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3. Danach adde das Weisse eines Eies. Stelle Kessel in grossen Kochtopf mit kochendem Wasser, rühre Gelatine gut um; sie ist in etwa 3 Min. auf 98-99° erhitzt. Nun koche den grossen Kochtopf samt Gelatinekessel mit aufge- legtem Deckel etwa 1 5 Min. Filtriere in 60 ° warmem Warmwassertrichter , der nebst Filter , Sammelkolben und Abzapf Vorrichtung vorher sterilisiert ist. Sammle die ganze Gelatine in einem Kolben. Fülle sie steril ab in sterile Röhrchen und erhitze 20 Min. lang im strömenden Dampf. Kühle schnell ab durch Einsetzen in kaltes Wasser. Die Gelatine ist dann gebrauchsfertig und steril; ihr Schmelz- punkt liegt nach mehrtägiger Aufbewahrung bei 29 — 30 °, vorher etwas niedriger. (Das Wesentliche der Methode liegt in der kurzen Kochdauer der Gelatine ; s. oben !) Leicht alkalisierte Gelatine empfiehlt sich für manche Bakterien. Ein Zusatz von 10 — 15 ccm Normalsoda- lösung pro Liter Gelatine über die neutrale Reaktion hinaus schadet kaum jemals. Bestimmte Bakterien verlangen noch höhere Alkalescenz (vgl. später). — Es entsprechen : 10 ccm Normalsodalösung 5,3 ccm 10°/oiger Lösung wasserfreier Soda oder 14,3 ccm 10°/oiger Lösung kristallisierter Soda, Eine — 11 - 10o/oige Lösung kristallisierter Soda enthält 3,7 °/0 Na2C03, Normalsodalösung 5,3 °/o Na2C03. Näh ra gar. 1. Zu dem Fleischwasser dieselben Zusätze wie bei Be- reitung der Nährbouillon, ausserdem 1 l\% — 2°/o fein zerschnit- tenes oder pulverförmiges Agar-Agar. Es ist gut, das schwer lösliche Agar schon ein paar Stunden vor den anderen Zu- sätzen zuzufügen und aufweichen zu lassen, weil es sich dann schneller löst. 2. 3. 4. Wie bei Nährbouillon. (S. 9.) Reaktion prüfen, eventuell korrigieren. 5. Der flockig trübe Nährboden müsste nun filtriert werden. Dies gelingt durch Filtrierpapier selbst unter Zuhilfenahme eines heizbaren Trichters oder im Dampfstrom nicht leicht. Daher filtriert man besser durch Watte: In einen Trichter bringt man eine vierfache Lage Verbandwatte, die über den Rand herausragen muss, kocht den so vorbereiteten Trichter . 1 Stunde im Dampftopf und gibt sogleich das noch heisse Nähragar hinein. Oder man verzichtet auf Filtration ganz, lässt das flüssige Agar im Dampfsterilisator nach Löschen der Flamme einige Zeit stehen, wobei sich die Trübungen grösstenteils absetzen, giesst oder hebert die oberen ziemlich klaren Agarpartien ab und klärt sie wenn nötig nochmals durch Absitzenlassen (enge hohe Glaszylinder oder Spitzgläser sind hierzu sehr gut brauchbar; man kann das Agar auch darin erstarren lassen, es dann herausklopfen und die trüben Partien durch Abschneiden entfeinen). 6. Wie bei Nährbouillon. (S. 9.) Wiederholtes Kochen schädigt das Erstarrungsvei mögen des Nähragars nicht. Agar wird erst bei 90 — 100° flüssig, bleibt es dann bis auf einige 40° herab; bei noch niedrigerer Temperatur erstarrtes sehr schnell, fast plötzlich. Erstarrendes Agar scheidet etwas Flüssigkeit (sog. Kondenswasser) aus. Modifikationen der Rähr-Bonillon-, Gelatine- nnd Agar-Bereitnng. 1. Das Fleisch wasser (S. 8) kann auch noch in etwa 4facher Verdünnung zur Bereitung der Substrate ver- wendet werden, ohne dass deren Nährkraft beeinträchtigt wird. — Fleischwasser kann man auch aus Fleisch anderer ■BHHBMHam^^^ni^UHHU — 12 - Tiere als Rind und Pferd, ferner aus Placenten, Bullen- hoden (sehr billig !) u. dergl. bereiten. 