serumreaktion hat zahlreiche Fehler-
quellen, insbesondere folgende :
a) Das Blutserum von Menschen, die vor Monaten oder selbst
Jahren an Ty. gelitten haben , zurzeit aber andersartig
erkrankt sind , kann Tyb. agglutinieren. Auch Serum
Ikterischer soll oft erhöhte Agglutinationskraft zeigen.
b) Das Agglutinationsvermögen des Blutserums entwickelt
sich bei Ty.-Kranken (zumal bei leicht Kranken) nicht
zu bestimmter Zeit der Krankheit, manchmal anscheinend
selbst gar nicht. Bei negativem Ausfall der Agglutination
und bestehendem klinischen Verdacht auf Ty. - Inf ektion
empfiehlt sich Wiederholung der Probe in Abständen von
einigen Tagen.
c) Bei Ty.-Infektion kann das Blutserum auch gegen Paratyb.
an Agglutinationskraft wachsen und umgekehrt bei Paraty.-
Inf ektion gegen Tyb. Es ist in Zweifelsfällen ratsam,
stärkere Verdünnungen des Serums als 1 : 100, also 1 : 200,
1 : 500 usw. , auf ihre Agglutinationswirkung gegen Tyb.
und Paratyb. zu prüfen; der die Infektion veranlassende
Baz. wird in der Regel um das Vielfache stärker agglu-
tiniert , als der andere , auf den das Serum nur infolge
einer sog. „Gruppenreaktion" (Familienzusammengehörig-
keit ähnlicher Baz. -Arten) in gewissem Masse agglutinierend
wirkt. (Auswahl geeigneter Ty. - Kultur für Versuch
s. S. 77 Abs. 2.)
Als Unterstützung für die klinische Diagnose behält
die Widalsche Reaktion trotzdem bei richtiger Beurteilung
grossen Wert. Therapeutisch und sanitätspolizeilich sind
Ty. und Paraty. -Infektionen gleichmässig zu behandeln.
Man beschränke sich nie auf die Angabe, dass ,,die
Widalsche Reaktion positiv war", sondern gebe die Art
der Prüfung (Röhrchen- oder Dcckglasversuch), die Höhe
der wirksamen Serumverdünnung , die Zeit, innerhalb
deren die Agglutin. auftrat und die Stärke der Reaktion
(völlige Agglutin. usw.) an.
Ty.- und Paraty. - baz. - Zubereitungen zur Anstellung der
Widalschen Reaktion, frei von lebenden Keimen, sind
- 80 -
von E. Merck - Darmstadt zu beziehen (Fickersches
Ty-diagnosticum, B. Kl. W. 1903 Nr. 45); für
den Röhrchenversuch brauchbar, bequem für die Praxis.
Oder : eintägige Bouillonkultur der Tyb. -j- 1 °/0 40 °/o igen
Formalins 2 Tage bei 37° gehalten, vom Bodensatz ab-
gegossen, im Eisschrank bewahrt. Haltbar, allmählich
aber immer leichter agglutinierbar!
5. Im Urin finden sich Tyb. in etwa */4 aller Fälle,
doch in der Regel erst von der 3. Krankheitswoche ab.
Untersuchung am besten nach S. 75 — 77 a, b, d.
Nach Überstehen eines Ty. kann Bazillenausschei-
dung mit Stuhl und Urin noch Monate und Jahre anhalten.
Also bei zweifelhaften Krankheitsfällen nach Anamnese
forschen !
Isolierung von Tyb. aus Wasser.
Am einfachsten: Aussaat des Wassers wie bei Wasser-
untersuchung im allgemeinen (vergl. S. 105), aber in den S. 75 ff.
gen. Substraten (cv. Ausstreichen des Bodensatzes vom zentrifug.
Wasser auf der Oberfläche). Auch Vorkultur (s. S. 75 ff.)
versuchen. Anlage einer grösseren Zahl von Platten. Ab-
impfung der verdächtigen Kolonien, Prüfung dieser auf Gär-
vermögen und bei negativem Ausfall weiter gemäss S. 67 ff.
Die zahlreich angegebenen besonderen Untersuchungsverfahren
(vgl. z. B. Litteratur bei Müller, Zschr. f. Hyg. 51, S. 1)
sind noch nicht hinreichend bewährt.
10. Rnhrbazillen.
Die Mehrzahl der Autoren unterscheidet zwei Typen:
A. Shiga-Krusescher Typus.
Im Wachstum den Typhusbaz. ausserordentlich ähnlich,
der Form nach plumper, ausserdem unbeweglich. Züchtung
aus Fäces ( Schleim flöckchen) auf Lackmusnutroseagar (s. S. 75 a
ohne Kristallviolettzusatz bereitet. Einfacher Lackmusmilch-
zuckeragar ebenso gut brauchbar. Wachstum wie Typhusbaz.).
Blutserum Ruhrkranker zeigt nach dem 5. Tage gewöhnlich
Agglutinationswirkung auf Ruhrbaz. ; Agglutination bei Serum-
verdünnung 1 : 50 für Ruhr beweisend.
Wichtigste Merkmale:
1. Unbeweglichkeit, Fehlen von Geissein (Unterscheidung von
Typhusbaz.).
2. Keine Vergärung von Traubenzucker (Prüfung s. S. 68
sub 6).
- 81 -
3. Keine Indolbildung (Prüfung s. S. 31).
4. Keine Koagulation in Milch.
5. Säurebildung in Lackmusmolke wie Tyb. (s. S. 68 sub 5).
6. Wachstum aufLackmusnutroseagar wie Tyb. (s. S. 75 sub.b);
Nährboden am besten ohne Kristallviolettzusatz bereitet !
7. Wachstum in Lackmusnutroseagar mit Mannit (wie S. 75
sub b hergestellt, doch statt Milchzucker gleiche Mengen
Mannit) oder in Lackmusmannitagar (Nähragar mit Zusatz
von 10°/o Lackmuslösung und 2°/o Mannit): Ruhrbaz.
lassen in der Stich- und Strichkultur die oberen Schichten
unverändert, die tieferen können sie entfärben ; Typhus-
baz., Paratyphusbaz., Bact. coli und die meisten sonstigen,
den Ruhrbaz. ähnl. Mikrobien (auch Typus B — s.
unten) färben den Nährboden rot und bilden teilweise Gas.
8. Agglutination durch Serum mit Ruhrbaz. vom gleichen
Typus immunisierter Tiere (Methodik der Immunisierung
s. S. 112, Prüfung wie bei Typhusbaz. S. 72. Immuni-
sierung von Tieren schwer, am geeignetsten Hammel,
Ziegen und besonders Esel und Pferde).
9. Ferner Unterscheidung von Typhusbaz. gemäss S. 68
Nr. 10 (Unsicher, weil nur Zeitdifferenz!).
B. Flexner scher Typus.
Verhalten wie bei Typus A, rötet aber Lackmus-Mannit-
Agar (s. oben 7) in 24 — 48 Stdn. Ausserdem Agglutination
nur durch spezifisches Serum, nicht durch das gegen Typus A
wirksame (s. oben 8), wenn auch eine gewisse Artverwandt-
schaft in Gestalt von Mitagglutination zum Ausdruck kommt
(vgl. „Gruppenreaktion" S. 79 unter c, — wie dort ange-
geben Wirkungsgrenze des Serums feststellen) !
Agglutination mit Serum Kranker auch nicht bei 1 : 100
und mehr immer für Infektion beweisend, da normales Serum,
manchmal so hoch agglutiniert. Immunisierung von Tieren,
auch Kaninchen, gelingt leicht.
Neben diesen beiden Typen kommen atypische, in ein-
zelnen Eigenschaften abweichende Stämme — Pseudodysen-
teriebazillen — vor, von denen sich durch Agglutination in
Immunseris, die mit ihrer Hilfe gewonnen sind, seltener im
Kränkenserum, mehrere Abarten unterscheiden lassen. Eine
Art ist durch langsame Milchkoagulation gekennzeichnet
(vgl. u. a. Kruse, D. m. W. 07 Nr. 8/9).
Abel, Taschenbuch, 12. Aufl. 6
-sa-
li. Bacillus (auch Bacterium) coli.
Die typischen Vertreter dieser Bakterien g r u p p e sind
etwas beweglich, besitzen 4 — 12 seitliche Geissein, bilden auf
Gelatine oberflächl. kräftige häutchenart. Beläge und tiefe
runde bräunl. Kolonien, ohne zu verflüssigen, auf Kartoffeln
starke graugelbliche Rasen, vergären Traubenzucker stark,
bilden Indol, kein Proteinochrom, koagulieren Milch, produ-
zieren in Lackmusmolke stark und dauernd Säure. Es kommen
Varietäten vor, denen eine oder mehrere dieser Eigenschaften
mangeln ; doch verflüssigt keine Abart Gelatine. Unterscheidung
von Typhusbaz. s. S. 67 ff., vom Ruhrbaz. s. S. 80. Nach
Gram nicht färbbar. Für Meerschw. bei intraperitonealer
Injektion pathogen (Peritonitis, Septikämie), bisweilen auch
für diese Tiere und für Mäuse bei subkutaner Impfung
(Eiterung, Septikämie). Agglutination durch spezif. Immun-
serum analog S. 72, doch wirkt ein Immunserum nicht allen
Stämmen gegenüber, sondern nur auf den immunisierenden
und ev. einige andere.
12. Choleravibrioneil.
Kulturen auf den gewöhnlichen Nährsubstraten er-
hältlich. Etwas alkalische Reaktion ist vorteilhaft. Eigen-
artiges Wachstum auf Gelatine (helle ,,Glasbröckchen"-Kolo-
nien auf der Platte, klare ,, luftblasenartige" Verflüssigung an
der Oberfläche in der Stichkultur; doch kommen auch aty-
pische , dunkel gelblich gefärbte Kolonien mit gefasertem
Rand allein oder zwischen typischen Kolonien vor). Auf
Agar bläuliche durchscheinende Kolonien. Reichliches Wachs-
tum in Peptonwasser (s. S. 14), auf Kartoffeln nur, wenn
sie mit Sodaläsung (l°/oig) oder Salzwasser (s. S. 17 Abs. 6)
gekocht sind. Eine endständige Geissei. Bewegung schliessend,
„mückenschwarmartig". Keine Sporen. Kulturen geben Nitroso-
indolreaktion (s. S. 31), keine Phosphoreszenz (s. S. 32).
Färbung am schönsten mit Fuchsinlösungen ; bei An-
wendung der Gram sehen Methode tritt Entfärbung ein.
Differentialdiagnose von Cholera- und ähn-
lichen Vibrionen ist oft schon mit Hilfe der Gelatine-
plattenkultur und bei Berücksichtigung von Nitrosoindolreaktion
und Phosphoreszenz möglich, ganz sicher aber meist nur
unter Benutzung der Serumreaktion in Form des Pfeiffer-
schen Versuchs oder der Agglutination — s. S. 86 ff.
- 83 -
Die bakteriol. Diagnose einer Ch.-Erkrankung
beim Mensehen. (Vgl. Anweis, des Bundesrats zur Be-
kämpfung der Cholera, Berlin, Rieh. Schoetz 1905, 0,60 M.
Anl. 7 u. Deckblätter dazu von 1907, auch Gaffky,
Klin. Jahrb. Bd. 16, S. 323).
Zur Untersuchung dient eine Stuhlprobe oder der Inhalt
einer Darmschlinge aus dem mittleren oder unteren Teile des
Ileum. Ausbreiten des Materials in einer grossen Glasdoppel-
schale. Heraussuchen von „Schleimflöckchen" zur Unter-
suchung. Bei festen Stühlen Erweichen mit sterilem Wasser
zur Auffindung der Flöckchen.
I. Untersuchungsmethoden.
1. Mikroskopische Untersuchung
a) von Ausstrichpräparaten (wenn möglich von Schleimflocken).
Färbung mit verdünnter Karbolfuchsinlösung (1:9 Aq.)
b) im hängenden Tropfen, anzulegen mit Peptonlösung (s. S. 14),
sofort und nach */2 Std. Verweilen bei 37° frisch und
gefärbt zu untersuchen.
2. Gelatineplatten. Menge der Aussaat der Öse (wo-
möglich von einer Schleimflocke), Verdünnungen zu je 3 Ösen.
2 Serien zu je 3 Platten anlegen. Nach 18 Std. Verweilen bei
22 ° mit schwacher Vergrösserung untersuchen, Klatsch-, ev.
Ausstrichpräparate und Reinkulturen herstellen.
Die Gelatine soll aus Fleischwasser mit 1 °/0 Pepton,
J/2 °/o Kochsalz, 10 °/o Gelatine bestehen und nach Neutrali-
sierung auf Lackmus (s. S. 9 Nr. 3) Zusatz von 3 °/o einer
10 °/0 igen Lösung kristallisierter Soda erhalten haben. (Alkali-
albuminatgelatine s. S. 87).
3. Agarplatten. Ausstreichen einer Öse Materials
auf der Oberfläche von 3 Agarplatten nacheinander; oder
Verteilen einer Öse Materials in 5 cem Peptonwasser und
hiervon 1 Öse auf 1 Platte ausstreichen. Nach 12 — 18-
stündiger Bebrütung bei 37 ° untersuchen wie zu 2.
Das Agar soll aus Fleischwasser -f- 1 °/0 Pepton, */2 °/o
NaCl, 3°/o Agar bestehen und wie die Gelatine alkalisiert
sein. Die Platten müssen vor der Beimpfung J/2 Std. bei
37 ° im Brutschrank mit der Fläche nach unten offen ge-
halten werden.
4. Anreicherung mit Peptonwasser (s. S. 14).
a) in 6 (im Brutschrank bei 37 ° vorgewärmte) Röhrchen von
je 10 cem Inhalt je 1 Öse Material aussäen. Nach 6,
6*
— 84 -
12 u. 24 Std. Verweilen bei 37° mikroskopisch Proben
von der Oberfläche untersuchen — Röhrchen nicht
schütteln! Von dem Röhrchen, das dabei am meisten ver-
dächtig ist , Ch. vibr. zu enthalten , werden weiterhin
3 Peptonwasserröhrchen mit je 1 Öse beimpft und je eine
Serie Gelatine- und Agarplatten angelegt,
b) in ein (wie a) vorgewärmtes) Kölbchen mit 50 ccm Pepton-
wasser ca. 1 ccm Kot aussäen, bebrüten und untersuchen
wie zu a.
5. Anlegen von Reinkulturen. Am besten von
den Agarplatten aus : Gelatinestich-, Agars trichkulturen,
6. Prüfung der Reinkulturen.
a) durch Feststellung der Agglutinationsfähigkeit s. S. 86.
b) durch den Pfeifferschen Versuch s. S. 86.
IL Gang der Untersuchung.
1 . In ersten Fällen (d. h. wenn noch kein Ch.-fall
am Orte festgestellt ist) sind sämtliche Methoden anzuwenden
und zwar in folg. Reihenfolge : a) Impfung von 6 Pepton-
wasserröhrchen , b) Herstellung der mikroskop. Präparate,
c) Anfertigung von je 2 Serien Gel.- und Agarplatten,
d) Untersuchung der mikroskop. Präp. , e) Herstellung von
Reinkulturen, f) Prüfung dieser gemäss I 6a und b.
2. In folgenden Fällen (d. h. nachdem bereits
das Vorhandensein von Ch. am Orte festgestellt ist) wird
wie bei II 1 verfahren, jedoch sind nur 3 Röhrchen Pepton-
wasser und je eine Serie Gel. und Agarplatten anzulegen,
auch statt Agarplatten ev. Röhrchen mit schräg erstarrtem
Agar zu beimpfen. Ev. Gel. -Platten ganz fortlassen, da Agar
schneller zum Ziel führt. Bei f) genügt I 6a im hängenden
Tropfen.
3. Bei Ansteckungsverdächtigen („Evaku-
ier t e n " ) und bei Genesenen: Die mikroskop. Unter-
suchung fällt fort, falls die Ausleerungen nicht choleraartig
sind. Statt der Peptonröhrchen 1 Peptonkölbchen (s. I. 4 b).
Von diesem nach 6 — 12 Std. Bebrütung, Anlegen je 1
Serie Gel. u. Agarplatten. Prüfung der verdächt. Kol. nach I 6 a.
4. Wasser Untersuchung. Mindestens 1 Liter des
Wassers wird mit 1 0 °/o konzentrierter Peptonwasserlösung
(s. S. 14) versetzt und gründlich durchgeschüttelt, dann zu
je ca, 100 ccm in Kölbchen verteilt und nach 8- und 18-stünd.
— 85 —
Bebrüten bei 37° in der Weise untersucht, dass Tröpfchen
von der Oberfläche zu häng. Tropfen und gefärbten Präp.
verarbeitet werden und dass von dem Kolben, an dessen
Oberfläche sich mikroskopisch die meisten Vibr. finden, Pep-
tonwasserröhrchen besät, Gel.- u. Agarplatten angelegt und
wie bei III weiter untersucht werden. Prüfung der Rein-
kulturen nach I 6a und b.
III. Beurteilung des Befundes.
Zu III. Die Diagnose Cholera ist sicher erst, wenn
sämtliche Methoden ein positives Ergebnis haben ; wichtig
sind namentlich I 6a und b. Ergibt die mikroskop. Unter-
suchung Vibrionen in der charakter. Anordnung (Lagerung
in Zügen wie schwimmende Fische im geiärbten Präparat)
fast in Reinkultur und die Gelatineplatte Kol. von typischem
Aussehen, so kann die vorläufige Diagnose Ch. gestellt werden,
die endgültige Diagnose aber erst auf Grund des Ergebnisses
der ganzen Untersuchung. Gibt die Agglutination verdächtiger
Kolonien im hängenden Tropfen („orientierende Agglu-
tinationsprobe") nicht absolut einwandfreie Resultate, so ist
die quantitative Bestimmung der Agglut. vorzunehmen, sobald
Reinkultur gewonnan ist (vgl. S. 86).
Zu II 2. Cb. kann diagnostiziert werden bei positivem
Ausfall der mikroskop. Untersuch., charakteristischem Wachs-
tum in den Gelatine- und Agarplatten und positivem Ausfall
der Agglutination im hängenden Tropfen.
Zu II 3. Bei Ansteckungsverdächtigen ist Ch. auszu-
schliessen, wenn bei 2, durch 1 Tag voneinander getrennten
Fäcesuntersucb. keine Ch.-vibr. gefunden werden. Ebenso
bei Krankheitsverdächtigen ; doch hat bei schwerem Ver-
dacht eine djitte Untersuchung stattzufinden. Genesene sind
als nicht mehr ansteckungsfähig anzusehen, wenn die Untersuch,
an 3 durch je 1 Tag getrennten Tagen negativ ausfällt.
Zu II 4. Wasservibrionen sind als Ch. vibr. anzusehen,
wenn die Agglutinierbarkeit eine entsprech. Höhe hat (s.
S. 86) und der Pfeiffersche Versuch positiv ausgefallen ist.
IV. Feststellung abgelaufener Cholerafälle.
Abgelaufene Ch.-verdächtige Fälle lassen sieb feststellen
durch Untersuchung des Blutserums. Entnahme von Blut
mittelst Schröpfkopfes (s. S. 102), wobei mindestens l cem
Serum zu gewinnen ist. Verdünnung mit 0,8/o°iger Koch-
- 86 -
Salzlösung bezw. Bouillon, Prüfung auf Agglutination mit
frischer Ch.-kultur und Pfeifferscher Versuch. (S. auch S. 87
Abs. 4.) Letzterer auch nach Aufhören der Agglutination
oft noch positiv !
AgglutinatiOIlSVerSUeh. Geeignetes Serum vom Inst,
f. Infekt. -Krankheiten zu Berlin erhältlich). — Allgemeine
Technik s. auch bei Typhusbaz. S. 72.
a) Im hängenden Tropfen bei schwacher Ver-
grösserung. Das spezif. Serum muss mit 0,8°/oiger
NaCl- Lösung gemischt in 2 verschiedenen Konzentrationen
(d. h. unterste Wirksamkeitsgrenze gegenüber Test-Kultur
und 5faches Multiplum) sofort, spätestens aber nach
20 Min. bei 37° deutliche Häufchenbildung der Vibr.
geben. Zur Kontrolle ein Präparat mit 10 mal so starker
Konzentration von normalem Serum derselben Tierart,
von der das spezif. Serum stammt; in diesem Präparat
darf Agglutination nicht eintreten. — Unter 15 Stdn. alte
Agarkulturen können mit der NaCl-Lösung Pseudoagglutin.
geben infolge schwerer Verreibbarkeit, einzelne Stämme
neigen auch noch später dazu. Dann Pfeifferscher Ver-
such entscheidend ! —
a) Quantitative Bestimmung der Agglutinierbar-
k e i t. Verdünnungen des spezif. Serums mit ganz klarer
(zweimal durch gehärtete Filter geschickter) 0,8°/oiger
NaCl-Lösung 1 : 50, 1 : 100, 1 : 500, 1 : 10U0, 1 : 200". In
je 1 ccm dieser Verdünnungen im Röhrchen (wie S. 72 b so bleiben (wenn nicht auch sehr resistente Sporen
anderer Bakterien vorhanden sind) nur die Tetanussporen
lebendig ; durch anaerobes Plattenverfahren kann man isolierte
Kolonien und Reinkulturen der Baz. erhalten. Züchtung aus.
— 89 -
Erde etc. : Mäuse oder Meerschw. subkutan infizieren, aus
dem Eiter an der Impfstelle der unter Tetanuserscheinungen
in einigen Tagen gestorbenen Tiere Kulturen wie vorbeschrieben
anlegen. Wachstum auch bei Zimmerwärme, Gel. verflüssigend;
bei Verfahren S. 25 Nr. 1 nicht stets Wachstum.
Färbung mit den üblichen Anilinfarben, auch nach
Gram. Sporen (Köpfchenformen) färbbar nach S. 49.
15. Bacillus pyocyaneus.
Auf allen üblichen Substraten züchtbar. Typische Stämme
bilden tiefgrünen, in Chloroform löslichen, allmählich braun
werdenden Farbstoff (Pyocyanin) , der den ähnlichen fluores-
zierenden Bazillen fehlt. Pathogen für Kaninchen, Meer-
schweinchen und Mäuse. Nach Gram nicht färbbar.
16. Pyogene Staphylo- und Strepto-
kokken.
Kulturen auf den gewöhnlichen Substraten zu erzielen.
Bestes Wachstum bei Körperwärme. Staph. aureus und
albus verflüssigen Gelatine , Streptok. und Tetragenus nicht.
Alle 4 nach Gram färbbar. Streptok. -Ketten am schönsten
in flüssigen Substraten (auch Agarkondenswasser).
Blutuntersuehung bei Septikämie und Pyämie:
Blutentnahme aus der Vena mediana mit der Spritze (s. S 101).
Sofort Aussaat in 6 Röhrchen verflüss. Agar von etwa 42°
in jedes 2 — 3 ccm Blut. Ausgiessen zu Platten, die umge-
kehrt stehend 1 — 4 Tage bei 37 ° bebrütet werden. Es zeigen
Streptoc. pyogenes seu erysipelatis kleine
helle Kol. mit hellem Hof (Hämolyse).
Streptoc. mitis seu viridans (seltener Befund) ;
sehr kleine, griyiliche Koll., keine oder nur geringe Aufhellung
umher. Trübt Traubenzuckeragar. In der Regel nicht tierpathogen.
Streptoc. mucosus sehr zarte grüne, deutlich schlei-
mige Kol. (seltener Befund, mehrfach bei Pneumonie ge-
funden). Hoch tierpathogen.
Staph. pyogenes üppige Kol. mit hellem Hof.
Gonokokken kleine schwärzl. Kol.
Pneumokokken desgleichen.
17. Pneumokokken.
Reinkulturen am leichtesten zu gewinnen durch
subkutane oder intraperitoneale Impfung von Mäusen oder
- 90 -
Kaninchen mit pneumonischem Sputum und Aussat von Blut
der an sog. „Sputumseptikämie" nach ca. 48 Stdn. gestor-
benen Tiere auf Agar oder Serum. Auch aus Mundspeichel
vieler gesunder Menschen auf die gleiche Weise züchtbar.
Wachstum am besten bei 37° (als feine Tautröpfchen), nicht
unter 20°. Kulturen alle 6 — 8 Tage umzüchten, weil sie
oft schnell absterben. In Blut (s. S. 23 Abs. 2) erhalten sich
die Pneumok. jedoch monatelang lebend.
Die (A. Frank eischen) Pneumokokken, auch mit den
gewöhnlichen Methoden tingierbar, färben sich nach Gram,
die (Friedländer sehen) Pneumobazillen nicht. Letztere
wachsen bei gewöhnlicher Temperatur im Gelatinestich in
nageiförmiger Kultur, auf Agar als schleimige glasig-weisse
Auflagerung. Sie sind grösser als die Pneumokokken, haben
Bazillenform, erzeugen bei Mäusen subkutan verimpft eben-
falls Septikämie. Kapselfärbung bei beiden in Präparaten
aus dem Körper möglich. (Methoden S. 48.)
Pneumok. unterscheiden sich von manchen pyogenen
Streptok. nur durch ihre Kerzenflammenform, ihre Neigung
zur Bildung von Diplok. mit Kapseln im Tierkörper, die
Bildung von sehr kurzen Ketten in flüssigen Nährböden.
S. auch S. 89 unter 16.
18. Meningokokken.
Wachstum nur bei mehr als 2-S ° gut. Zur Züchtung
(Gehirneiter, Cerebrospinalflüss., Nasenrachenschleim s. S. 103)
am besten Ascitesagar (auch Serumagar, Blutagar, s. S. 16 u. 102,
sowie LöefTIerserum, s. S. 15, oder auch Plazentaagar: Fleisch-
wasser aus Plazenta 1 + 2 Aq., 1 °/0 Traubenzucker, 0,5 °/0
NaCl, je 2 0/0 Nutrose und Pepton Chapoteaut + 3 °/o Agar,
davon 3 Teile gemischt mit 1 Teil Rinderserum. (Kutscher,
C. B. Or. 45 S. 286). In Bouillon Trübung und Häutchen.
Erste Generation zart, spätere üppiger. Kulturen feucht
(Gummikappe) und bei 37 ° bewahren, weil sonst Lebens-
fähigkeit oft schnell erlischt. Anfangs täglich, später alle
5 — 7 Tage umzüchten. Färbung besonders gut nach dem
Verfahren S. 93 Nr. 2. Nach Gram nicht darstellbar.
Form ähnlich den Gonokokken; meist wie diese als Diplo-
kokken, in Zellen eingeschlossen. Für Tiere (Mäuse und
Mcerschw.) schwach pathogen (toxisch) vom Peritoneum aus. —
Blutserum Erkrankter agglutiniert in der Regel (über 1 ; 50
- 91 —
beweisend). Zur Diagnose von Kulturen Agglutination mit
dem Serum immunisierter Tiere.
Der in Nase und Rachen vorkommende Mikrok.
katarrhalis ist dem Meningok. in der Form ähnlich, eben-
falls nach Gram nicht darstellbar, wächst aber auf gewöhn-
lichem Agar gut, auch auf Gelatine (ohne Verflüssigung) und
ist vor allem, wie andere ähnliche Kokken, durch den
Agglutinationsversuch zu unterscheiden.
Ferner Unterscheidung durch Lackmuszuckernährboden
(v. Lingelsheim, Klin Jahrb. XV, S. 410, Rothe, C.
B. Or. 46 S. 645): 10°/oige Zuckerlösungen in Lackmus-
lösung v. O. Kahlbaum, Berlin SO, 2 Min. gekocht, auf je
10 ccm nach Abkühlen 0,5 ccm Normalsodalösung. Davon
1,5 ccm zu 13,5 ccm Mischung von 3 Teilen 3°/oigen Nähr-
agars und 1 Teil Ascitesflüss. In Schale durch Strich be-
impfen. Meningok. röten nur bei Dextrose oder Maltose,
Gonok. nur bei Dextrose, andere Kokken auch bei dieser
nicht oder auch bei Laevulose.
18. Gonokokken.
Kulturen gelingen nicht auf den gewöhnlichen Nähr-
böden, wenigstens nicht in erster Generation, bisweilen aber
glückt Fortzüchtung wenig anspruchsvoller G. -Stämme in
späteren Generationen. Man benutzt folgende Substrate, auf
denen die G. als feine tautropfenähnliche Kolonien bei 36 °
(zweckmässig die Temperatur nicht höher nehmen!) wachsen:
• 1. Erstarrtes Menschenblutserum nach Bumm.
Nach Unterbindung der Nabelschnur bei der Geburt wie
gewöhnlich mit doppelter Ligatur und Durchtrennung da-
zwischen wircj das placentare Ende desinfiziert und oberhalb
der Unterbindung durchschnitten. Bei jeder Wehe und bei
Druck auf den Uterus entleert sich Blut, das in sterilem
Gefässe aufgefangen und wie Tierblut (s. S. 14) weiter ver-
arbeitet wird. Auch kann man die schon geborene Plazenta
manuell exprimieren. Fraktionierte Aussaat des G.-haltigen
Eiters. Kulturen nicht üppig.
2. Menschenblutserum-Agarmischung nach
Wertheim. Ein auf ca. 40° erwärmtes Röhrchen mit
etwa 1 ccm flüssigen Menschenblutserums (Gewinnung wie
bei 1.) wird mit dem G.-haltigen Material besät; davon
Verdünnungen in zwei gleich warmen ferneren Röhrchen.
— 92 —
Zum Inhalt eines jeden 2 ccm verflüssigten, auf etwas über
40° abgekühlten Nähragars; schnell in Schälchen giessen und
bebrüten. Oder Ausstrich auf der Oberfläche des erstarrten
Nährbodens. Kolonien grösser als bei 1.
3. Ascitesagar nach Kiefer. Neutrales Fleisch-
wasseragar (mit 3,5 °/0 Agar, 5 °/o Pepton, 2 °/o Glyzerin,
0,5 % NaCl) wird verflüssigt, dann auf 50° abgekühlt und
mit ebenso warmer Ascitesflüssigkeit i^ gemischt in Schälchen
gegossen oder in Röhrchen schräg erstarrt. Besäung in
fraktionierter Aussaat. Ist die Ascitesflüssigkeit sehr alkalisch,
so mischt man sie mit nicht neutralisierter oder angesäuerter
Agarlösung, so dass die Mischung leicht alkalisch ist.
4. Blutbestrichenes Agar nach Abel. Man säe
aus auf Nähragar, dass man mit etwas Blut aus einer des-
infizierten und gut vom Desinfiziens mit sterilem Wasser und
steriler Watte wieder befreiten Hautstelle des Kranken oder
einer anderen Person bestrichen hat. Erste Generation geht
nicht immer an ; wegen der einfachen Herstellung zur Fort-
züchtung empfehlenswert.
5. Nutrose-Nährboden nach Wassermann.
Mische im Kolben 15 ccm Schweineblutserum, 30—40 ( — 50)
ccm Wasser, 2-3 ccm Glyzerin, 0,8 g Nutrose, koche unter
beständigem Schütteln 15 Min. Wiederhole Kochung (Schüt-
teln !) am folgenden Tage 15 Min. Die Flüssigkeit wird
vorrätig gehalten, zum Gebrauch auf 50 — 60° erwärmt, mit
2 °/o igem Peptonagar von gleicher Temp. ^1 gemischt in
Schälchen gegossen und fraktioniert besät. Besonders für
Fortzüchtung empfehlenswert.
Zur Prüfung, ob die gewachsenen Kol. wirklich aus
G. bestehen, mache man
et) Präparate mit gewöhnlicher und Gram scher Färbung.
(G. entfärben sich bei Gram im Gegensatz zu den
meisten anderen Kokken — s. aber 18 S. 89 !)
ß) Abimpfungen auf gewöhnliches Agar. Handelt es sich um
G., so bleibt hier das Wachstum aus (wenigstens bei
frisch isolierten Stämmen, s. ersten Satz dieses Kapitels).
y) Verimpfungen auf Tiere (Mäuse, Kaninchen. G. nur in
massiven Dosen toxisch wirkend).
S) Unterscheidung von Meningo Kokken s. diese S. 91.
Färbung der Gonokokken in Eiter- etc. Präparaten
(Diplokokken-Semmelformen, Lagerung sehr vielfach in Eiter-
- 93 -
zellen !) mit den gewöhnlichen Anilinfarben oder für Kontrast-
färbung zu den Gewebselementen nach folgenden Methoden:
1. Mit den S. 43 sub II u. S. 44 sub III angegebenen
Lösungen. G. und Zellkerne blau, übriges Gewebe rot.
2. Nach Loeffler (D. m. W.
1. Fixieren der Ausstriche in Alkohol absol. + Äther H.
2. Färben m. d. Lösung 1. S. 64 Abs. 4 unter Erwärmen.
3. Abspülen in Wasser.
4. Entfärben mit Alkohol absol. 177 — 1 iger wässer.
Bromeosiri B extra Höchst-Lösung 20 -j- Acid. acet 3.
5. Abspülen in Wasser. G. dunkelblau, Kerne blassblau,
Zellen blassrosa.
3. Nach Giemsa (s. S.
4. Nach A. Neisser;
1. Färbung in gesätt. alkohol. Eosinlösung unter Erwärmen
einige Minuten.
2. Absaugen des Eosins mit Fliesspapier und sofort
3. Aufbringen von gesätt. alkohol. Methvlenblauiösung
(V* Min.!).
4. Abspülen in Wasser.
Gonokokken und Zellkerne blau. Zellleiber rot.
5. Nach Pappenheim: Färbung für 1 Min. mit einer
Lösung von ca. 2 Federmesserspitzen Methylgrün und:.
Federmesserspitze Pyronin (Grübler-Leipzig) in 5 ccm Aq.
dest. (Lösung soll blauviolett sein, beste Mischung aus-
probieren !), Abspülen in Wasser. G. rot, Kerne blau.
G. arme Sekrete (alte Gonorrhöen) auf Ob-
jektträger ausstreichen (S 36), färben nach Gram (G. nehmen
Gegenfarbe an — cave jedes Abspülen in Wasser dabei bis
nach der Entfärbung mit Alkohol). Wiederholt untersuchen !
20. Aktinonivee*.
Kulturen auf den üblichen Nährböden, bes. Glyzerin-
agar zu erzielen. Viele Kulturen anlegen, auch anaerob, da
manche Stämme (Arten?) nur bei Luftabscbluss angehen.
Wachstum in erster Generation meist langsam, in späteren
üppig. Trockene, fest am Nährboden haftende, in diesen sich
„einfressende" Kolonien, später kalkweiss oder gelb pulverig
bestreut aussehend. Wachstum auch in Gelatine bei Zimmer-
temperatur, dieses und Serum (stets ?) verflüssigend. (In Kulturen
- 94 -
keine Keulen!) Die Drusen im Eiter kann man zwecks leich-
terer Aussaat im sterilen Achatmörser zunächst verreiben.
Färbung nach den gewöhnlichen einfachen Methoden
möglich, aber in den Schnitten die Pilze nicht sehr gut dar-
stellend; besser sind Kontrastfärbungen:
a) nach Gram (s. S. 44). Schnitte 24 Stunden färben.
Nach Loeffler lege man die Präparate vorher einige
Minuten in 0,01 °/o ige Kalilauge. Dann 15 Minuten in
die Jodlösung. Nachfärben mit Eosin und Vesuvin,
b) nach Weigert (s. S, 46),
c) nach Weigert mit Orseille. 1. Färbung in dunkel-
roter Lösung von Orseille in 20,0 Alkohol absol., 5,0 Acid.
acetic, 40,0 Aq. destill. 1 Std. bis 24 Stdn. 2. Abspülen
in Wasser. 3. Färbung in wässeriger l°/0iger Gentiana-
violettlösung. 4. Aufhellen in Zedernöl usw. — Zellkerne
blauviolett, Gewebe orange, die Aktinomycesdrusen innen
verwaschen blau, aussen rubinrot, dazwischen oft eine
farblose Zone. — NB. Die Orseille soll zur Befreiung
von NH3 vor dem Gebrauch einige Zeit an der Luft liegen.
d) nach Israel. 1. Färben der Schnitte mehrere Stunden
in einer konzentrierten Lösung von Orcein in Wasser,
das mit Essigsäure angesäuert ist. 2. Abspülen in Wasser.
Dann auf den Spatel nehmen, Wasser mit Fliesspapier
abtupfen und 3. für einige Sekunden in Alkohol, absol.
4. Schnell auf den Objektträger, Abtrocknen durch Auf-
drücken von Fliesspapier. Lufttrocken werden lassen.
5. Einlegen. Will man nur die Pilze, nicht auch das
Gewebe gefärbt haben, so kann man den Alkohol länger
einwirken lassen. Färbungsresultat ähnlich wie bei c.
e) nach Boström. 1. Färbung in Anilin wassergentiana-
violett. 2. Übertragung ohne Abspülen in Pikrokarmin
(n. Weigert s. S. 48). 3. Auswaschen in Wasser.
4. Entfärben in Alkohol absol., bis die Schnitte rotgelb
sind. 5. Aufhellen in Zedernöl usw. — Drusenzentrum
blassblau, Keulen rot, Gewebe gelbrot.
21. Hefen und Soor.
Kultur auf schwach sauren zuckerhaltigen Nährböden ;
bes. gut sterilisierte Bierwürze oder Backpflaumenabkochung
oder Traubenmost -f- Agar oder Leitungswasser-Gelatine, ohne
weiteren Zusatz. Isolierung im Plattenverfahren (S. 19 ff.)
oder durch Anlage von Ein-Zell- Kulturen : Starke Verdünnung
- 95 -
in Gelatine, Anlage eiues hängenden Tropfens, Untersuchung
mit schwacher Vergrösserung, Bezeichnung der Stellen, wo
isolierte Zellen liegen, durch Tintenpunkt auf der Deckglas-
oberseite, Abimpfuug von den an diesen Stellen erwachsenen
Kolonien.
P'ärbungen mit den gewöhnlichen Anilinfarben.