2. Statt des Fleisch w assers lässt sich auch eine 1 — 2°/oige Lösung Liebigschen Fleischextraktes ver- wenden. (Ein Kochsalzzusatz zu den Nährböden ist dabei unnötig.) Doch sind die damit hergestellten Substrate den Fleischwassernährböden nicht ganz gleichwertig. Für WaSSeP- unterSUChungen wird amtlich folgende Gelatine em- pfohlen: Solve Fleischextrakt Liebig 2, Pepton Witte 2, NaCl 1 in Aqua 200. Koche J/2 Stunde im Dampf, nach Er- kalten und Absetzen ultra. Adde auf 900 Teile dieser Lösung 100 Teile Gelatine, koche nach Quellen und Erweichen der Gel. bis höchstens 1/2 Std. im Dampf. Der heissen Lösung adde von 4°/oiger NaOH 30 Teile, dann von der gleichen NaOH tropfenweise, bis blaues Lackmuspapier nicht mehr gerötet wird. Erhitze ^4 Std. im Dampf, prüfe Reaktion und korrigiere sie, wenn nötig. Adde l1^ Teile kristallisierte, nicht verwitterte Soda, koche l/j— 3,4 Std. im Dampf, filtra. Fülle in sterile Röhrchen zu je 10 ccm (s. S. 13), sterilisiere durch einmaliges Erhitzen im Dampf während 15 — 20 Min. 3. Die Neutralisation mit Lackmus als Indikator (S. 9) ist schwierig, weil nicht leicht zu entscheiden ist, wann blaues Papier eben nicht mehr gerötet wird. Genauer, aber umständ- licher ist die Neutralisation mit Phenolphthalein als Indikator l Man verdünne in einem Kölbchen 5 ccm Nähr- boden mit 4.5 ccm frisch hergestellter Aq. dest., koche 3 Min. über der Flamme, füge dazu 1 ccm Phenolphthalein- lösung (0,5 g Ph. solve in 100 ccm 50°/oigen Alkohols) und titriere mit 1/2o Normal- NaOH oder -HCl bis zu deut- ticher Hellrotfärbung der Flüssigkeit. Nun setze zu der ganzen Nährbodenmasse nach Massgabe des Titrationsergeb- nisses soviel Normal -NaOH oder -HCl, dass die Reaktion vermutlich neutral wird. Titriere darauf wieder eine Probe des Nährbodens (5 ccm) wie oben und korrigiere eventuell die Reaktion der Nährbodenmasse. Koche das Substrat auf und prüfe wieder. Ist der Nährboden nun für Phenolphthalein neutral oder leicht alkalisch, so ist er für Lackmus stark alkalisch, da die in der Nährlösung vorhandenen Peptone und Diphosphate, die Lackmus gegenüber neutral oder alkalisch sind, sich gegen Phenolphthalein sauer oder neutral verhalten. Da erfahrungsgemäss die auf Lackmus neutral oder leicht alkalisch reagierenden Nährböden die für das Bakterien- - 13 - Wachstum geeignetsten sind, so müssen die auf Ph. neutra- lisierten noch einen Zusatz von Säure erhalten. Adde l,5°/o (bis 2,5°/o, vermerke wieviel!) Normal-HCl, koche auf, fil- triere, sterilisiere usw. 4. Ein Zusatz von 2 — 8°/o Glycerin. puris. zu den Substraten vor der Sterilisation (besonders zu Agar — sogenanntes GlyzerinagaP — ) erhöht für manche Zwecke ihre Brauchbarkeit. (S. S. 54 Tuberkelbaz.) Abfüllen nndSterilisieren der Nährböden. Neue Reagenzgläser (üblich solche von 160 mm Länge, 16 mm Durchmesser) müssen vor Gebrauch mit angesäuertem (1 — 2 °/o HCl enthaltendem) Wasser ausgekocht werden, da sie beim Erhitzen Alkali abgeben, wodurch die in ihnen enthaltenen Nährböden trübe und unbrauchbar werden können. Man kauft am besten Röhrchen aus Jenenser Glas (Firma Schott-Jena), die wenig Alkali abgeben. Gebrauchte werden in Wasser oder Dampf ausgekocht. Man reinigt die Reagenzgläschen durch Aasbürsten sorgfältig, lässt sie austrocknen, versieht sie mit etwa 3 cm langen, fest hineingedrehten, über die Mündung etwas hinausragenden Wattetropfen und sterilisiert sie im Trockenschrank gemäss S. 6 Ziff. 2 (die Sterilisation kann bei Röhrchen, die nachher, mit dem Nährsubstrat ge- füllt, noch wiederholt sterilisiert werden, unterbleiben). Zum Abfüllen