Färbungder Sporen mit Karbolfuchsin unter Kochen,
dann Abspülen in 4 °/o iger Schwefelsäure und Gegenfärbung
der Zellsubstanz mit Methylenblaulösung.
Färbung der Kerne nach Möller: 1 . Einlegen der
Präparate mindestens 2 Stunden in 3 — 4°/oige Lösung von
schwefelsaurem Eisenoxyd-Ammoniak. 2. Abspülen in Wasser.
3. Färbung */2 Stunde in gesätt. Lösung von Hämatoxylin
in Brunnenwasser. 4. Auswaschen in Wasser. 5. Differen-
zieren in der Lösung 1 für 1J2 bis 2 Min. bei beständiger
Kontrolle unter dem Mikroskop. 6. Abspülen in Wasser.
Lufttrocken werden lassen. Kanadabalsam.
Darstellung von Hefen im Körpergewebe
nach O. Busse: 1. Färben mit Hämateinlösung 15 Min.,
2. Spülen in Wasser 5 Min., 3. Färben mit Karbolfuchsin
Ziehl (S. 41) 1:20 Aq. 1J2—24: Std., 4. Differenzieren in
60°/oigem Alkohol.; absol. Alkohol, Zedernöl usw. Gewebs-
kerne blau, Hefen (nicht alle !) leuchtend hellrot.
22. Schimmelpilze and andere Pilze.
Zur Kultur der Schimmelpilze benutzt man die
üblichen Bakteriennährböden, besonders saure, Brotbrei (S. 17)
und die unter Nr. 21 S. 94 für Hefenzüchtung genannten
Substrate. Von den gewöhnlichsten Schimmelpilzen wachsen
die Penizillien meist nur bei Zimmertemperatur , einige
Aspergillus- *und Mucoarten bei Körpertemperatur; z. T. sind
diese für Kaninchen bei intravenöser Injektion pathogen.
Zur mikroskopischeu Untersuchung bringt man womög-
lich zunächst den Pilz mit dem ihn tragenden Substrat unter
das Mikroskop bei schwacher Vergrösserung, dann Teile des
Pilzes zwischen Deckglas und Objektträger ohne Wasserzu-
satz. Will man in Luft gewachsene Pilze in Flüss. unter-
suchen, so nimmt man nicht Wasser, das sie schlecht benetzt,
sondern befeuchtet sie mit folgender Mischung : Alkohol u.
Liq. Ammon caust. ^l 25,0, Glyzerin 15.0, Aq. dest. 35,0
(ev. Gelatine 1,0, — diese zuerst im Wasser unter Erwärmen
lösen). Zur Konservierung Deckglas mit Lackrand umziehen.
- 96 -
Auch in die S. 115 angegebenen Glyzeringelatine kann man
die Präparate einlegen.
Zur Färbung der Schimmelpilze benutzt man basische
Anilinfarben, zur Färbung in Schnitten z. B. die Loeff ler sehe
Methylenblaulösung (s. S. 41).
Nachweis von Arsen durch Schimmelpilze: Ver-
mische die zu untersuchende Substanz in einem Kolben reich-
lich mit Granbrodkrumen, wenn nötig nach vorheriger Neu-
tralisierung. Sterilisiere im Dampf, besäe mit Penicillium
brevicaule. Schliesse Kolben fest mit 2 Gummikappen
über Wattebausch. Wenn nach 24 — 48 Stunden Bebrütung
bei 37° das Penicillium kräftig gewachsen ist, zeigt Knob-
lauchgeruch des Kolbeninhalts Vorhandensein von As an.
(s. Abel- Buttenberg, Zschr. f. Hyg. Bd. 32).
Die Hautparasiten (Favus-, Trichophytiepilze
usw.) lassen sich auf Gelatine und Agar kultivieren und wie
Bakterien färben. Zur Isolierung zweckmässig Verreibung der
Borken, Haare etc. mit ausgeglühter, erkalteter Infusorienerde
im sterilen Mörser, Anlage von Platten, Abimpfung von Kol.,
die, wie das Mikroskop zeigt, nachweislich aus einer Spore
erwachsen sind. Ev. Einlegen des Untersuchungsmateriales
vor der Aussaat in 50°/oigen oder stärkeren, bis absoluten
Alkohol für 1 — 24 Stdn. Dabei sterben die Bakterien sämt-
lich oder grossenteils ab, während die Pilze meist überleben.
— Sehr einfach und erfolgreich ist die Züchtung in situ
nach Plaut: Man legt einige erkrankte Haare oder Haut-
schüppchen auf einen sterilisierten Objektträger, drückt einen
zweiten sterilen Objektträger fest darauf, nimmt beide ausein-
ander und bedeckt nun das Material mit einem sterilen Deck-
gläschen, das man an den Ecken mit Wachströpfchen befestigt.
Jeden Wasserzusatz vermeiden! Einlegen in eine feuchte
Kammer (so feucht, dass eine auf den Objektträger geklebte
Etikette sich nach 24 Stdn. leicht verschieben lässt). Die
Pilze wachsen gut. Nach einigen Tagen vom Rande der
Pilzwucherung Abimpfung auf Gel.- oder Agarplatten usw.
23. Amoeben.
Kulturen mancher Arten (Wasser-, Erd-, auch Darm-
bewohner) möglich. Zu versuchen in folgenden Substraten:
1. Heu- oder Strohnährboden. 20 — 40 g Heu
oder Stroh werden mit 1 Liter Aq. communis 1J2 Std. ge-
kocht. Das Filtrat mit Natriumkarbonat leicht alkalisch
— 97 -■
machen, aufkochen, filtrieren. — Durch Zusatz von 1 1j2 °/o
Agar vor der Neutral, in festen Nährboden zu verwandeln.
2. Fucus crisp us-Substrat: Aus Bouillon oder
Leitungswasser hergestellt durch Zusatz von 5 — 15°/o Fucus
crispus, kochen bis zur Lösung (lange!), alkalisieren (auf
10 ccm Nährboden 1 ccm ^o Normal-Kalilauge).
3. Den üblichen Bakteriennährböden, auch folgender
Kombination: Agar 0,5, Aq. commun, '90,0, alkal. Nähr-
bouillon 10,0-
Reinkulturen zu erzielen ist nicht möglich, stets
müssen Bakt. vorhanden sein, von denen die Amoeben sich
nähren. Behandelt man solche Mischkulturen, in denen keine
Bakteriensporen, Schimmelpilze und Hefen vorhanden sind
und in denen die Amoeben Cysten gebildet haben, für
ca, 72 Std. mit 20°/oiger Lösung wasserfreier Soda (vgl. S. 10
unten), so sterben die Bakterien ab; die Amoebencysten
wachsen dann auf gewöhnlichen sterilen Substraten nicht aus,
wohl aber, wenn sie auf Kulturen von solchen Bakterien
übertragen werden, die ihnen als Nahrung dienen können.
(So sind also Kulturen einer Amoebenart mit einer be-
stimmten Bakterienart möglich.) Klatschpräparate!
Untersuchung am besten frisch in der natürl. Flüssig-
keit, ev. mit Zusatz 0,8°/0iger NaCl-Lösung. Zur Färbung
Fixieren in gesätt. wässer. Sublimatlösung (2 g in 30 Aq.
kochen, nach Erkalten filtrieren) 2 Teile + Alkohol absol.
1 Teil. Praep. noch feucht einige Sek. eintauchen! Dann
30 Min. auswaschen in60°/oigem Alkohol + Jodzusatz bis
zu bräunlicher Färbung, aufbewahren in 700/oigem Alkohol.
Vor Färbung Abspülen m. Wasser. Färbung mit Pikro-
karmin (S. 48b) x/2 — 1 Std. ohne Erwärmen, auswaschen in
70°/oigem Alkohol 4- 0,1 °/o HCl. Ev. vorsieht. Nachfärbung
mit schwacher wäss. Lichtgrünlösung. Dann Alkohol absol.,
Zedern öl. — Gewebsstücke (Tropendysenteriedarm) fixieren
in Sublimatalkohol (s. oben) */2 St., auswaschen in Jodalkohol
(s. oben) 24 Stdn., Alkohol absol., Xylol, Einbetten in Pa-
raffin. Schnitte wie frische Präparate (s. oben) färben.
34. Malariaparasiten.
Herstellung von Blutausstrichen vgl. S. 102. Bei wenig
Parasiten: Einen grossen Blutstropfen auf Deckglas aus-
streichen, lufttrocken werden lassen, einige Min. einlegen in
eine Mischung von 2°/0igem Formalin und l\2 — lü/oiger
Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 7
Essigsäure aa. Das Hämoglobin wird dadurch ausgezogen.
Färben nach einer der folgenden Methoden:
a) Einfache Färbung nach Manson:
Solve Methylenblau med. pur. Höchst 2,0, Borax 5,0
in kochendem Wasser 100,0. Zum Färben mit Wasser ver-
dünnen, bis Lösung in Reagenzglas eben durchsichtig ist.
Bei frisch hergestellten Trockenpräparaten genügt Färbung in
der Kälte ca. 10 — 15 Sek. Alte Präparate färbt man besser
mit Methylenblau 1,0, kristall. Soda 0,2, Aq. 100,0 für
einige wenige bis zu 20 Sek. ohne Erhitzen. Abspülen in
Wasser. Parasiten blau, rote Blutscheiben grünlich.
b) Doppelfärbung nach Loeffler s. Methode S. 64.
c) Chrom atinfärbung nach Giemsa (Modifikation
der Methode Romanowsky-Nocht) C. B. I. Or. 37, S. 308.
1. Fixieren des Ausstrichs in Äthylalkohol 15 — 20 Min.
oder (nur 2 — 3 Min.!) in Methylalkohol. Abtupfen
mit Fliesspapier.
2. Färben mit ,,Giemsas alter Farblösung zur Erzielung
der Romanowskyfärbung", (von Dr. Grübler- Leipzig).
— Farblösung in eine mit Alkohol absol. ausgespülte
Tropfflasche füllen , davon in Mischcylinder je einen
Tropfen auf je 1 ccm 30 — 40° warmen säurefreien
destill. Wassers unter leichtem Umschwenken geben.
Sofort auf Ausstrich in Schälchen giessen, 10 — 15
Min. einwirken lassen, Lösung womöglich einmal
erneuern. (Alle Gefässe müssen peinlich sauber und
völlig säurefrei sein !)
3. Abwaschen mit scharfem Wasserstrahl.
4. Trocknen, Einlegen in Immersionszedernöl. Chromatin
der Parasiten leuchtend rot, Protoplasma blau. Leuko-
cytenkeme rot bis violett, Protoplasma blau. Rote
Blutzellen rosa bis braunrot. — Brauchbar auch zur
Färbung in Schnitten.
£5. Trypanosomen.
Im Blut lebend untersucht im häng. Tropfen + etwas
0,8°/oiger NaCl-Lösung oder ausgebreitet zwischen Objekt-
träger und Deckglas (mit Vaseline oder Wachs umrandet).
Herstellung von Blutausstrichen s. S. 102. Färbung nach
Giemsa (s. oben c) oder nach Loeffler: Präp. dünn aus-
streichen und mit Alkohol absol. -f- Äther ^ fixieren. Auf
— 99 -
Deckglas 3 Tropfen 0,5 °/0 iger Natr. arsenicosum-Lösung in
Aq. dest. + 1 Tr. 0,5 °/0 iger vvässer. Malachitgrünkristalle-
Chlorzinkdoppelsalz Höchst-Lösung tropfen, erwärmen bis zur
Dampfbildung 1 Min. Abspülen m. kräft. Wasserstrahl. In
Reagenzglas 5 ccm einer Mischung von Glycerin. puriss. 0,5,
Aqua dest. 100 mischen mit 5 — 10 Tropfen Giemsa-Roma-
nowsky-Lösung (s. S. 98 c), über der Flamme zum Sieden
erhitzen und heiss auf Deckglas giessen. Nach 1 — 5 Min.
abgiessen, kräftig im Wasserstrahl abspülen. (Glyzerin-Giemsa-
mischung immer wieder brauchbar). Plasma der Tryp. blau,
Kerne, undulier. Membran u Geissei rot, Erythrocyten rosa.
Züchtung der Rattentrypanosomen möglich im Kondens-
wasser einer Mischung von Nähragar + defribin. Kaninchen-
blut ü Reichlich besäen, bei 37 ° halten.
26. Syphilisspirochäten.
Die Sy.-spir. zeichnen sich vor anderen Arten aus durch
ihre verhältnismässig schwere Färbbarkeit, ihre ausserordent-
liche Feinheit und durch ihre Gestalt : Besonders zahlreiche
(10 — 26) und tiefe Windungen, auch in der Ruhe, beider-
seits stark zugespitzte Enden. Lebend gut mit den Verfahren
S. 4 Abs. 3 zu beachten. Züchtung nicht möglich.
Zur Färbung in Ausstrichen statt der gewöhn-
lichen Färbeverfahren, bei denen der Farbstoff stundenlang
einwirken muss (nicht nach Gram färbbar), folgende:
a) nach Giemsa (D. m. W. 1905 Nr. 26, 1907 Nr. 17):
1. Ausstrich vom Rande unbehandelter (oder 1 Tag un-
behandelt gelassener) Schanker oder Papeln. Reinigung
mit Wattebausch -f- Petroläther, Ankratzen mit Deck-
glaseclge. Mit Deckglas auf Objektträger ausstreichen.
2. Fixieren in Alkohol oder vorsichtig in Flamme. Bei
älteren Präp. Fixieren entbehrlich.
3. Färben wie auf S. 98 c 30— 60 Min. ohne Erwärmen;
bei Nr. 2 dort dem Wasser vor Zusatz der Farblösung
1—10 Tropfen l°/0iger K2C03-Lösung zugeben.
Oder Schnelltärbung: Mit Giemsas neuer Farb-
lösung (vgl. S. 98c 2; Verdünnung der Lösung wie
dort) übergif$s$);.&i! Uli,* lejdrtef rDatrtpf ttfldujag ^V '
hitzen, !/4 Min. IblewSJeit's. 'stellen,* iabgiesspu',. fe< I
sung aufgiessen' u.' so 'fort' etwa 4 mal; aal letzte ' ^lal
die Farbe:.}. ;i{[1n.: Viirjcen. la^eif, / '•;••: \ •' \ ; ' \
— 100 -
4. Ganz kurz abspülen in säurefreiem Wasser. Spiro-
chäten intensiv dunkelrot, Grund schwach rötlich oder
farblos, Zellen blau, Kerne rot, Erythrocyten rosa,
b) nach Loeffler: Wie Trypanosomen, s. S. 98.
Zur Färbung in Schnitten nach Levaditi (Hoff-
mann, D. m. W. 1906 Nr. 22).
1. Höchstens 2 mm dicke Organscheiben 24 Stdn. fixieren
in Formalin 1 -f- Aq. 9.
2. In 96°/0igen Alkohol ca. 15 Stdn.
3. In Aq. dest., bis Scheiben sinken. Aq. mehrmals
wechseln.
4. Einhängen der Scheiben an Zwirnsfäden in frische
Mischung von 90 ccm l,5°/oiger AgN03-Lösung -f-
10 ccm reinsten Pyridins in dunkler Flasche mit Glas-
stopfen 3 Stdn. bei Zimmertemp., 3 Stdn. bei 45 — 50°
im ParafTinofen (auch bis zu 6 Tagen in dieser Lösung
lassen !)
5. Übertragen (nach Abspülen in 10°/oiger Pyridinlösung)
in frische Mischung: 90 ccm frisch hergestellter
4°/oiger wässer. Pyrogaliollösung -f- 10 ccm Aceton;
davon 85 ccm + 15 ccm Pyridin, puriss. In dunkler
Flasche mit Glasstopfen. 15 Stdn. (auch bis zu 2
Tagen). Am besten vor Einlegen in Flasche Scheibe
in Schälchen mit Lösung im Dunkeln abspülen.
6. Abspülen in Wasser, verdünntem, dann absol. Alkohol,
Xylol, Einbetten in Paraffin, Schneiden u. ohne weitere
Färbung untersuchen. Spirochäten schwarz infolge Ver-
silberung.
27. Recnrrensspirochäteii.
Lebenduntersuchung und Färbung wie Syphilisspirochäten.
Windungen weniger tief. Im Blut beim Anfall zahlreich.
Züchtung nicht möglich. Dagegen wachsen Zahnspiro-
chäten anaerob bei 37° in Pferdeserum 1 + Nähragar 2;
nach ca. 10 Tagen hauchartige Kolonien.
28. Hunds wutkörperchen.
1 < ! Nachweis der! K^g ris-ch e r_ 'Körperchen nach
tentz (C. B. Or. 44\S:374'>':
1. 2—3 mm dicke Querschnitte vom Ammonshorn nach
Methode S. 38 b fmeierV ! härten u. einbetten. Schnitte
— 101 -
auf Objektträger antrocknen (S. o7 sub 3), dann 1 Min.
in Alkohol absol.
2. Färben mit Eosin extra B Höchst 0,5, 60°/oiger Al-
kohol 100,0.
3. Abspülen in Wasser.
4. Färben 1 Min. in Loefflers Methylenblau (S. 41).
5. Abspülen in Wasser, Trocknen mit Fliesspapier.
6 Differenzieren in Alkohol absolutiss. 30,0 -f 5 Tropfen
1 °/o iger Lösung von NaOH in Alkohol absolutiss. bis
zu blassrosa Färbung
7. Differenzieren in Alkohol absol. 30,0 + 1 Tropfen
50 °/o iger Essigsäure, bis Ganglienzellenzüge nur noch
als schwachblaue Linien erscheinen.
8. Kurz abspülen in Alkohol absol., Xylol usw.
Negrische Körperchen karmoisinrot, ihre Innenkörperchen
blau, Ganglienzellen nebst Kernen hellblau, ihre Kern-
körperchen schwarzblau, Erythrocyten zinnoberrot.
Man kan auch aus einem frischen Ammonshornquer-
schnitt die Ganglienzellen mit Skalpellen herausheben, zwischen
2 Objektträgern zerquetschen, die Ausstriche noch feucht einige
Kin. in Methylalkohol fixieren, in Alkohol absol. abspülen
und färben wie vor.
VII.
Entnahme von Untersuchungs-
material aus dem Körper.
Körperflüssigkeiten, Sekrete, Exkrete usw., die bakterio-
skopisch untersucht werden sollen, sind so zu entnehmen
und aufzubewahren, dass sie erstens nicht durch Keime der
Aussenwelt verunreinigt werden, zweitens nicht mit Desin-
fektionsmitteln in Berührung kommen.
1. Blut, Kleine Quantitäten werden aus dem
Ohrläppchen oder der Vorderarmbeugeseite, auch wohl der
Fingerstreckseite entnommen (Fingerkuppe ist nicht zu emp-
fehlen, da sie schwer zu säubern ist und die zur Blutent-
nahme notwendige Verletzung Belästigung schafft). Ab-
waschen der Haut mit Wasser und Seife (oder Seifenspiritus),
— 102 —
dann mit Alkohol, Äther und Watte. Gut reiben, damit
Hautstelle blutreich wird. Trocken werden lassen, dann Ein-
stechen mit steriler Nadel oder Lanzette. Auffangen des
Blutes in sterilem Röhrchen oder Schälchen oder Aufsteigen-
lassen in Kapillaren (etwa 6 — 8 cm Länge, 2 mm lichte Weite,
abgeschmolzene Enden vorher abgebrochen, nach Eintritt des
Blutes die Enden mit Siegellack oder Wachs verschliessen.
Die Kapillarmethode ist besonders zur Gewinnung von
Blut für die W idaische Reaktion bei Typhus usw.
brauchbar. Das Serum scheidet sich von selbst ab (im Eis-
schrank), ev. fördert man die Abscheidung durch Zentri-
fugieren. Zur Entnahme des Serums bricht man die Kapillaren
an der Grenze von Serum und Blutkuchen durch (Strich mit
dem Glaserstahl) und berührt die freie Öffnung mit der Spitze
einer mit Hundertstel-Teilung versehenen 1 ccm-Pipette, in
die das Serum von selbst hineinsteigt. In der Pipette sammelt
man das Serum aus mehreren Kapillaren, bläst es dann in
ein Röhrchen aus und verdünnt beliebig. Weiteres s. S. 77
unter Typhusbaz. — Hautwunde mit steriler Watte und
Heftpflaster bedecken !
Grössere Mengen Blut entnimmt man ent-
weder durch Schröpf köpf am Rücken (Reinigen der
Haut wie beschrieben, Ansetzen eines trockenen sterilen, über
der Flamme erwärmten Schröpfkopfes; Inzision mit sterilem
Schnepper, Schröpfkopf wieder ansetzen, nach Abnahme mit
sterilem Wattebausch schliessen) oder aus der Vena medi-
ana (Reinigen der Haut wie beschrieben, Esmarchschen
Schlauch am Oberarm anlegen, so dass Venen anschwellen,
aber Radialpuls noch deutlich fühlbar ist, ausgekochte Spritze
(Luersche Glasspritze zweckmässig) in die Vena mediana parallel
zu Arm einstechen, das Blut steigt bei richtiger Lage der
Spritze von selbst in sie ein.) Aussaat des Blutes noch
flüssig in verflüss. 42° warmen Agar (s. S. 89 sub 16). Soll
das Blut nicht auf Bakteriengehalt untersucht werden, sondern
als Nährboden dienen, wird 1 Blut zu 3 Agar oder beliebig
viel Bouillon zugesetzt (s. auch S. 62, 66 und 92 sub 4).
Entnahme von Plazentarblut s. S. 91. (Gonokokken 1).
Blutentnahme an der Leiche am besten aus dem
Herzen mit der Spritze nach vorherigem Verschorfen der
Oberfläche mit glühendem Messer an der Einstichstelle.
Um Blutpräparate zur mikroskop. Unter-
suchung herzustellen, taucht man in das aus der Stich-
- 103 —
wunde austretende Bluttröpfchen eine Kante eines in der
Flamme sterilisierten und wieder erkalteten Deckglases und
streicht mit der blutbeladenen Kante sogleich je in einem
Zuge über die Fläche mehrerer sauberer Deckgläschen oder
Objektträger. Die Blutschicht soll dünn und gleichmässig
sein. Fixieren nach Trockenwerden in Alkohol absol. oder
-f Äther ^a 1\a— 24 Stdn. oder auch noch feucht mit Osmium-
säuredämpfen (s. S. 34 ; möglichst kurz, weil Färbbarkeit
leidet; Abspülen in blasser KMnCVLösung danach). Fixieren
in der Flamme schädigt die Form der roten Blutkörperchen.
2. Eiter. Gewinnen durch aseptische Inzision oder
Punktion, Auffangen in sterilem Gefäss (Röhrchen oder
Schälchen). Kleine Mengen Eiter lässt man in ein zur
Kapillare ausgezogenes steriles, oben mit einem Wattebausch
verschlossenes Glasröhrchen steigen und bewahrt dies bei
etwaigem Transport in einem sterilen Reagenzglas so auf.
dass sein oberer Teil von dem Wattestopfen des Reagenz-
glases festgehalten wird.
3. Raehensekret und -belag (Angina, Diphterie).
Betupfen der erkrankten Teile entweder mittelst der Platin-
öse oder mit einem am Ende rauhgefeilten sterilen Glasstab,
einem am Ende eines Holzstäbchens oder Drahtes befestigten
sterilen Wattebausch, einem sterilen, mit der Pinzette ge-
fassten Schwämmchen. Man hält sich zweckmässig sterile
Reagenzgläschen mit Wattebauschverschluss vorrätig, in denen
die Glasstäbe oder die Drähte mit dem Wattebausch so
liegen, dass sie durch den Wattestopfen des Reagenzglases
festgehalten werden und ihr zum Anfassen bestimmtes Stück
frei herausragt. Nach Betupfen der Rachenorgane bringt man
den Stab, wenn die Aussaat nicht erfolgen kann, wieder in
das Röhrchpn hinein und fixiert ihn durch dessen Watte-
stopfen. Zieht man Schwamm Stückchen zur Entnahme vor,
so hält man erbsengrosse Stückchen davon sterilisiert, jedes
einzeln in sterilisierten Wachspapierkuverts verschlossen,
vorrätig, fasst sie zum Betupfen des Rachens mit einer Pin-
zette des Taschenbesteckes und bringt sie materialbeladen bis
zur Aussaat ins Kuvert zurück. — Nasensekret unter
Benutzung des Nasenspiegels durch Platinöse oder durch
Kornzange mit sterilem Wattebausch entnehmen. — Nasen-
rachenraumsekret entnimmt man mit Hilfe biegsamer
(Kupfer-)Drähte, an deren Ende ein Wattebausch befestigt
ist, vom Munde her. Der Draht wird in einem Reagenz-
- 104 -
gläschen steril bewahrt, vor Benutzung mit steriler Pinzette
in die gewünschte Form gebogen, nach der Entnahme wieder
zurückgebogen, damit er wieder in das Reagenzglas ein-
zuführen ist.
4. Sputum. Auffangen möglichst speichelfrei in sterilen
(oder wenigstens ganz sauberen) Gefässen, die steriles Wasser,
aber kein Desiniiziens enthalten dürfen.
5. Fäces. Auffangen in sauberem Gefäss ohne Des-
infiziens. Ev. direkt aus dem Anus mit geeignetem sterilen
Instrument entnehmen. Falls Schleimflocken zur Untersuchung
erwünscht (s. S. 80 u. 83) , in Schale mit sterilem Wasser
den Stuhl zerrühren.
6. Urin. Ersten Strahl fortlaufen lassen, den Rest in
sterilem Kolben auffangen. Auch Entnehmen mittelst sterilen
Katheters. Zur Untersuchung ev. zentrifugieren.
7. Ex- und Transsudate. Zu entnehmen durch
Punktion mit steriler Spritze oder Troikart nach Desinfektion
der Haut; Cerebrospinalflüssigkcit durch Lumbalpunktion.
Zur Untersuchung ev. zentrifugieren. — Nährböden daraus s.
S. 15, 16 u. S. 92 sub 3.
VIII.
Bakteriologische Untersuchung von
Wasser, Luft und Boden.
Wasseruiitersucliuiig;.
Entnahme der Wasserproben: Aus Pump-
brunnen fängt man das Wasser in sterilen Reagenzröhrchen
(nach Abbrennen ihres Randes) im Anfange des Pumpens
und nach längerem Abpumpen auf. Aus offenen Brunnen.
Quellen, Wasserläufen etc. entnimmt man das Wasser in ein
steriles Reagenzglas , wenn möglich von Hand oder durch
Herablassen des Röhrchens an einer Schnur , oder man
braucht besondere Apparate , die auch zur Entnahme des
Wassers aus tieferen Wasserschichten dienen (z. B. von
Esmarchs Kolben, dessen dichter durch ein gummibezogenes
— 105 -
Bleigewicht erfolgender Verschluss in verschiedener Wasser-
tiefe gelüftet werden kann, oder sog. Abschlaggläser nach
vSclavo: Reagenzgläser, deren in ein dünnes Röhrchen
ausgezogener, umgebogener und zugeschmolzener Hals nach
Herablassen des Röhrchens in die gewünschte Tiefe durch
ein an einer Schnur herabfallendes Gewicht zerschlagen wird,
worauf sich das Röhrchen mit Wasser füllt).
Aufbewahren der Proben bis zur Unter-
suchung: Kann man nicht sofort, was das Beste- ist, das
Wasser untersuchen, so bewahrt man die Proben in Eis verpackt.
Ansetzen der Proben zur Untersuchung:
Will man nur die Arten der im Wasser vorhandenen Bak-
terien kennen lernen, so bringt man eine beliebige Menge
des zu untersuchenden, unmittelbar vorher umgeschüttelten
Wassers (nach dem zu erwartenden Keimreichtum 1 Öse
bis 1 ccm) in verflüssigte Gelatine, mischt gut und giesst zur
Platte aus. — Handelt es sich um Bestimmung des
Keimgehaltes eines Wassers, so verfährt man wie
folgt: Mit steriler Pipette bringt man 0,5—1,0 ccm des
Wassers in ein steriles, leeres Petrischälchen. (Man mache
von jeder Wasserprobe stets mindestens zwei Aussaaten und
zwar verschiedener Mengen!) Von sehr keimreichem Wasser
(aus Ziehbrunnen, Flüssen, Sümpfen etc.) verdünnt man vor
der Aussaat 1 ccm auf das 10 — lOOfache mit sterilem Wasser
(also mit 9 — 99 ccm!) und sät von der Verdünnung 0,1 bis
1,0 ccm (gleich dem zehnten bis hundertsten Teile des zu
untersuchenden Wassers) aus. Zu dem Wasser in dem
Schälchen fügt man etwa 10 ccm steriler, flüssiger 30 — 40 u
warmer Nährgelatine aus einem Röhrchen nach Abbrennen
seines Randes hinzu, vermischt durch Neigen und Drehen
des Schälchens Gelatine und Wasser sorgfältig, lässt auf
wagerechter Unterlage erstarren und bebrütet bei 20 — 22°
48 Stunden lang. (Rezept der amtlich empfohlenen Gelatine
zur Wasseruntersuchung s. S. 12 sub 2.) Dann Zählung der
Kolonien: Man stellt das Schälchen auf eine schwarze Glas-
platte mit eingeritzter Teilung in 1 qcm und 1'q qm-grosse
Flächen (Platte des WolfThügelschen Apparates), zählt bei
geringer Kolonienzahl mit der Lupe sämtliche Kolonien und
berechnet daraus die Zahl der in 1 ccm Wasser enthaltenen,
in Gel. nach 48 Stdn. zur Entwickelung kommenden Keime.
Bei dichter bewachsenen Platten zählt man die Kolonien in
mindestens 10 qcm (oder, wenn qcm nicht mehr zählbar sind,
— 106 —
in 20 V9 qcm)- A-us den erhaltenen Zahlen zieht man den
Durchschnitt für die Kol.-Zahl in 1, bezw. */g qcm, berechnet
durch Multiplikation mit der Schälchenfläche in qcm oder
J/g qcm (Schälchenfläche = r27r, r in cm ausgedrückt) die
Zahl der Kol. in der ausgesäten Wassermenge und, bei Aus-
saat von weniger als 1 ccm, daraus wieder die Zahl der in
1 ccm Wasser enthaltenen Keime. — Statt Quadrate kann
man auch Sektoren zählen. Man stellt das Schälchen auf
Fliesspapier, umzieht es mit Bleistift und teilt den entstandenen
Kreis in eine Anzahl gleich grosser Sektoren, von denen man
einige auszählt, um daraus die Zahl der Kolonien in dem
Schälchen und in 1 ccm Wasser zu berechnen. Die Resultate
werden dabei etwas genauer als bei Auszählung von Quadraten.
(Die Schälchen haben stets einen gewölbten Boden. Infolge-
dessen ist in der Mitte die Gelatineschicht dünner und die
Zahl der Kolonien kleiner als am Rande. Beim Zählen von
Sektoren trifft man daher immer auf dünn und auf stark be-
wachsene Stellen, beim Quadratauszählen nicht.) — Sehr stark
bewachsene Platten zählt man unter dem Mikroskop bei
schwacher Vergrösserung. Man berechnet mit Hilfe eines
Objektivmikrometers die Grösse des Gesichtsfeldes bei An-
wendung einer bestimmten Linsenkombination und Tubus-
länge. Dann zählt man die Kolonien in mindestens 10 Ge-
sichtsfeldern, zieht den Durchschnitt und multipliziert ihn mit
dem Faktor, der angibt, wie vielmal das Schälchen grösser
ist als ein Gesichtsfeld. Dann weiss man, wie viele Kolonien
auf der Platte, d. h. aus der ausgesäten Wassermenge ent-
wickelt sind, und berechnet daraus die Zahl der Keime pro
1 ccm Wasser.
Geben verschiedene Aussaaten derselben Probe verschie-
dene Zahlen, so betrachte man die gefundene höchste als
die richtige.
Fehlen Schälchen zur Kulturanlage, so bringt man die
auszusäenden Wasserquanta in Röhrchen mit verflüss. Ge-
latine, stellt Rollröhrchen her (vgl. S. 20), bebrütet diese
wie Schalen und zählt sie nach 48 Stdn. mit besonderem
Zählapparate.
Vermischt man das Wasser im Röhrchen mit Gelatine
und giesst dann zu Platten aus, so muss man ausser den
Platten den im Röhrchen bleibenden Gelatinerest bebrüten
und die Kolonien darin zählen.
— 107 —
Man füge bei der Angabe des Keimgebaltes eines
Wassers stets eine Bemerkung bei, nach welcher Zeit die
Zählung der Platten erfolgt ist (manche Keime entwickeln
sich erst nach 3, 4 und mehr Tagen auf der Gelatine zu
sichtbaren Kolonien), bei welcher Temperatur das Wachstum
erfolgte und welche Reaktion (Menge von Alkali über den
Lackmusneutraipunkt hinaus), ev. auch, welche Zusammen-
setzung die Gelatine hatte. Für vergleichende Unter-
suchungen ist die Gel. S. 12 sub 2 zu benutzen und die
Aussaat 48 Stdn. bei 20 — 22° zu züchten.
Als Agarnährboden zur Wasseruntersuchung wird von
Hesse und Niedner, Zschr. f. Hyg. Bd. 29, ein Substrat
aus 100 Aq. comm., 1,25 — 2 Agar und 0,5 — 1 Nährstoff
Heyden, bereitet gemäss dem Rezept S. 57 a, empfohlen.
Neutralisation ist nicht nötig. Platten aus diesem Nährboden,
der entgegen der üblichen Nährgelatine stets gleichmässig
ausfällt, erlauben wegen des Fehlens der Verflüssigung längere
Beobachtung als Gelatineplatten. Der Nährboden lässt aber
die Fäkalbakt. schlecht wachsen !
Zur weiteren Untersuchung der gewachsenen Organismen
legt man von allen verschieden aussehenden oder von be-
stimmten, besonders interessiei enden Kolonien Reinkulturen an.
Untersuchung von Wasser auf Typhusbaz. und Cholera-
vibr. s. S. 80 und S. 84 Nr. 4.
JLuftuiitersuchuiig;.
1. Zur ungefähren Bestimmung der Keimarten in der
Luft setzt man ihr Gelatine-, Agarplatten oder auch nach
S. 16 Nr. 1 präparierte Kartoffeln längere oder kürzere
Zeit offen aus.
2. Aus grösseren Luftmengen die Keime quantitativ
abzufangen erlaubt die Methode von Petri-Ficker (Zschr.
f. Hyg. Bd. 22 S. 33). Mittelst einer Pumpe mit Zählwerk
oder eines geaichten Gummiballons wird eine bestimmte
Menge Luft durch zwei kleine Filter aus Glasbröckchen von
0,25 bis 0,5 mm Korngrösse gesaugt, die in einer Glasröhre
besonderer Form, mit Metall-Gazestückchen nach aussen und
voneinander abgegrenzt, natürlich vorher sterilisiert, sich be-
finden. Filtermaterial und Gaze wird dann mit Gel. oder
Agar zu Platten verarbeitet. Bei fester Zusammenpressung
der Filter hält schon das erste alle Keime zurück. Als
— 108 —
Filtermaterial ist auch gepulverter Zucker zu verwenden, der
sich dann bei der Aussaat in der Gelatine auflöst (ist aber
schwer zu sterilisieren !).
3. Brauchbar ist auch langsames Durchsaugen der
Luft durch 3 mit je 2 ccm sterilen Wasser gefüllte, wie
Spritzflaschen mit Gummistopfen und Glasröhren versehene
und miteinander verbundene Reagenzgläschen. Die Luft gibt
ihre Keime an das Wasser ab. Dieses wird zum Schluss in
bestimmten Mengen mit Nährgelatine zu Platten verarbeitet,
— vgl. S. 105.
Aus der Luft abgesetzten Staub nimmt man
mittelst steriler, mit Bouillon befeuchteter Schwämmchen auf.
Man drückt diese in flüssiger Gelatine oder Agar aus und
giesst daraus Platten. Will man auf Tuberkelbazillen unter-
suchen, so drückt man die Schwämmchen in Bouillon aus
und spritzt diese in die Bauchhöhle von Meerschweinchen.
BodenuntersachuiBg.
Mit der zu untersuchenden Bodenprobe füllt man ein
Platinlöffelchen von bestimmtem Inhalt und sät in Platten
oder Rollröhrchen aus. Im Boden viele anaerobe Bazillen ;
ev. speziell auf diese hin Kulturen anlegen. Oder man
schüttelt ein bestimmtes Quantum Boden mit steriler Koch-
salzlösung kräftig und sät ein aliquotes Quantum dieser
Lösung in Nährgelatine etc. aus. (Nicht quantitativ genau,
denn selbst starkes Schütteln löst nicht alle Keime von den
Bodenkörnchen ab.)
Zur Untersuchung tieferer Bodenschichten
gräbt man entweder eine Grube, von deren Wänden man
Erde abkratzt und aussät, oder man benutzt den F ränkei-
schen Bohrer. Dieser wird unter Umdrehungen in einer
bestimmten Richtung in die Erde getrieben ; hat er die ge-
wünschte Tiefe erreicht, so wird er in umgekehrter Richtung
einige Male umgedreht, wodurch sich eine an der Spitze des
Bohrers befindliche Kammer öffnet und mit Erde füllt. Dann
wird er unter Drehen in der eisten Richtung wieder heraus-
gezogen. Aussaat wie vorbeschrieben.
Zur Prüf ungvonBodenprobenaufinfektiöse
Mikroorganismen (Tetanus, malignes Ödem, Milzbrand)
bringt man Versuchstieren etwas von dem Materiale selbst
oder damit geschüttelte 0,8°/oige NaCl-Lösung subkutan bei.
— 109 —
IX.
Tier -Impfung und Sektion.
Impfung.
Wenn Haare oder Federn an der für die Impfnng aus-
gesuchten Stellen stören, schneide man sie fort. Reinigen
der Haut durch Abseifen, dann mit Alkohol, dann mit Subli-
mat, dann mit sterilem Wasser kann erfolgen.