versieht man einen Trichter unten mit einem Stück Gummischlauch, bringt in diesen ein kurzes Glas- röhrchen, auf den Trichter ein Glasschälchen als Deckel und sterilisiert alles zusammen im Dampfstrom. Mittelst dieses Apparates, auf dessen Gummischlauch man einen Quetschhahn klemmt, füllt man etwa 5 cem der Substrate in jedes Röhr- chen ein. Man vermeidet durch diese Einfüllungsart das beim Eingiessen eintretende Beschmutzen des oberen Randes der Röhrchen, wo der Wattepfropfen nicht festkleben soll. Zum Abfüllen bestimmter Mengen in Röhrchen benutzt man besondere Fülltrichter (Treskowsche) oder man versieht eine graduierte Bürette unten durch Schlauch- verbindung mit einem \- oder j_- förmigen Ansatzrohr, lässt durch dessen einen Schenkel von einem hochgestellten Kolben aus durch einen Gummischlauch die Nährflüssigkeit bis zur Marke 0 steigen, schliesst den Zufluss ab und füllt aus dem anderen Schenkel, der mit Gummischlauch, Glasrohr und Quetschhahn versehen ist, bestimmte Mengen ab. (Vor dem - 14 - Sterilisieren der Röhrchen ist an einigen der Stand des In- haltes durch Fettstiftstrich zu markieren, um zu kontrollieren, ob sich die Menge auch nicht nach dem Sterilisieren verändert hat !) Die gefüllten Röhrchen sterilisiert man im Dampfstrom (der Regel nach drei Tage hintereinander je */4 Std., doch genügt, wenn Röhrchen und Abfüllvorrichtung sterilisiert waren, einmaliges Erhitzen für */4 Std.) und lässt dann Agar und Gelatine in gerader Stellung der Röhrchen erstarren oder in schräger Lage, das Ende der Röhrchen mit dem Watte- bausch auf einen Bleistift, ein Glasrohr oder dergl. gelagert; die Lösung darf dabei nicht den Wattestopfen benetzen, weil dieser sonst später festklebt! Peptonwasfier. Als Ersatz für Bouillon kann man vielfach eine Lösung von Pepton (Witte-Rostock) 1—2% und NaCl 1/2— l°/o in Aq. dest. (oder Aq. comm.) verwenden. Für bestimmte Zwecke (s. Indolreaktion S. 31) fügt man noch 0,01 °/o KNO3 und 0,02 °/0 krist Soda zu. Sterilisieren wie bei den Fleisch- wassernährböden. (Gut für Cholera und ähnliche Vibrionen, massig für Typhus- und Kolibaz., schlecht für Diphtheriebaz. brauchbar.) — Für Wasseruntersuchungen bestimmter Art (s. S. 84) hält man sich zweckmässig eine ko n zen- trier tere Peptonlösung steril in Kolben vorrätig (Pepton und NaCl ^ 10,0, KNO3 1,0, kristall. Soda 0,2, Aqua 100,0). B 1 11 1 «enimiiä h rböden. Von dem beim Schlachten eines Tieres (Rind, Hammel, Pferd) aus der Stichwunde am Halse spritzenden Blut fängt man in grossen, mit Sublimat, Alkohol und Äther nachein- ander gereinigten Glaszylindern auf, die man 24 Stdn. an kühlem Orte stehen lässt. Mit steriler Pipette oder sterilem Heber wird dann das ausgeschiedene klare oder leicht blutig gefärbte Serum abgehoben und in sterile Reagenzgläser ge- füllt. (Die Abscheidung des Serums befördert man, indem man den Blutkuchen einige Stunden nach dem Auffangen des Blutes mit sterilem Glasstabe von der Gefässwand lockert.) Durch Erwärmen auf etwa 70° über längere Zeit hin lässt sich das Serum in eine ziemlich durchsichtig erstarrte Masse verwandeln, wobei sich etwas „Kondenswasser" aus- scheidet; man wählt meist schräge Lage der Röhren in be- sonderen Serumerstarrungsapparaten. Das so gewonnene Blutserum enthält stets sehr resi- $ftBjjB9SR^nmmmmmaaammm^HaMa^B^m»mmmam - 15 - stente Keime. Um keimfreie Serumröhrchen zu erhalten, kann man fraktionierte Sterilisation anwenden (siehe Seite 7 sub 4 b), doch ist dieses Verfahren nicht ganz zuverlässig. Oder