1. Kutane Impfung: Man ritzt die Haut des Tieres
leicht ein und bringt mit der Platinöse das Impfmaterial in
die Wunde. Oder man rasiert eine Hautstelle und reibt
das Infektionsmaterial kräftig darauf ein.
2. Subkutane Impfung:
a) in eine Hauttasche. Man hebt mit der Pinzette
eine Hautfalte auf, schneidet mit steriler Schere eine kleine
Öffnung hinein und bohrt mit steriler Lanzennadel oder einer
Scherenhälfte eine kleine Tasche ins Unterhautbindegewebe.
In diese führt man darauf das Infektionsmaterial mit der
Platinöse ein.
Als Impfstelle wählt man bei Ratten und Mäusen
vorzugsweise die Gegend über der Schwanzwurzel; die Tiere
werden im Nacken mit einer langen Kornzange gefasst, am
Schwanz mit der Hand gehalten. Bei Meerschweinchen
nimmt man als Infektionsstelle gern die Bauch- oder Brust-
seite, bei Kaninchen die Innenseite des Ohres , die man mit
der Lanzennadel ein Stückchen weit einritzt und unterminiert.
Vögel infiziert man mit Vorliebe in den Brustmuskel.
b) mit* der Spritze. Zur subkutanen Injektion be-
dient man sich verschiedener Arten von Spritzen: die von
Pravaz (Modifikation mit verstellbarem Asbeststempel!),
Koch, Stroschein, Loeffler (mit einem leicht selbst
zu fertigenden Gummistempel) sind die besten; die Spritzen
müssen vor und nach Gebrauch im Dampfs trom oder mit
Alkohol-Äther sterilisiert werden. Eine vorherige Desinfektion
der Einstichstelle ist unnötig. Impfimg an denselben Stellen
wie bei a) angegeben. (Kaninchen unter die Bauchhaut.)
3. Intraperitoneale Impfung. Einschneiden der
Bauchhaut. Langsames Einbohren einer stumpfen Kanüle
durch die Muskulatur in die Bauchhöhle.
- 110 —
4. Intramuskuläre, intrapleurale etc. I m-
p f u n g e n ähnlich wie die vorigen.
5. Zur Impfung in die vordere Augenkammer
durchtrennt man die kokainisierte Cornea oben nahe dem
Skleralrande (wie bei der Iridektomie) und schiebt das In-
fektionsmaterial ein. Auge danach für einige Zeit verbinden.
Auch Injektion mit der Spritze. ■ — Impfung in die ko-
kainisierte Cornea (z. B. mit Vaccine) durch ganz flachen
tangentialen Einstich, wobei Pinzette durch Fassen einer
Bindehautfalte Auge fixiert.
6. Injektion in die Blutbahn: Freilegen einer
beliebigen, leicht erreichbaren Vene (z. B. Jugularis externa),
Einführen einer feinen, spitzen Kanüle zentripetal in diese
und langsame Injektion. Achtung, dass keine Luft mit
injiziert wird (Tod an Luftembolie !). — Bei Kaninchen wählt
man gewöhnlich eine Ohrvene zur Injektion. Hautschnitt
parallel zu der Vene an der Aussenseite des Ohres, dann
Verschieben der Haut so , dass die Vene im Schnitte liegt.
Ohrwurzel zusammendrücken, damit die Vene anschwillt, und
Kanüle einstechen. Schwillt das umgebende Gewebe bei der
Injektion auf, so liegt die Kanülenspitze nicht in der Vene!
7. Zu Injektionen in den Magen steckt man den
Tieren einen Holzknebel zwischen die Vorderzähne, durch
dessen Bohrung man einen elastischen Katheter bis in den
Magen hindurchschiebt. Durch diesen werden dann die In-
fektionsmaterialien etc. den Tieren in den Magen gespritzt.
Grösseren Tieren kann man auch so tief in den Rachen,
dass sie sie verschlucken müssen, Kartoffelstückchen stecken,
die man ausgehöhlt, mit Infektionsmaterial gefüllt und wieder
mit einem Deckelchen aus Kartoffel Substanz geschlössen hat
(desgl. infizierte Brotkügelchen!).
8. Impfung durch Fütterung. Das zu verfütternde
Material wird, wenn es selbst kein Nahrungsmittel ist, mit
einem solchen gemischt gereicht (z. B. Kulturen auf Brot
gestrichen oder geträufelt).
9. Infektion von den Luftwegen aus. In-
halation verstäubter oder versprengter Keime in besonderen
dicht schliessenden Inhalationsapparaten. Oder Injektion in
die Trachea durch Einstechen der Spritzennadel zwischen
zwei Tracheairingen.
— 111 -
Dosieren des Impfmaterials:
Zur Injektion bestimmter Impfstoffmengen in den Körper
verfährt man wie folgt:
1. Flüssige Impfstoffe (wenn nötig Verdünnung
abgemessener Mengen mit bestimmten Quanten steriler Bouillon
oder 0,8°/oiger NaCl-Lösung vorher) injiziert man mit Hilfe
kalibrierter Spritzen in der gewünschten Menge.
2. Nicht flüssige Impfstoffe. Zur Impfstoffent-
nahme dient eine Platinöse an einem kurzen Platindraht,
dessen anderes Ende sich an einem Stab durch eine Schraub-
vorrichtung (wie bei Taschenbleistiften) befestigen lässt. Der
Draht wird in ein Stück Kork gesteckt und auf der Präzisions-
wage gewogen, dann mit Impfmaterial beladen und wieder ge-
wogen. Die Differenz beider Wägungen gibt das Gewicht des
Impfmaterials. Nun spült man die Öse in einem Röhrchen mit
so viel steriler Flüssigkeit ab, dass eine bestimmte, leicht
abmessbare Menge davon (z. B. 0,5 ccm) die zu verimpfende
Materialmenge (z. B. 0,2 mg) enthält, mischt durch Verreiben
und Umschütteln gut und injiziert Bei Verwendung der
gleichen Platinöse, gleichen Impfmateriales und stets ungefähr
gleicher Füllung der Platinöse bekommt man so gleichmässige
Werte, dass man von der Wägung Abstand nehmen kann.
Man fertige sich Ösen, die etwa 2 mg 24 stündigen Agar-
kulturrasens von Typhusbaz. oder Cholerav. bei vollständiger
Füllung aufnehmen, — sog. Normalösen; Massstäbe zur
Herstellung gleichgrosser Ösen von Czaplewski angegeben.
Bestimmung der Bakterienzahl im Impf-
material. Man entnehme das Impfmaterial wie vorbe-
schrieben und säe eine gleiche Menge der Aufschwemmung,
wie injiziert wird, in Agar oder Gelatine zur Platte aus.
Ev. verdünne* man vorher nochmals mit steriler Bouillon in
bestimmter Menge und säe einen aliquoten Teil der Ver-
dünnung aus. Nach Entwicklung zählen wie bei Wasser-
platten (s. S. 105). Auf dieselbe Weise Bestimmung der Bak-
terienzahl in allerlei Materialien.
Bezeichnung und Aufbewahrung der Versuchs-
tiere. Mäuse und Ratten in hohe Gläser (Einmachgläser)
mit beschwertem Drahtnetzdeckel setzen, die Gläser etiket-
tieren. Meerschweinchen in Steintöpfen mit Drahtdeckel
halten, nach Gewicht, Geschlecht, Färbung beschreiben. (Man
hat besondere Cliches mit Tierbildern zur Einzeichnung der
Farben.) Kaninchen zur Kennzeichnung die Ohren mit ver-
— 112 —
schiedenen Anilinfarben tingieren oder, wie ev. auch Meer-
schweinchen, mit bezifferten Metallmarken, die durch das
Ohr gestochen werden, bezeichnen. Infizierte Tiere in be-
sondere Käfige setzen, möglichst jedes für sich !
Temperaturmessungen infizierter Tiere mittelst Ein-
führung eines Maximalthermometers mit kleinem Hg- Gefäss
in anum. Normale Temperaturen sind für Hund 37,5 bis
39,9 ° C, Kaninchen 38,3—39,9°, Meerschweinchen 37,3 bis
39,5° (meist ca. 38°), Taube 41,0-42,5°, Huhn 41,0—42,5°.
Immunisierung VOn Tieren durch Injektion steigen-
der Dosen von Bakteriengiften, abgetöteten oder lebenden
Bakterien wechselnd nach der Art der Bakterien und dem
verfolgten Zweck. Allgemein verfährt man so, dass die erste
Injektion subkutan oder intraperitoneal usw. mit einer unter
der Dosis letalis minima belegenen Kultur- oder Giftmenge
erfolgt. Man beobachtet genau Änderungen im Befinden des
Tieres und lässt die zweite Injektion mit etwas grösserer
Gift- oder Kulturmenge erst folgen, wenn es völlig wieder-
hergestellt ist, namentlich auch an Gewicht zu- oder wenigstens
nicht abgenommen hat. Ebenso geht man bei den folgenden
Injektionen vor. — Immunisierung zur Gewinnung von
Serum für Serumreaktionen durch Injektionen der
durch Erwärmen über 1 Std. auf 60 — 65° abgetöteten Typhus-,
Cholera- usw. Kulturen. Bei Kaninchen genügen meist schon
3 — 5 Einspritzungen bei intravenöser Applikation in Ab-
ständen von je 7 Tagen und mit Steigung von 1 zu 10 Ösen
abgetöt. Agarkultur. 7 Tage nach der letzten Injektion Blut-
entnahme aus einem Blutgefäss des Ohres, der Jugularis oder
Karotis : Gefäss aseptisch frei legen, oben und unten lose
Unterbindungsschiingen anlegen, Eröffnen durch Schlitzschnitt
in der Längsachse, Unterbindungsschiingen nach genügender
Blutung (Auffangen in sterilem Gefäss) zuziehen. Bei grösseren
Tieren ohne Hautschnitt Jugularis gegen Wirbelsäule andrücken
und distal davon mit Troikart oder Spritze einstechen. Blut-
entnahme von Tauben s. S. 66 unter 8. Blut im Eisschrank
24 — 48 Stdn. bewahren, dann Serum steril abpipettieren (ev.
zentrifugieren).
Sektion.
Die Sektion soll sobald als möglich nach dem Tode er-
folgen. Muss sie aufgeschoben werden, so halte man das
Kadaver durch Aufbewahrung in kühlem Räume frisch.
— 113 —
Das zu sezierende Tier soll vor der Sektion womöglich
nicht, bei der Sektion keinesfalls (ausgenommen grosse Tiere)
mit den Händen, sondern nur mit Instrumenten berührt werden.
Die bei der Ausführung der Sektion zu benutzenden Instru-
mente werden bereit gelegt. Alsdann wird das Tier aufge-
spannt mit der Bauchseite nach oben und mit weit vom
Rumpf abgezogenen Extremitäten. Die Pfoten, Füsse oder
Flügel werden mit Stecknadeln, Nägeln oder Pfriemen auf
dem Sezierbrett befestigt oder auch mit Fadenschlingen an
eingeschraubten Haken auf dem Brett angebunden. Nun be-
feuchtet man die Bauch- und Brusthaut mit Sublimatlösung
tüchtig, um das Umherspritzen der Haare beim Durchtrennen
der Haut zu vermeiden oder mit Xylol, um auch etwaiges
Ungeziefer zu töten, oder man rasiert von der eingeseiften Haut
die Haare ab ; auch Abbrennen der Haare vor dem Anfeuchten
ist zweckmässig. Vögel rupft man an Brust und Bauch und
feuchtet die Haut darauf an. Dann wird die Haut vom Hals
bis zur Symphyse mit sterilisierten (s. S. 6 U. 7 sub 1, 2, 3)
Instrumenten in der Mittellinie durchtrennt und nach beiden
Seiten bis auf die Innenseite der Beine hin abpräpariert und
zurückgeschlagen. Abbrennen der freigelegten Muskulatur zur
Beseitigung darauf gefallener Haare. Nunmehr durchtrennt man
mit frisch sterilisierten Instrumenten eine hochgehobene Falte
der Bauchmuskulatur unterhalb des Proc. xiphoideus, schlitzt
die Bauchmuskulatur mit der nach oben gekehrten Messer-
schneide in der Mittellinie oder noch besser mehr nach der
rechten Körperseite des Tieres zu auf, löst sie von den Rippen-
bögen und schlägt die Muskellappen nach beiden Seiten aus-
einander, worauf man sie zweckmässig mit Stecknadeln, über
den zurückgeklappten Hautlappen befestigt. Den nach der
linken Seite des Tieres fallenden Muskellappen macht man
deshalb grösser als den rechten, damit die später hervorzu-
ziehende Milz, dieses bei den meisten Infektionskrankheiten so
wichtige Organ, auf ihm ruhen kann und durch ihn vor Ver-
unreinigungen von der Haut her geschützt ist. Bei Ratten und
Mäusen zerreisst man die Bauchmuskulatur mit zwei Pin-
zetten anstatt sie zu durchschneiden. Nach Besichtigung
der Organe der Bauchhöhle und Anlage der gewünschten
Kulturen aus ihnen öffnet man die Brusthöhle, indem man
von unten her anfangend die Rippen ein Stück seitwärts vom
Sternum beiderseits mit steriler Schere durchschneidet; dann
zieht man den Processus xiphoideus in die Höhe und klappt
Abel, Taschenbuch, 12. Aufl. 8
— 114 —
an ihm nach Ablösung des Diaphragma das Sternum mit den
daran haftenden Rippenpartien nach oben, so dass die Organe
der Brusthöhle freiliegen.
Man brenne jedesmal die Instrumente sorgfältig ab oder
wechsle sie, sobald man glaubt, dass sie mit irgend etwas
nicht gewolltem in Berührung gekommen sind. Lege nie
gebrauchte Instrumente ohne sie vorher abzu-
brennen aus der Hand!
Organe, aus denen man Kulturen anlegen will
(vgl. auch S. 34 Abs. 2), ritzt man mit einem spitzen sterilen In-
strument an; mit der Platinöse geht man dann durch den Ritz
ins Innere des Organes ein und sät die an der Nadel haften-
den Organteilchen sofort aus. Muss man annehmen, dass die
Oberfläche des Organes verunreinigt worden ist, so verschorfe
man sie zuerst durch Auflegen einer heissen Messerklinge und
verfahre dann wie angegeben. Will man grössere Stückchen
aussäen, so schneidet man sie mit steriler Schere ab und
. nimmt sie mit noch heisser Platinöse, an der sie leichter
haften, auf. Harte Knoten (z. B. in tuberkulösen Organen)
schneidet man mit steriler Schere heraus, zerquetscht sie
zwischen zwei sterilen (S. 6 sub 1) Objektträgern oder Skal-
pellen und bringt Stückchen auf Nährböden und Deckgläschen.
Sollen die Aussaaten erst später erfolgen, so schneidet
man Stücke der Organe steril ab und legt sie in sterile
Doppelschälchen (jedes Organ für sich !).
Stets bakterienhaltige Organe, wie der Darm, dürfen erst
zu allerletzt, nachdem für Aussaaten aus den andern Organen
Sorge getragen worden ist, geöffnet werden.
Man beachte bei der Sektion stets den Zustand der
Impfstelle !
Zur Herstellung mikroskopischer Präparate reisst man
mit der Pinzette Gewebsstückchen ab, verreibt sie auf dem
Deckglase und färbt dann (s. S. 33 ff).
Konservierung von Gewebsstücken zur Untersuchung
in Schnitten s. S. 36 u. 38
Nach Beendigung der Untersuchung wird das Kadaver
in einem Ofen (Kesselfeuerung) verbrannt oder in Pergament-
papier eingehüllt vergraben oder in ein Gefäss mit concentr.
H2SO4 geworfen, worin es sich auflöst, oder im Dampf je nach
Art der Infektionskeime 1 — 4 Stdn. gekocht und dem Abdecker
übergeben; das Sezierbrett wird mit 1 — 2°/ooigem Sublimat -\-
3% HCl abgewaschen ; die Pfriemen etc. werden abgebrannt.
- 115 -
X.
Konservierungsmethoden für
Präparate, Kulturen und Tierorgane.
A. Präparate.
Hängende Tropfen kann man lange Zeit konservieren,
doch tritt dabei eventuell Weiterentwickelung und schliess-
lich Zerfall der Mikroorganismen ein. Will man ein be-
stimmtes Entwickelungsstadium festhalten, so nimmt man das
Deckglas ab, setzt zu dem Tropfen oder an eine Ecke des
Deckglases ein Tröpfchen Formalin oder eine Spur 2°/oiger
Osmiumsäure und bringt das Deckglas wieder in seine Lage.
Konservierung gefärbter Präparate s. S. 35 u. 39.
Schimmelpilze und Hefen bewahrt man ungefärbt am
besten in Glyzerin gelatine (Glyzerin 7, Aqua 6, Gela-
tine 1, l°/0ige Karbolsäure 1, zusammen erwärmt und fil-
triert). Umranden mit Lack.
B. Kulturen.
Fortzüchtung von Kulturen und Aufbewahrung lebenden
Bakterienmaterials s. S. 22 — 23.
Will man Kulturen, die ein bestimmtes charakteristisches
Entwickelungsstadium aufzeigen (z. B. Gelatinestichkulturen von
Choleravibrionen mit dem typischen ,, Luftbläschen" an der
Oberfläche) zu Demonstrationszwecken aufbewähren, so tötet
man sie zunächst durch Formaldehyddämpfe ab.
Bei Kulturen im Röhrchen bringt man dazu auf
das untere En^e des Wattebausches einige Tropfen Formalin,
setzt den Bausch wieder auf, verschliesst das Röhrchen mit
einer Gummikappe und lässt es mindestens 24 Stunden stehen.
(Ist die Kultur in Gel. angelegt und hat diese verflüssigt, so
lange stehen lassen, bis der Nährboden unter der Wirkung
des Formaldehyd wieder fest geworden ist!) Dann kann man
in verschiedener Weise verfahren, nämlich
1. Man kann das Röhrchen, so wie es ist, dauernd auf-
bewahren. Bedingung: Fester Schluss der Gummikappe,
sonst trocknet die Kultur allmählich ein.
2. Man lüftet die Gummikappe, schiebt den Wattebausch
etwas tiefer in das Röhrchen, giesst eine dicke Schicht flüssig
— 116 —
gemachten Paraffines auf ihn und lässt das Paraffin erstarren.
Nachfüllen von Paraffin, wenn Sprünge darin auftreten.
3. Man entfernt die Gummikappe, legt auf die Rohr-
mündung ein diese genau verschliessendes rundes Deckgläschen,
bepinselt Rohrmündung und Deckglas dick mit Glyzerin-
gelatine (s. S. 115 A, statt Karbolsäure kann 1 °/0 Sublimat
zugesetzt sein!), lässt antrocknen und überzieht mit Lack.
4. Man erhitzt eine leicht schmelzende Metalllegierung
(Rosesches Metall, fusible metal) mit dem Bunsenbrenner
und lässt Tropfen davon aus 1/4 — 1/2m Höhe auf eine Glas-
platte fallen. Die aus solch einem Tropfen dabei entstehende
flache Metallscheibe legt man nach Entfernung der Gummi-
kappe auf die Röhrchenmündung, drückt die überstehenden
Ränder fest ans Glas und bringt sie durch langsames Drehen
in der Bunscnflamme zum luftdichten Anlegen.
5. Man entfernt Gummikappe und Wattebausch und
schmilzt das Röhrchen etwas unterhalb der Mündungen zu.
Vorsicht, dass der Nährboden beim Erhitzen des Glases
nicht leidet !
NB. Röhrchen, die Kondenswasser enthalten, bewahre
man stets in senkrechter Stellung auf; oder man giesst oder
saugt mit Glaskapillare vor der Formalinbahandlung das
Wasser vorsichtig ab.
Kulturen in Schälchen kann man auf folgende
Weise konservieren:
1. Man bringt ein paar Tropfen Formalin auf den Deckel
und lässt 24 Stdn. stehen. (Wenn angängig, Schälchen um-
gekehrt aufstellen, damit das Formalin nicht auf den Nähr-
boden tropft; sonst befestigt man mit Wachs ein Stück Fliess-
papier an der Deckelinnenseite und befeuchtet es mit Formalin).
Dann entfernt man das Formalin (falls es nicht schon ver-
dunstet ist) und legt ein breites Gummiband um den Rand
der Schale.
2. Man kultiviert in Schälchen mit überfassendem, aufge-
schliffenen Deckel , behandelt wie bei 1. mit Formalin und
dichtet schliesslich den Berührungsring beider Schälchenhälften
mit Paraffin.
3. Man kultiviert in flachen Kolben von der Form
plattgedrückter Reagenzgläser etc. (käuflich) und behandelt sie
wie Röhrchen (vgl. S. 115).
Stücke von Agar- oder Gelatineplatten kann
man folgendermassen konservieren :
- 117 -
1. Behandeln der Platte mit Formaldehyd ähnlich wie
oben angegeben. Vorsichtiges Umschneiden und Loslösen der
zu konservierenden Teile, Übertragung auf Objektträger (ev.
Trocknen über H2SO4, bis nur eine dünne Schicht übrig ist),
Bedecken mit Glyzerin und Deckglas, Umranden mit Asphalt-
lack. Aussehen der Kolonien leidet. Nur für Agarplatten
gut brauchbar.
2. Anlage der Platte auf einem Deckglase , nach Ent-
wicklung Trocknen im Exsikkator über H2SO4, Färben wie
ein Trockenpräparat, trocknen und in Kanadabalsam konser-
vieren (nicht zur Betrachtung der Kolonien selbst, aber zum
Studium der Bakterienlagerung in den Kol. geeignet).
C. Tierorgane für Demonstrationszwecke.
1. Einlegen der Organe bis zur völligen Entfärbung in
folg. Lösung: Aq. comm. 4000, Formalin 800, Kai. acet. 85,
Kai. nitric. 45.
2. Einlegen nach Ablaufenlassen in 80°/oigen Alkohol,
bis die natürlichen Farben wiedergekehrt sind.
3. Aufbewahren in folg. Lösung dauernd : Aq. dest. 900e
Glyzerin 300, Kai. acet. 200.
Register.
Seite
Abbe, Beleuchtungsapparat,
Einstellung desselben . . 3
Abschlaggläser 105
Agar, als Nährboden . . .11
Glyzerinagar . . . . 13
Blutbestrichenes . . 66, 92
mit Blutzusatz . 66, 91, 102
für Wasseruntersuch. . 107
Vorzüge und Nachteile 21
-plattenherstellung . . 20
s. auch Blutserum
Agglutination bei Typhus
,, bei Cholera .
,, bei Ruhr .
,, bei Meningo-
kokken
,, bei Rotz . . .
Aktinomyces
Alkalialbuminatgelatine , .
-agar . . .
Alkalibildung, Untersuch, auf
Alkalisierung von Nährböden
Amöben
Anaerobien, Kultur ders. .
,, Nährboden für .
Anilinwasserfarblösungen .
Anisölgefrierschnitte ....
Anreicherung s. Tuberkelb.,
Typhusb., Choleravibr.
Arsennachweis ...... 96
Ascitesnährböden . .15, 16 u. 92
Assmannsche Färbung ... 44
Aufbewahren von Kulturen 23, 115
,, von Organstücken 117
,, von Präparaten . 35
Aufkleben von Gewebsstücken 37
Aussaat, fraktionierte ... 23
Ausstrichpräparate .... 33
Austrocknen, Resistenz von
Bakt. gegen 32
Bakterienfilter .... 7
Bakterien grosse, Bestimmung 36
Bakterienstoffwechselprodukte,
Filtration 33
Bakterienzahl, Bestimmung in
Platten . . .105
Bestimmung in
Impfmaterial etc. . . .111
72, 77
. 86
. 81
. 90
. 61
. 93
. 87
. 63
29
Seite
Barsiekowsche Nährböden 68, 81
Beleuchtung bei mikroskopi
sehen Untersuchungen
Beleuchtungsapparat, Abbe'
scher, Einstellung ... 3
Bierwürze-Nährböden ... 94
Blücherscher Kulturapparat . 27
Blutagar . . 66, 91, 92, 99, 102
Blutentnahme ..... 101
Blutparasiten, s. Malaria usw.
Blutpräparate 102
Blutserum 14
Agar 16
,. Agar nach Tochter-
63
15
91
14
108
28
51
,, Löfflersches ,
,, Menschliches
,, als Nährboden .
,, Siehe auch Serum-
reaktion.
Bodenuntersuchung ....
Botkinscher Kulturappara.t .
Bouillon als Nährboden
Brot als Nährboden ...
Bubonenpest, Bazillen . . .
Bunges Geisseifärbung .
Carbolf arblösungen . 41, 42
Celloidineinbettung .... 37
,, Schnellmethode 39
Choleradiagnose . . . . . 83
Cholerarotreaktion . . . 31, 82
Choleravibrionen 82
,, Isolierung aus
Wasser . 84
Chromatinfärbung .... 98
Claudiussche Färbung . . .47
Coffeinnährboden .... 76
Colonbazillus 82
Czaplewskis Glyzerinfuchsin . 41
Dampfdesinfektion . . 6
Deckgläschen, Reinigung . . 5
Deckglaskulturen 117
,, S. auch Hängen-
der Tropfen als
Kulturapparat.
Deckglaspräparate, Herstel-
lung derselben . 33
— 119
Seite
Deckglaspräparate, Färb. ders. 33
Konservierung ders. 35
Desinfektion 6
,, von Kulturen . . 8
,, der Hände ... 8
,, der Impfstelle beim
Tierversuch . . . 109
,, von Tierkadavern . 114
Desinfektionsmittel, Prüfung . 33
Devckesche Alkalialbuminat-
gelatine 87
Deyckesches desgl. Agar
Diphtheriebazillen . . . .
Diphtheriediagnose .
von Drigalski - Conradi - Nähr-
bode
63
02
6-2
75
Doppelschälchen 20
Dunkelfeldbeleuchtung ... 4
Dysenteriebazillen .... 80
Eier, als Nährboden ... 16
Einbetten von Gewebstücken
zum Schneiden .... 37
Eiterentnahme 103
Eiweissfreie Nährlösung ("nach
Uschinsky-C. Fraenkel) . 18
Endoscher Nährboden ... 76
Erhaltung von Kulturen . . 23
Erhitzen, Resistenz gegen . 32
van Ermengemsche Geissei-
färbung 52
Fäzesuntersuchung . . 104
Färbung von Deckglaspräpa-
raten, Allgemeines . 33
von Schnittpräparaten
Allgemeines ... 36
nach Loeffler ... 42
nach R. Pfeiffer . . 42
nach Kühne-Pregl . 42
nach Nicolies Tannin-
methode 43
NicollesThioninmeth. 43
nach Giemsa . . 98, 99
nach Gram . , 44
nach Gram-Günther . 45
nach Gram-Nicolle . 45
nach Weigerts Fibrin -
methode 46
nach Claudius ... 47
mit Methylenblau-Eo-
sin mischung . . 43, 44
von Tuberkelbazillen,
Leprabaz. etc. s. diese
Isolierte von Bakt. . 43
Kontrast- von Bakt. 43
von Sporen .... 49
Seite
Färbung von Kapseln ... 48
,,• von Geissein ... 50
Farblösungen, Herstellung ein-
facher 40
,, Herstell, verstärkter
(alkal. Methylenblau,
Karbolfuchsin, Ani-
linfuchsin etc.) . . 41
Farbstoffe zur Bakt.-tärbung . 40
Favuspilze 96
Fibrinfärbung nach Weigert . 46
Fickers Typhusdiagnostikum . 80
,, Hirnnährboden ... 55
Filtration, keimfreie ... 7
,, von Nährböden s. diese
Fischen von Kolonien ... 34
Fixierung von Ausstrichen . 34
Fleischextraktnährböden . . 12
Fleischwasser 8
,, Verdünntes . . 11
Fluorescierende Baz. s. Bac.
pyocyaneus 89
Fortzüchtung von Kulturen . 22
Fraktionierte Aussaat ... 23
,, Sterilisation . . 7
Friedläudersche Pneumobaz. . 90
Fuchsinnährboden .... 76
Fucus crispus-Nährboden . . 97
Gallenkulturj 75
Gärungsvermögen von Bakt.
Untersuchung auf . 28
Gehirnnährböden 55
Geisseifärbung 50
Gelatine als Nährboden . . 9
,, m. höh. Schmelzpunkt 10
,, für Wasseruntersuch. 12
für Cholera . . 83, 87
,, für Typhus (v. Dri-
galski-Conradi etc.) . 75
,, Bierwürze .... 94
,, Deyckesche Alkali-
albuminatgelatine . . 87
-Platten 19
,, Traubenzucker- . . 28
,, Vorzüge u. Nachteile 21
Giemsasche Färbung ... 98
Giftbildung durch Bakt., Un-
tersuchung auf .... 33
Glyzerin als Zusatz zu Nähr-
böden 13
Glyzeringelatine z. Aufkleben 37
,, z. Konservieren von
Präparaten . . .115
Glyzerinkartoffeln .... 54
Gonokokken 91
— 120
Seite
Gonokokken arme Sekrete . 93
Gramsche Färbung .... 44
,, Modifikationen . 45
Gramsche Färbung, Prüfung v.
Bakt. auf 'Verhalten
gegen 46
,, Verzeichnis der da-
nach färbbaren und
nichtfärbbarenBakt. 46
Grösse von Bakt., Messung . 36
Grubersche Serumreaktion . 72
Grünnährböden n. Loeffler . 77
Günthers Entfärbung bei Gram 45
Haemolyse 89
Händedesinfektion .... 8
Hängender Tropfen .... 1
Konservierung desselben 115
als Kulturapparat ... 3
Härten von Gewebstücken . 36
Hefen 94
Hessesche Nährböden . . 57, 107
Heunährböden 96
Heydenagar-Nährböden 57, 107
Hitze, Resistenz von Bakt.
gegen 32
Hundswut 100
Hydrocelenflüssigkeit als Nähr-
boden . . . 15, 16, 92
,, zur Untersuchung . . 104
Immersion, Anwendung
derselben 1
Immunisierung von Tieren 112
ferner s. Diphteriebaz.,
Typhusbaz . , Cholera Vi-
brionen.
Immunserum, Gewinnung von 112
s. ferner Diphteriebaz.,
Typhusbaz., Choleravibr.
Immunserumreaktionen, siehe
Serumreaktion.
Impfmaterial, Dosieren dess. 111
Impfung v.Tieren, Methoden zur 109
Indolbildung, Untersuch, auf 31
Infektion, künstliche v. Tieren 109
Influenzabazillen 66
Jodjodkaliumlösung .... 44
Johnes Kapselfärbung ... 48
Kakaobutter z. Einbetten 38
Kapselfärbung 48
Karbolfarblösungen. . . 41, 42
Kartoffel als Nährboden . . 16
-Brei 17
,, Kochsalz- .... 17
Keimfreie Filtration ... 7
Keuchhustenbaz. . . .67
Seite
Klatschpräparate 22
Koch-Weeksche Baz. ... 67
Koffeinnährböden .... 76
Kolonien, Abimpfen von . . 21
Konservierungsmethoden für
Kulturen . . . . .115.
,, für Präparate . . "115
Kühnes Karbolmethylenblau-
färbung 42>
Kultur 19
der Anaerobien ... 24
Fortzüchtung '. 22
d. fraktioniert! Aussaat 23
im hängenden Tropfen 24
Herstellung . ... 22
Plattenverfahren ... 19-
im Stich und Strich . 22
im Tierkörper .... 24
Kulturmaterial, Erhaltung . . 23
Lackmus mölke . . . . 3Q
Lackmusnährböden and. 68. 75, 81, 91
Leprabazillen .
Lichtentwickelung von Bakt.,
Untersuchung auf . , . 32
Lichtquelle für Mikroskop . . 3.
,, künstliche desgl. . 4
Lithioncarmin '. . . ! '. '. 45
Loefflers Geisseifärbung . . 50,
., Grünnährboden . . 77
,, Methylenblaulösung . 41
Lubarsch's Paraffineinbettung
Luftuntersuchung !
Lyssa
Malachitgrünnährböde
Malariaparasiten ....
Mannitnährböden . . .
Mansonsche Färbung .
May-Grünwalds-Färbung .
Meningokokken ....
Menschenblutserum .
Methylenblau, Reduktion .
Micrococcus catarrhalis
Mikroskop
Mikroskop s. auch Immersion
Beleuchtung.
,, Reinigung dess. . 4
Milch als Nährboden ... 18
,, serum s. Lackmusmolke. 30
Milzbrandbazillen .... 53
Milzbrandsporenfäden . . . 54r
Nähragar, Nährbouillon,
Nährgelatine siehe Agar,
Bouillon Gelatine etc.
Nährböden, s. Agar, Bouillon
Gelatine u. s. w.
107
10a
n 77
97
81
98
44
90
91
30
91
1
121 -
Seite
18
{Jahrböden, Aufbewahrung
,, Einfüllen flüssiger in
Röhrchen
,, Sterilisieren ders.
,, eiweissfreie
Nasenrachensekretentnahme
Nasensekretentnahme .
Ncgrischc Körperchen .
Neisserschc Färbung
Neutralisation, s. Agar, Bouil-
lon, Gelatine etc.
,, mit Phenolphthalein
als Indikator .
,, Berechnung der Lö
,, sungen für . , .
Neutralrotagar
Nicollesche Methylenblau-
tanninfärbung
,, Thioninfärbung .
,, Gramfärbung .
Nitrosoindoireaktion .
,, von Vibrionen
Nochtsche Färbung .
Normalöse
Nutrosenährböden . 68, 75
Objektträger, Färbung
auf dem 36
Orceinfärbung 94
Orseillefärbung 94
Orseillenäbrböden .... 63
Öse, als Mass 111
Osmiumsäure zum Fixieren 34, 50
Paraffineinbettung . . 37
,, Schnelleinbettung . 38
Paratyphusbaz 67
Pathogenität, Unters, auf s.
Impfung 109
Penicilüum brevicaule ... 96
Pepton 9
Peptonisierung . # • 21
Pepton wasser 14
,, konzentriertes . 14
Pestbazillen 88
Petruschkys Lackmusmolke . 30
Pfeiffersche Fuchsinfärbung . 42
,, Serumreaktion . 69, 86
Pflaumenbrühenährböden . . 94
Phenolphthalein als Indikator 12
Phosphoreszenz von Kulturen,
Untersuchung auf ... 32
Pick-Jacobsohnsche Färbung . 43
Pikrokarminlösung, Herstel-
lung derselben .... 47
Pilze 95
Plazentarblut ...... 91
Seite
19
Plattenkultur verfahren
Pneumobazillen
Pneumokokken . • . . . 89
Polkörnchen 64
Polychromes Methylenblau . 62
Preglsche Färbung .... 42
Proteinochromreaktion ... 31
Pseudodiphtheriebazillen
Diphtheriebaz. .
Pyämie, Blutuntersuch
Pyocyaneus ....
Pyrogallussäure
Rachenbelag. Entnahme 103
Reaktion der Nährböden .
,, Efnstellung [s. Nähr
bouillon)
,, der Nährböden, Ein
Stellung mit Phenol-
phthalein - Indikator
,, der Nährböden, Än-
derung ders. durch
Bakt. -Wachstum
Rekurrensspirochäten
Reduktionsvermögen der Bak-
terien, Untersuch, auf
Reicherts Spiegelkondensor .
Reinkulturen, Anlage von
,, Gewinnung mitHilfe
des Tierkörpers .
Resistenz von Bakterien, Un-
tersuchung auf .
Ribbertsche Kapsel färbung .
Rollröhrchen
Romanowskysche Färbung
Roseolen, Untersuch. .
Rothbergers Neutralrotagar .
Rotzbazillen
Ruhrbazillen
Sauerstoffbedürfnis von
Bakt., Untersuchung auf
Säurebildung, Untersuch, auf
Schimmelpilze 95
Schnellhärtung 33
SchnittpTäparate, Herstellung 36
Schwefelwasserstoff bildung,
Untersuchung auf . .
Sektion von Versuchstieren
Septikämie, Blutuntersuch.
Serumreaktion für Typhusbaz
nach Pfeiffer .
,, für Typhusbaz. nach
Gruber .
,, für Typhusbaz. nach
Widal 77
,, für Choleravibrionen 86
02
SO
1-
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
über einfache Hilfsmittel
zur Ausführung
bakteriologischer Untersuchungen
von
Geh. Med.-Rat Dr. Rudolf Abel und Prof. Dr. M. Fieker.
Zweite vermehrte und verbesserte Auflage.
Taschenformat, karton. und durchschossen Mk. 1.20.
Die
Bakteriellen Nahrungsmittelvergiftungen.
Von
Oberstabsarzt Prof. Dr. A. Dieudonnö.
(Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, VIII. 3./4. Heft).
Einzelpreis Mk. 1.70.
Die bakteriologische Frühdiagnose
bei akuten Infektionskrankheiten.
Von
Priv.-Doz. Dr. Hermann Lüdke.
(Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, VIII. 9. Heft.)
Einzelpreis Mk. — .85.
Immunität uno Immunsierung
von
Ob.-Stabsarzt Professor Dr. A. Dieudonnö.
(Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, I. 8. Heft.)
Einzelpreis Mk. —.75.
Bedeutung
der
Bakteriologie in der Pathologie des Auges
von Dozent Dr. P. Römer.
(Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, II. 2. Heft).
Einzelpreis Mk. —.75.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Die
Tierischen Parasiten
des Mensehen.
Ein Handbuch für Studierende u. Ärzte
von
Geh. Reg.-Rat Dr. Max Braun,
o. ö. Professor für Zoologie und vergl. Anatomie
und Direktor des Zoolog. Museums in Königsberg.
Vierte verbesserte,
durch einen Anhang erweiterte Auflage enthaltend-.
Die Pathologie und Therapie der tierisch-
parasitären Krankheiten
von
Dr. Otto Seifert,
a. o. Professor der Universität Würzburg.
40 Bogen mit 325 Abbildungen.
Preis brosch. Mk. 15.—, in Halbfranz, geb. Mk. 17. — .