man stellt die erstarrten Röhrchen 24 Stunden in den Brutapparat und scheidet die durch Bakterienwachstum ver- unreinigten (Kondenswassertrübung , oft 5ü°/o und mehr!) aus. Oder man füllt das Serum in Flaschen, versetzt es mit 1 — 2°/o Chloroform und verschliesst fest mit Gummistopfen; dann ist es nach einigen Monaten Aufbewahrung (also Vorräte halten !) meist keimfrei (Chloroform durch Erwärmen verjagen!). Umständlich und langwierig ist die keimfreie Filtration von Serum (s. S. 7 sub 4c). Am sichersten ist es, das Blut keimfrei zu entnehmen, indem man selbst einem Hammel oder Kalb im Laboratorium eine sterile Kanüle, aseptisch ope- rierend, in die Karotis bindet und das Blut durch einen an der Kanüle befestigten sterilen Gummischlauch in einen sterilen Kolben laufen lässt, dann wie vorbeschrieben weiter behandelt. Flüssiges Blutserum als Nährboden gewinnt man am zweckmässigsten auf diese Weise ! Für die meisten Zwecke kann man auf die geringe Durch- sichtigkeit des erstarrten Serums verzichten und es sterilisieren, indem man es, nach dem Erstarren in schräger Schicht, drei Tage nacheinander je */2 Stunde lang im Serumerstarrungs- apparat auf 95 — 98° erhitzt (oder auch im Dampfstrom auf 100°, wobei jedoch die .Substratoberfläche oft durch Blasen- bildung uneben wird). Zur Vorsicht kann man vor Gebrauch die Röhrchen dann noch 24 Stunden bei 37 ° halten und ver- unreinigte (Kondenswassertrübung!) ausscheiden. Statt in Röhrchen kann man Serum auch in Do pp ei- sen ä Ich en (s. S. 20) erstarren lassen (und wie vor steri- lisieren). Hier trocknet aber die Oberfläche schnell aus, auch finden sich oft fremde Keime ein. Ebenso wie Serum kann man durch aseptische Punktion gewonnene Ascites-, Ovarialeysten- und Hydroeelen- flÜSSigkeit zum Erstarren bringen oder als flüssiges Substrat benutzen. (Reaktion manchmal sehr stark alkalisch, stets prüfen, ev. korrigieren!) Blutserum mit Bouillonzusatz. (Löf f lersches Blutserum.) Den Nährwert des Blutserums kann man dadurch er- höhen, dass man (vor dem Einfüllen in Röhrchen) zu 3 bis ^ - 16 - 4 Teilen desselben einen Teil leicht alkalischer Bouillon (bereitet mit 1 °/0 Pepton, */2 °/o Kochsalz und 1 °/0 Trauben- zucker) zusetzt. Die Erstarrungsfähigkeit wird durch den Zu- satz nicht beeinträchtigt, doch muss man höhere Tempera- turen (90 — 95 °) zur Erzielung guter Erstarrung verwenden. Menschliches Serum siehe sub Gonokokken S. 91 Nr. 1 u. 2. Blutserum-Agar. Flüssiges steriles Blutserum wird auf 40 — 50° erwärmt und mit flüssigem, auf 40 — 50° abgekühlten Nähragar (mit 2 — 3°/o Agargehalt) ää oder 1:2 gemischt. Erstarrt beim Abkühlen. Wird vor der Erstarrung besät und dann schnell zu Platten verarbeitet (S. 19—21) oder in sein abliegenden Röhrchen oder in Schälchen zur Erstarrung gebracht und dann an der ( Oberfläche besät (S. 23). Ebenso wird Ascites- oder HydrOCelenagar hergestellt. (S. auch S. 92 unter 3!) Eier. Die Schale des Eies wird sorgfältig abgeseift und abge- bürstet, mit warmem ca. 5 °/o igem Sublimat und sterilem Wasser gewaschen und mit steriler Watte getrocknet. Zur Besäung macht man in die Spitze des Eies mit steriler Nadel eine kleine ( )ffnung , impft durch diese und verschliesst die Öffnung mit Siegellack oder sterilem Papier und Kollodium. Schlechter Nährboden, weil häufig nicht steril. Erstarrtes Ei weiss (mit oder ohne Eigelb) in Schälchen oder Röhrchen stellt man her, indem man den Inhalt eines Eies nach Sterilisierung seiner Schale und An- legung einer Öffnung an jedem Pole in sterile Schälchen oder Röhrchen ausbläst und im Serumerstarrungsapparat wie Serum erstarren lässt und sterilisiert. Will man Eiweiss und Eigelb getrennt haben, schlägt man die äusserlich sterilisierten Eier nach Hausfrauenart vorsichtig auf. Kartoffeln. 