„Berl. klin. Wochenschrift": Wir rühmen an dem Braun'schen
Buche Klarheit der Darstellung, Vollständigkeit und nie versagende Zu-
verlässigkeit. Seifert hat die klin. Seite der Parasitologie in recht ge-
schickter Weise geschildert.
„Fortschritte der Medizin": Das Braun'sche Buch ist seit
seinem Bestände als ein ebenso reichhaltiger wie verlässlicher Ratgeber
auf dem Gebiete der menschlichen Parasitologie mit vollem Recht ange-
sehen worden und wird dies in seiner neuen Auflage in erhöhtem
Masse sein. gez. Vierodt.
In Vorbereitung befindet sich :
Leitfaden
für parasitologische Untersuchungen
für Studierende und Ärzte.
Von
Geh. R«g-Rat Dr. Max Braun,
o. ö. Professor für Zoologie und vergl. Anatomie
u. Direktor des Zool. Museums in Königsberg i. Pr.
und Dr. M. Luhe,
I. Assistent des Zool. Instituts in Königsberg i. Pr.
ca. 12 Bogen mit zahlreichen Abbildungen.
Preis brosch. ca. Mk. 5.50, gebd. ca. Mk. 6.—.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Bakteriologisch - chemisches Praktikum
für Apotheker und Studierende.
Kurze Anleitung zur Untersuchung von
Harn, Blut, Auswurf, Magen- und Darminhait, sowie
von Wasser, Milch, Butter und Margarine
von
Johannes Prescher und Viktor Rabs.
Mit 14 Abbildungen, 2 Tafeln und 2 Tabellen.
Preis brosch. Mk. 2.80, gebunden und durchschossen Mk. 3.60.
Süddeutsche Apotheker -Zeitung: Auf kurzem Rahmen ist
alles behandelt, was dem Apotheker (besonders dem Landapotheker)
vom Arzt oder Publikum zur Untersuchung übergeben werden kann,
und zu dessen Ausführung sich derselbe bisher meist teure Bücher und
teure Apparate kaufen musste. Das Buch ist aus der Praxis für die
Praxis geschrieben.
Zentralblatt für innere Medizin: Diese Anlage des Buches
lässt es auch zum täglichen Gebrauch des praktischen Arztes geeignet
erscheinen, um so mehr, da jedes beim Wunsche schneller Orientierung
hinderliche Beiwerk vermieden nnd ein leicht übersichtliches Register
beigefügt ist.
H i lf s b u c h
für das
Apothekenlaboratorium
von
Dr. Johannes Prescher und Viktor Rabs.
Mit 73 Abbildungen und 1 Tabelle.
Süddeutsche Apotheker «Zeitung: Die beiden Verfasser haben
mit der Veröffentlichung dieses Buches der pharmazeutischen Jugend
sowie auch dem Teil der Kollegen , der sich mit der Ausbildung von
Lehrlingen befasst, einen nicht zu unterschätzenden Dienst erwiesen.
Pharmazeutischer Reformer: Ein Handbuch, welches den
Anfänger in unserem Berufe im allgemeinen Teile zunächst mit den
einzelnen bei den chemischen Laboratoriums- Arbeiten erforderlichen
Hantierungen, wie Kristallisation, Präzipitieren, Destillation, Sublimation,
Filtration, Dekantieren etc. etc. vertraut macht, ihm hierbei die be-
treffenden Apparate im Bilde vorführt und ihn zur Zusammenstellung
der meisten Apparate anleitet. Das handliche Buch verdient, in die
Reihe der Unterrichts- und Anleitungsbücher für Pharmazeuten einge-
reiht zu werden.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Demnächst erscheint:
Lehrbuch der Histologie "ndf de.r mikroskopischen
° Anatomie mit besonderer
Berücksichtigung des menschlichen Körpers, einschliesslich der
mikroskopischen Technik. Von Professor Dr. L. Szymonowicz.
2. neu bearbeitete und erweiterte Auflage unter Mitwirkung
von Professor Dr. Rudolf Krause. Mit 60 Tafeln und zahl-
reichen Abbildungen im Text. Preis br. Mk. 15. — , geb. Mk. 17. — .
Trotz der Umfangvermehrung und der vielen neuen Illu-
strationen wurde der Preis nicht erhöht.
Kompendium der vergleich. Anatomie.
Zum Gebrauch für Studierende der Medizin. Von Priv. - Doz. Dr.
B. Rawitz. Mit 90 Abbildungen. Preis geb. Mk. 5.—.
Die 20 Prüfungsautgaben der Allgemeinen
Pathologie.
Von Dr. M. Fränkel. Preis kart. Mk. 1.80.
Anatom. Vorträge für das Staatsexamen.
Von Dr. M. Fränkel.
Teil I/1I. Histologie und Osteologie. Preis kart. Mk. 5. — .
Teil III. Splanchnologie, 1. Band. ,, „ „ 3. — .
Teil III. Splanchnologie, 2. Band. „ „ „ 2.—.
Die zahnärztlichen Prüfungsaufgaben.
Von Dr. M. Fränkel. Preis kart. Mk~~3.— .
nnarafirtnciirtntio'An an der Leiche. Ein Leitfaden für
UperdUOnbUDUngen Studierende. Von Professor Dr. E.
Bennecke. Mit 108 Abbildungen. Preis geb. Mk. 4. — ^
Von der Kritik allgemein als ein ausserordentlich brauch-
barer Leitfaden gerühmt und empfohlen.
Grundriss der internen Therapie g£jj^d";
Von Dr. Wilh. Croner. Preis geb. M. 2.80.
Kompendium der Physiologie ^^»trÄ
Anlehnung an die Vorlesungen von weil. Geh. Rat. Prof. Dr. E. du
Bois-Reymond bearbeitet von Dr. C. Mohr. Preis geb M. 3.—.
Die histolog. Untersuchungsmethoden
des Nervensystems. Von Dr. P. G. Bayon. Preis geb. M. 3.60.
Ein brauchbares und übersichtliches Büchlein , welches die
wichtigsten Vorschriften zur Herstellung mikroskopischer Präpa-
rate des Nervensystems enthält.
Gurt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Heiligkeiten 19Q8:
Lehrbuch der spezifischen Diagnostik
und Therapie der Tuberkulose
für Studierende und Ärzte.
Dr. B. Bandelier Dr. 0. Roepke,
Oberarzt der Dr. Weicker'schen Dirigierendem Arzte der Eisen-
Lungenhejlanstalten, GÖrbersdorf. bahn-Heilstätte Melsungen.
Zweite, erweiterte und verbesserte Auflage.
gr. 8°. ca. 11 Bg. mit 1 farbigen lith. Tafel, 19 Temperatur-Kurven auf
5 lith. Talein und 4 Abbild im Text. Preis br. ca. M. 5. — , geb. ca. M. 6. — .
&<^ Die 1. Auflage dieses erfolgreichen Buches, das demnächst
auch in englischer und russischer Sprache erscheint, war binnen J) Mo-
naten vergriffen. Die neue Ü$. Auflage trägt den wichtigen
Ergebnissen der Tuberkulose- Forschung des verflossenen Jahres bereits
Rechnung durch eine Erweiterung des diagnostischen
Teils, der durch eine farbige Tafel mit 4 Textillustrationen bereichert
wurde, Ergänzung der Therapie nach dem neuesten Stande
der Forschungen. Hier wurde eine weitere Kurve zur besseren Er-
läuterung angefügt.
Die Hochflut der Publikationen, die sich an die Entdeckung der
Kutan- und Ophthalmoreaktion knüpften, machen es dem prakt.
Arzt kaum möglich, sich in dem Chaos der verschiedenen Ansichten zu-
rechtzufinden, daher dürfte die neue Auflage dieses Buches, welches
bereits praktische Folgerungen aus den einschlägigen Versuchs-
ergebnissen zieht, hochwillkommen sein und ein3 gleich gute Auf-
nahme finden wie die 1. Auflage, über die wie folgt geurteilt wurde:
,, Medizinische Klinik" : Dieses Buch wird vielen will-
kommen sein , da es so genaue Vorschriften über die Technik der
spezifischen, diagnostischen und therapetitischen Methoden gibt , dass
sich mit Leichtigkeit darnach arbeiten lässt. Es sind alle bisher be-
kannten Tuberkuline und sonstigen Mittel berücksichtigt. Im Vorder-
grund steht natürlich die heute vorwiegend geübte milde, reaktions-
lose Tuber kulintherapie. Die Ausstattung ist vorzüglich.
gez. Gerhartz.
Die Ophthalmo- und Kutan-Diagnose der
TllhiPrl^nln^P (kutane und konjunktivale Tuberkulin-Reak-
x uuciAuiuac t.on nach v Pirquet und Wolff-Eisner) nebst
Besprechung der klinischen Methoden zur Früh - Diagnose der
Lungen-Tuberkulose. Von Dr. Wolff-Eisner-Berlin. Mit einem
Vorwort von Prof. Dr. H. Senator, 2 lith. Tafeln, 1 1 Kurventafeln
und 15 Abbildungen im Text. Preis brosch. Mk. 6.—, geb. Mk. 7. — .
Unstreitig die wertvollste Arbeit über die vielgeübte Ophthalmo-
und Kutandiagnose von dem bekannten Entdecker der Ophthalmo-
reaktion. „Mediz Klinik."
Die Krankheiten der Nasenscheidewand
und ihre Behandlung, ^^rt^o^
Nasen- und Halskrankheiten. Mit 8 Tafeln und 36 Abbildungen
im Text. Preis brosch. Mk. 7.—, geb. Mk. 8. — .
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Wenigkeiten 1908:
Ärztliche Beredsamkeit.
Von
Dr. med. Henry Hughes, Arzt in Bad Soden.
Preis brosch. Mk. 1. — .
Das Büchlein will den Ärzten zeigen , in welcher Form sich der
ärztliche Rat bewegen soll, oft gar keine leichte Aufgabe, wes-
halb es besonders jüngeren Herren vielleicht manchmal aus der Ver-
legenheit helfen wird.
Medizinische Logik.
Kritik der ärztlichen Erkenntnis
von
Dr. Wladimir Bieganski. Deutsch von Dr. Fabian.
Preis brosch. ca. Mk. 6.—, geb. ca. Mk. 7. — .
Die deutsche Bearbeitung dieser wertvollen Arbeit wurde nach
der 2. polnischen Original-Auflage vorgenommen und darf wohl
auf grösstes Interesse der deutschen Äiztewelt rechnen, nachdem in dem
verhältnismässig kleinen polnischen Sprachgebiet die Nachfrage so rege
war, dass eine 2. Auflage notwendig geworden ist.
Der menschliche Körper
in Sage, Brauch und Sprichwort.
— Foikloristische Skizzen =
uon
Professor Karl Knortz.
ca. 14 Bogen. Preis ca. Mk. 3.50.
Inhalt: Der Kopf — Kopf und Barthaar. — Das Gesicht. — Das
Auge. — Das Ohr. — Die Nase. — Mund, Zunge, Zähne.
— Arm, Hand und Fuss. — Rücken, Bauch und Fuss. —
Die Knochen. — Das Blut.
Der bekannte deutsch- amerikanische Schriftsteller hat hier ein
äusserst reichhaltiges Material zusammengetragen, das eine reiche Fund-
grube für die Volkskunde bietet. Aber auch sonst wird jeder Gebildete,
insbesondere der Arzt, diese interessante Zusammenstellung der Volks-
sitten und Gebräuche gerne lesen.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Hellende Strahlen. Arbeiten über die Grundlagen und die
praktische Ausübung der Strahlen-
therapie. (X-Strahlung, Lichtstrahlung und Radioaktivität, (Gesam-
melte Aufsätze von Ingenieur Friedrich Dessauer. Mit 7 Ab-
bildungen. Preis brosch. Mk. 2.50, geb. Mk. 3.20.
Röntgenologisches Hilfsbuch. J^*™^ v°ne
Grundlagen und die wichtigsten Hilfsmethoden des Röntgenver-
fahrens. Mit einem Anhang über Radioaktivität von Ingenieur
Friedrich Dessauer. Mit 33 Abildungen.
Preis brosch. Mk. 3.50, geb. Mk. 4.50.
Diagnose und Therapie der Anämien.
Nach funktionellen Gesichtspunkten „auf Grundlage qualitativer
Blutuntersuchungen. Besonders für Ärzte und Studierende. Be-
arbeitet von Dr. Joseph Arneth, Privatdozent an der Kgl. Uni-
versität Würzburg. Mit 15 lithogr. Tafeln. Preis brosch. M. 9.—.
(Für Abonnenten der Würzburger Abhandlungen Vorzugspreis
Mk. 7.—).
Die Schönheitspflege ™ *;™.,^ SÄÄ
Preis Mk. .1.80
Enthält eine Fülle wertvoller Ratschläge und Anweisungen.
„Zentralbl. f, inn. Med.".
Die Impotenz des Mannes. ^st*J^!ot
lowski. Preis Mk. 1.80
„Dem klinischen Studium dieser ernst zu nehfnenden Ange-
legenkeit stehen unüberwindliche Schwier igkeiten entgegen , der
Arzt ist daher darauf angewiesen, seine einschlägigen Kenntnisse
aus Bückern zu erlangen. Das vorstehende Werkchen enthält in
dieser Beziehung eine Fälle von Winken usw.
„Prager med. Wochenschrift".
Die Behandlung der Gonorrhoe d. Mannes.
Für Arzte* und Studierende dargestellt von Spezialarzt Dr. Or-
lowski. Mit 22 Abbildungen im Text. Preis Mk. 2.50.
Eine erschöpfende Darstellung der Gonorrhoe - Therapie beim
Manne. „St. Petersb. med. Wochenschr."
Hip ^T7n*hi1i« Laienverständlich erklärt von Spezialarzt Dr. Or-
uie ssypnins. lowski Preis 90 Pfg<
Flor» TVi-r\T\£»f Laienverständlich erklärt von Spezialarzt Dr. Or-
uer l ripper. lowski Preis 90 Pfg<
Die GeSChlechtSSChwäche. Laienverständlich erklärt
von Spezialarzt Dr. Or-
lowski. Preis 90 Pfg.
}Qt$ „Eine Quelle der Belehrung und Beruhigicng für den von
Sorgen gequälten Patienten" . „Therap. Monatshefte."
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Kompendium
der
ärztlichen Technik
mit besonderer Berücksichtigung der Therapie
von
Dr. F. Schilling-Leipzig.
Zweite umgearb. u. vermehrte Auflage. Mit 460 Abb.
Preis Mk. 10.—.
Schmidt's Jahrbücher: Dieses bereits durch seine 1. Auflage
bekannte Buch überrascht in der neuen Ausgabe durch die Reichhaltig-
keit seines Stoffes; trotz zahlreicher Ergänzungen und Erweiterungen
wusste Seh. doch den Rahmen eines Kompendiums zu wahren und die
Übersichtlichkeit zu erhalten. Wo der Text etwas allzukurz wegkommt,
lullt eine Abbildung die Lücke zum Verständnis aus. ... In jedem
Kapitel tritt das Bestreben hervor, dem Praktiker zu zeigen, wie er die
Technik seinem therapeutischen Handeln nutzbar machen kann. Und
die grosse Sorgfalt, die Seh. auf das therapeutische Moment legt, macht
das Buch für den prakt. Arzt wertvoll.
Kompendium der Hautkrankheiten
einschliesslich der Syphilide und einer
kurzen Kosmetik.
Für Studierende und Ärzte.
Von Dr. S. Jessner in Königsberg i. Pr.
Dritte umgearbeitete und sehr erweiterte Auflage.
Geb. Mk. 7.—.
Schmidt's Jahrbücher: Das namentlich bei den praktischen
Ärzten sehr beliebte Buch erscheint bereits in 3. Auflage. Neben der
sorgfältig behandelten Differential - Diagnose ist es besonders das
Kapitel ,,Ther apie " , das das Buch für den praktischen
Arzt so wertvoll macht.
Prager Mediz. Wochenschrift: Es dürfte nicht leicht möglich
sein, auf dem knappen Raum von wenig mehr als 300 Seiten das für
den ausübenden Arzt belangreiche dermatologische Wissen besser zur
Darstellung zu bringen, als es dem Autor gelungen ist.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Kurzgefasste Arzneimittellehre.
Ein Repertorium für Studierende
von Dr. M. Fränkel-Berlin.
1906. — Preis Mk. 4.—.
Pharmazeut. Zeitg. : Anerkannt rouss werden, dass der Herr
Verfasser in geschickter Weise es verstanden hat , seinen Lesern eine
zweckmässige Abfassung ärztlicher Verordnungen beizubringen und ihnen
die Wirkungen und verschiedenen Anwendungsweisen der wichtigeren
Arzneimittel in übersichtlicher und bequemer Art ins Gedächtnis zurück-
zurufen. Auch die tabellarischen Mitteilungen über die Gifte und Gegen-
gifte dürfen prakt. Wert beanspruchen, ebenso die als Anhang beigefügte
grosse Anzahl erprobter Rezeptformeln.
Die Arzneimittel der heut, Medizin
mit therapeutischen Notizen zusammengestellt
für prakt. Arzte und Studierende der Medizin.
10. Auflage bearbeitet von Dr. Otto DomblÜth.
Preis gebunden Mk. 7.60. (Taschenformat.)
(Die 1. — 7. Auflage war bearbeitet von Dr. O. Roth und Med. -Rat
Dr. Gr. Schmitt.)
Die 10. Auflage ist wieder gründlich umgearbeitet, um ca. 100 Seiten
vermehrt, berücksichtigt die neue Reichsarzneitaxe und erbringt also den
Beweis, dass das Buch der modernen Entwickelung der Arzneimittel-
lehre auf dem Fusse folgt.
Allg. Wiener med. Ztg. : Alles in allem ein recht handliches
Vademecum , das auf keinem Ordination stische fehlen
sollte.
Vademecum der Geburtshilfe
für Studierende und Ärzte
von Prof. Dr. Max Lange.
Dritte Auflage. — Mit 118 Abbildungen. — Preis geb. Mk. 4.50.
Zentralblatt für Gynäkologie: Es gibt kein anderes
Vademecum der Geburtshilfe, in dem so viel drin steht,
in dem die praktischen Ratschläge und alle therapeu-
tischen Massnahmen so genau und so präzise beschrieben
sind. Der Praktiker wünscht ganz klare Vorschriften, an die er sich
halten kann. Er wird in dem L. 'sehen Vademecum In dieser
Beziehung eine bessere Stütze haben als an manchem
Lehrbuch.
wwm
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Sexualpsychologische Studien von Havelock
E 1 1 i S * Havelock Ellis ist als ernster und eifriger Forscher
* auf dem Gebiete der sexuellen Psychologie nur zu gut
bekannt. Seine Werke erfreuen sich des regsten Interesses aller
derer, die an der psychologischen Durchforschung des Sexual-
lebens Anteil nehmen. Folgende Bände erschienen in meinem
Verlag:
Die krankhaft. Geschlechtsempfin«
flflljlpfßjl ^ dissociativer Grundjage. J/on Havelock.
geb. M. 5.-
Ellis, deutsch von Dr. Ernst Jentsch. Brosch.
Geschlechtstrieb und Schamgefühl.
Von Dr. Havel. Ellis. Autoris. Übersetzung mit Unter-
stützung von Dr. med. M. Kutscher besorgt von JT. E.
Kötscher. 3. umgearbeitete Auflage. Brosch. M. 5. - , geb. M. 6.—.
Die Gattenwahl beim Menschen ™c{-
sieht auf Sinnesphysiologie u. allgemeine Biologie. Von Have-
lock Ellis. Autorisierte deutsche Ausgabe besorgt von Dr.
Hans JHLnrella. Broschiert M. 4.—, geb. M. 5.— .
Das Geschlechtsgefühl. vEäaveiock eihs6
Autor, deutsch. Ausgabe besorgt von Dr. Hans Kurella.
Brosch. M. 4— , geb. M. 5.—.
Mann linrf Woitl zwei grundlegende Naturprinzipien.
1T1C11111 UHU FJUCIU, Ejne seXualphilosoph. Untersuchung
von Dr. E. von Szöllösy. Broschiert M. 2. — .
^T* Allen Aerzten, deren Interesse über das handwerksmässige
ihres Berufs hinausgeht, sei das Werk bestens empfohlen.
,,Aerztl. Mitteilungen aus Steiermark".
Vergl, Psychologie d. Geschlechter.
Experimentelle Untersuchungen der normalen Geistesfähigkeiten
bei Mann und Weib von Helen Bratford Thompson,
Ph. D. Autorisierte Übersetzung von J. E. Kötscher. Brosch.
IUI. 3.50, gebunden M 4.20.
DaS Weib in antnroP°l°g- Betrachtung. Von Dr. Osfear
^"^ Schnitze, Professor der Anatomie in Würzburg.
Mit 11 Abbildungen. Broschiert M. 2.20.
THopti linrl THpaIo Grundriss einer Weltauffassung
lUeeil U11U lUtailg. yon Henry Hughes. Brosch.
M. I.-.
$g^* Eine kurze, laienverständliche Einführung in die Philo-
sophie, von einem Arzte geschrieben.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Einführung in das Wesen der Magen-,
Darm- und Konstitutions- Krankheiten
und in die Grundsätze ihrer Behandlung. Von Dr. O. Graul.
Zweite vermehrte Aufiage 1908. Brosch. Mk. 3.50, geb. Mk. 4.30
Die Therapie der Magen-, Darm- u. Kon-
stitutions-Krankheiten. Eir\ Leitfa.dens für Studie-
rende und Arzte. Von
I>r. Gaston Graul. Brosch. Mk. 3.60, geb. Mk. 4.50.
Anleitung zur Diagnostik der Magen-,
Darm- und Konstitutions-Krankheiten.
Ein Leitfaden für Studierende und Arzte. Mit 1 Tafel und 4 Ab-
bildungen im Text. Von I>r. Ga*tou Graul. Brosch.
Mk. 4 50, geb Mk. 5 —
U^?" Die Graul'sche Darstellung- der Magen- , Darm- und Kon-
stitutionskrankheiten bietet in knapper Fassung ein vollständiges Hand-
buch des Spezialfaches und hat von der Fachpresse eine ausgezeichnete
Beurteilung erfahren. Durch die eben erschienene 2. Auflage der
„Einführung" entspricht das Werk jetzt wieder den neuesten For-
schungsergebnissen.
Die physikalisch-diätische Therapie in der
ärztlichen Praxis. Yonf DrH med- Bernh. Presch,
Arzt in Hannover. Preis brosch.
Mk. 13.—, in Halbfranz geb. Mk. 15.—.
Stoffwechselpsychosen. Dfieff SlörunJ£?c d,!s SauT
~ J stongaswechsels im mensch-
lichen Organismus. Von Dr. W. Ewald. Preis brosch. Mk. 1.50.
Behandelt zum erstenmale die Bedeutung von Stoffwechselstörungen
für das Zustandekommen von Geisteskrankheiten.
Die Simulation von Geisteskrankheiten.
Mit einem* Anhang : Die Geisteskrankheiten in den Gefängnissen.
Von Prof. Dr. P. Penta. Autoris. Übersetzung von Rud. Ganter.
Preis brosch. Mk. 3.50.
Die nervöse Schlaflosigkeit und ihre Be-
rianHIiincr Von I>r. R. Traugott. Nervenarzt in
iiaiiuimiS. Breslau. 2. Auflape. Broschiert M. 1.50.
Die direkte Besichtigung der Speiseröhre.
rSor\t-*Via crrkc'b'r^r^i/a Ein Lehrbuch für den Praktiker von
VJSOpnagOSKOpie. Professor Dr. HugoStarck, Heidel-
berg. Mit 3 farbigen Tafeln und 20 Abbildungen.
Preis Mk. 7.—, geb. Mk. 8.—.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Diätvorschriften iflr Gesunde und
JZl*ar%\l£> i_>H*>l* 7\-rf- von Dr. J. Borntraeger,
IVrctllKe Jl^U^r Hfl Regierungs. und Medizinalrat.
Fünfte verbesserte und errweiterte Auflage. Perforierter Block
in Brieftaschenformat. Preis komplett Kl. 2.50.
Für den vielbeschäftigten Arzt, dem die Abgabe einer gedruckten
Anweisung ausführliche Auseinandersetzungen erspart. Wir können
dieses sehr bequeme Hilfsmittel angelegentlichst empfehlen.
,,Ärztl. Korresp.-Bl. Niedersachsens. ."
Einzelblocks zur Ergänzung zu massigen Preisen.
Diätetisches Kochbuch ÄÄ^S
lieh verbesserte und vermehrte Auflage. Preis gebunden Hl. 5.40.
Ein zuverl. Hellverfahren bei asiat.
Cholera und bei schweren iniekt,
Brechdurchfällen und über die Bedeutuns des
Dl «S*-"**"* ^llldll^ll Boius (Kaolins) bei derBehand-
lung gewisser Bakterienkrankheiten von Dr. Julius Stumpf. Mit
1 Tafel. Preis brosch. Mk. 1.90.
Populär-Psychiatrie des Sokrates redi-
mJiimc Von I>r. H. S«»liäfer, Oberarzt der Irrenanstalt
______ Friedrichsberg in Hamburg. Brosch M. 2.50.
%jt$"Das ,,Korrespondenblatt der Ärztl. Vereine Sachsens1' schreibt
über das Buch: Ein prächtiges Büchlein, dem man nicht nur in
den Kreisen der Laien, sondern auch in denen der Ärzte Verbreitung
wünschen möchte.
fiO'Siliri-it* \ra>TVa>n Ärztliche Belehrungen für Nerven-
lUSSUllUIS rmsrVISll. kranRe un(J NerVenschwache von
I>r. med. Otto Dornbliitli, Nervenarzt in Wiesbaden.
Vierte vermehrte und verbesserte Auflage. Preis brosch. M. 2. — ,
gebd. M. 2.50.
^P* Ein wahrer Trost für alle, die unter dem Joch rebellischer
Nerven seufzen. ,, Deutsches Offiziersblatt".
Vademecum d. weiblichen Gesund-
V|_>if-^r_f1_>cy_> Ausgewählte Kapitel in Einzel- Darstel-
H^liapil^^. lungen von Sanitätsrat I>r. Ii. Fürst
in Berlin. 2. vermehrte und verbesserte Auflage. Geschmackvoll
kartoniert M. 1.90.
53^* Neben Winken und Ratschlägen, was die Frau zu tun
hat, um gestind zu bleiben, weist Fürst darauf hin, was sie ver-
meiden muss und wann sie ärztl. Beistand einholen soll. Wir
können das Buch bestens empfehlen.
„Allg. Wiener med. Zeitung".
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Dr. Jessner's
Dermatologische Vorträge
für Praktiker.
Heft 1. Des Haarschwunds Ursachen und Behandlung.
5. verbesserte Auflage. Mk. —.80.
Heft 2. Die Akne (A. vulgaris, A. rosacea etc.) und ihre Be-
handlung. 3. Auflage. Mk. —.70.
Heft 3/4. Juckende Hautleiden. Allgemeine und spez. Pathologie
und Therapie des Hautjuckens. Pruritus simplex. Urti-
caria. Prurigo Hebrae. Skabies. Pediculosis etc. 3. Auf-
lage. Mk. 2.—.
Heft 5. Die innere Behandlung von Hautleiden.
2. Auflage. Mk. -.75.
Heft 6. Die kosmetische und therapeutische Bedeutung der
Seife. 2. Auflage. Mk. —.90.
Heft 7. Die ambulante Behandlung chronischer Unter-
schenkelgeschwüre. 3. Auflage. Mk. —.90.
Dermatologische Heilmittel. 2. Auflage. Mk. 1.50.
Die Hautleiden kleiner Kinder. 2. Aufl. Mk —.90.
Bartflechten und Flechten im Bart. 2. Aufl. Mk. —.70.
Die Syphilide. I. Teil: Diagnose. Mk. 1.20.
Die Syphilide. II. Teil: Therapie. Mk. 1.20.
Die Schuppenflechte (Psoriasis vulgaris.)
2. Aufl. Mk. -.70.
Diagnose u. Therapie des Ekzems. I. Teil: Diagnose
Mk. —.80.
Salben und Pasten mit besonderer Berücksichtigung des
Mitin. Mk. -.60.
Heft 16. Diagnose u. Therapie des Ekzems. II. Teil: Therapie
Mk. 1.50.
Heft 17. Kosmetische Hautleiden (Hautverfärbungen, Warzen,
Hyperhvdrosis etc.). 2. Aufl. Mk. 2.—, geb. Sep.-Ausg.
M£. 2.50.
Heft 18. Kokkogene Hautleiden (Furunkel, Erysipel etc.)
Mk. 1.80.
In Vorbereitung:
Heft 19/20. Diagnose und Therapie der Gonorrhoe, ca. Mk. 3.—.
Aitcb in zwei Bänden erhältlich:
I. Band (Heft 1 — 10), mit Sachregister : brosch. Mk. 9.—, gebd. Mk. 10 50.
II Band (Heft 1 1 -18), mit Sachregister : brosch. Mk.9 50, gebd. Mk. II.—.
Einbanddecken hierzu ä Mk. 1. — . Für Besitzer der Heftausgate liefere
ich Bandtitel und Sachregister auch apart ä 30 Pfg. pro Band. Zur
Komplettierung der Bände müssen allerdings die neuesten Auflagen
der Hefte angeschafft werden.
— — — Die Reihe wird fortgesetzt. — — — — —
Heft
8.
Heft
9.
Heft
10.
Heft
1 1.
Heft
12.
Heft
13.
Heft
14.
Heft
15.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Würzburger Abhandlungen
aus dem Gesamtgebiet der praktischen Medizin.
Unter Mitwirkung zahlreicher Gelehrten herausgegeben von
Prof. Dr. Joh. Müller und Prof. Dr. Otto Seifert.
Einzelpreis der Bde.
I— VII pro Heft 75Pf.,
ab Bd. VIII 85 Pfg.,
12 Hefte = 1 Band
kosten im
Abonnement nur Mk. 7.50.
Jährlich erscheinen
12 Hefte.
Jede Arb. kann auch
einzeln bez. werden.
Inhalt des VI. Bandes:
Klatt, Traumatische Entstehung
innerer Krankheiten.
Wegele, Fortschr. in d. Diagn. u.
Therapied. Magen-Darmerkrank.
Riedinger, Schlottergelenke.
Sommer, Ischias.
Hödlmoser, Rückfallfieber.
Manninger, Heilung lokaler Infek-
tionen mittels Hyperämie.
Inhalt des VII. Bandes
Stadler, Aseptische Operationen
im Privathaus
Borst, Geschwülste. (Doppelheft.)
Klatt, Gelenkrheumatismus.
v. Boltenstern, Morbus Basedowii.
Jessen, Indikationen und Kontra-
indikationen des Hochgebirges.
Rosenberger, Kohlehydrate im
menschlichen Urin.
Goldberg, Blutungen d. Harnwege.
Lüdke, Verwertung des Alttuber-
kulins in der internen Praxis.
Hasslauer, Das Gehörorgan und
Infektionskrankh. (Doppelheft.)
Böckelmann, Epilepsie.
Gerhardt, Neuere Gesichtspunkte
für Diagnose und Therapie der
Nierenkrankheiten.
Kehrer, Der plazentare Stoffaus-
tausch in seiner physiol. u. path.
Bedeutung. (Doppelheft.)
Schlagintweit. Über Cystitis.
Graul, Über Diabetes mellitus.
Vulpius und Ewald, Einfluss des
Trauma bei Rückenmarks- u-.id
Gehirn-Krankheiten.
Inhalt des neuesten VIII. Bandes:
Bollenhagen, Schwangerschaft und Tuberkulose.
Siegert, Chorea minor (Veitstanz).
Dieudonne, Bakterielle Nahrungsmittelvergiftungen.
Gutmann, Die Rachitis.
Kisch, Fettleibigkeit und Fettsucht.
Ladenburger, Talma'sche Operation.
Veckenstedt, Der Kopfschmerz als häufige Folge von Nasenleiden
nnd seine Diagnose.
Lüdke, Bakteriol. Frühdiagnose bei akuten Infektionskrankheiten.
Schwarz, Diagnose und Therapie der Choleli hiasis.
Offergeid, Ovarialkarzinom.
Fränkel, Bedeutung der Langerhans'schen Inseln.
Besonders empfehlenswert ist ein Abonnement:
Dasselbe verbilligt die Anschaffung ganz wesentlich und führt mit der
Zeit zu einem äusserst reichhaltigen Nachschlage - Material , das eine
ganze Handbibliothek ersetzt,
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Würzburger Abhandlungen
aus dem Gesamtgebiet der praktischen Medizin.
Inhalt der früheren Bände:
Ba nd I.
Seifert, Nebenwirkungen d. Arznei-
mittel I.
Müller, Gallensteinkrankheit.
Hoffa, Blutige Operation der Hüft-
gelenksluxation.
Sobotta, Doppel miss)bildungen.
Wevgandt, Neurasthenie.
Sommer, Säuglingsernährung.
Rosenberger, Blinddarmentzündg.
Dieudonne, Immunität und Immu-
nisierung.
Spiegelberg, Krankheiten d. Mun-
des u. der Zähne im Kindesalter.
Kirchner. Verletzungen d. Ohres.
Riedinger, Empyeme.
Strauss, Diätbehandlung Magen-
kranker.
Band II.
v. Franque. Uterusruptur.
Römer, Bakteriologie des Auges.
Nieberdmg , Versiofiexionen des
Uterus.
Boltenstern, Bösart. Geschwülste.
Spiegelberg, Krämpfe im Kindes-
alter.
Bayer. Darmstenose.
Schenck. Bedeutung d. Neuronen-
lehre für die Nervenphysiologie.
Strauss, Gicht.
Riedinger, Beinbrüche.
Hofmeier, Fibromyome.
Spiegelberg, Kehlkopfstenosen im
Kindesalter.
Jessen, Einführung in die moderne
Zahnheilkunde.
Band III.
Trumpp, Magen-Darmkrankheiten
im Kindesalter.
Gerhardt. Herzmuskelerkrankgn.
Brieger, Otog. Erkrank, der Hirn-
häute.
Bollenhagen, Anwend. des Kol-
peurynters.
Boltenstern , Behandlung innerer
Blutungen.
Burckhard, Blutungen n. d. Geburt.
Schmidt, Bronchialasthma.
Starck, Erkrank, d. Speiseröhre.
(Doppelheft.)
Burkhardt, Chirurg. Eingreifen bei
Verletzungen des Magens.
Maas, Taubstummh. u.Hörstummh.
Hoffa, Gelenktuberkulose im kind-
lichen Lebensalter.
Band IV.
Schmitt, Erkrankgn . d . Mastdarmes.
Rostoski, Serumdiagnostik.
Stein, Meteorismus gastro-intest.
Geigel, Sklerose u. Atherom der
Arterien.
Rose, Die Zuckergussleber.
Wevgandt. Verhütung der Geistes-
krankheiten.
Dieudonne. Hygien. Massregeln bei
ansteck. Krankheiten. (Doppelh.)
v. Boltenstern, Darmverschluss.
H asslauer, Hyster. Stimmstörungen.
Polano. Magenkrebs in seiner Be-
ziehung zur Geburtshilfe.
Neter, Chronische Stuhlverstopfung
im Kindesalter.
Band V.
Seifert, Neben Wirkungen der Arznei-
mittel II
Schilling, Wurmfortsatz, | Doppelh.)
Neter. Hämorrhagische Erkran-
kungen im Kindesalter.
Clemm, Magengeschwür.' Doppelh.)
Geigel, Die neuen Strahlen in der
Therapie.
Maas, Entwickelung d. Sprache des
Kindes.
Graul, Nerv. Dyspepsie d Magens.
Reinhardt, Malaria. iDoppeihj
Katz, Erkrankungen der Zungen-
mandel.
Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg.
Taschenbuch der Therapie1
mit besonderer Berücksichtigung
der Therapie an den Berliner, Wiener u. a. Deutschen Kliniken.
Herausgegeben von
Dr. M. T. Sehnirer,
Herausgeber der deutschen klinisch-therapeut. Wochenschrift.
4. Ausgabe 1908. 387 Seiten, Preis geb. nur Mk. 2.—.
Die 5. Ausgabe 1909 erscheint im ^Oktober 1908.
Ein inhaltreiches Vademecum, das bequem in der
Tasche des Arztes Platz hat. ,,Mediz. Klinik".
Der in knappe Form zusammengedrängte reiche Inhalt macht das
Werk zu einem förmlichen Nachschi ag-ebüchlein, in dem man sozusagen
über alles Auskunft erhält, was der Arzt im täglichen Leben
braucht. Die neuen Errungenschaften sind sorgfältig berücksichtigt.
„Württ. ärztl. Korrespondenzblatt".
Ärztliche Buchführung
nach Dp. med. G. Hirschfeld
bestehend aus:
1 Haupt- oder Jahresbueh, 4° Format, mit Register,
dauerhaft gebunden Mk. 3.— und Monatsheften,
Taschenformat mit Register ä 60 Pf. je nach Umfang
der Praxis für 1 oder 2 Monate ausreichend.
Probehefte gerne zu Diensten.
gj^* Die Einrichtung in Registerform macht das zeitraubende Regi-
strieren unnötig, ermöglicht aber trotzdem das sofortige Auffinden
jedes einzelnen Postens und Krankheitsfalles. Raum zu
Notizen über Diagnose etc. ist vorhanden.
Bad Brücke na u.
Seine Kurmittel und seine Umgebung.
Neuer Führer für Kranke und Gesunde
von Hofrat Dr. Felix Sehlagintweit.
Mit zahlreichen Illustrationen, der Ravenstein'schen Rhönkarte und einem
Anhang: Kleine Automobilrundfahrten in der Rhön.
Elegant brosch. Mk. 1.20.
Geschichte der Laryngologie in Würzburg.
Von Prof. Dr. 0. Seifert.
Mit 1 Abbild, und zahlreichen Tabellen im Text. Preis brosch. Mk. 3.50.
Enthält u. a. die in Würzburg gebräuchliche Lehrmethode ; für ehemalige
Studierende dieses Faches an der Würzburger Universität von beson-
derem Interesse.
6753944
Illlllll
3 1378 00675 3944