1. Halbierte Kartoffeln mit Schale, Gute Salatkartoffeln werden mit der Bürste unter der Wasserleitung gründlich gereinigt. Nachdem die sog. Augen und die faulen Flecke mit dem Messer ausgeschnitten sind, werden die Kartoffeln x/2 Stunde in 1 °/00 ige Sublimatlösung gelegt. - 17 — Darauf werden sie in Wasser abgespült, 3/4 Stunden im Dampf- apparat gekocht, mit sauberen Händen ^efasst, mit sterili- siertem Messer in der Zone des grössten Umfanges durch- schnitten, auseinandergeklappt und in feuchten Kammern (grossen Doppelschalen mit wasserbefeuchtetem Fliesspapier am Boden) so, dass sich die einzelnen Kartoffelhälften nicht berühren, bewahrt. Besät wird das Zentrum der Schnittfläche. An der Schale der Kartoffel sitzen viele die Kochung über- lebende Sporen, von denen aus bald Entwicklung über die ganze Kartoffel statthat, daher sind die beiden folgenden Verfahren, bei denen die Schale entfernt wird, vorzuziehen. 2. Kartoffelscheiben ohne Schale. Die wie bei 1. gereinigte Kartoffel wird geschält und in 1 — 2 cm hohe Scheiben zerlegt. Die Scheiben werden in sterile Doppelschälchen gebracht und im Dampf sterilisiert (am sichersten bei 110 — 120° 1 Std. lang, wobei die Kartoffeln allerdings bräunlich werden und schrumpfen, oder aber wieder- holt bei 100° 1/4— 7« Std.). 3. Kartoffel keile ohne Schale. Mit einem weiten Korkbohrer sticht man aus der gereinigten Kartoffel, in der Richtung ihrer längsten Achse und nach Entfernung ihrer Schale an der Ein- und Ausbohrstelle, einen Zylinder aus , den man durch einen schrägen Schnitt mit sterilem Messer in zwei Keile zerlegt. Jeder Keil kommt mit der Basis nach unten in ein steriles Reagenzröhrchen, in dessen Kuppe ein Bäuschchen Watte oder ein Stückchen Glasrohr liegt , damit das Kartoffelstück nicht nach dem Kochen in dem dabei von ihm ausgeschiedenen Wasser steht. Sterilisieren wie bei 2. 4. Kartoffelbrei. Mit Wasser oder Milch zu Brei zerquetschte gekochte Kartoffeln werden in etwa 1 cm hoher Schicht in Erlenmeyersche Kolben gefüllt und im Dampf sterilisiert. Kartoffeln reagieren sauer. Für manche säureempfind- liche Bakterien erhöht sich ihr Nährwert, wenn sie in 3%iger NaCl- oder l°/0iger Na2C03-Lösung, die später vorsichtig abgegossen wird, gekocht werden. Glyzerinkartoffeln s. S. 54. Brot. Gedörrtes Graubrot wird fein zerrieben, davon soviel, dass der Boden bedeckt ist, in Erlenmeyersche Kolben geschüttet und mit Wasser soweit übergössen, dass ein dicker Brei ent- Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 2 - 18 — steht. Im Dampfstrom oder besser Autoklaven sterilisiert. Sauer reagierend, gutes Substrat für Schimmelpilze. Milch. Frische, auf Lackmuspapier amphoter reagierende, am besten durch Zentrifugieren entrahmte Milch wird in Reagenz- gläschen gebracht und an drei aufeinanderfolgenden Tagen je V2 — 1 Std. im Dampf ström gekocht. (Temperaturen von 110° und darüber färben das Substrat bräunlich.) Vor Besäung behufs Prüfung der Sterilität mindestens 3 Tage bei 37 ° halten. Eiweissfreie Nährlösung nach Uscltinsky- C. Fränkel. NaCl 5,0, Kalium- oder Natriumbiphosphat 2,0, Aspa- ragin oder asparaginsaures Natrium 4,0, Ammon. lactic. 6,0 solve in Aqua commun. 1000,0. Neutralisieren und leicht alkalisieren mit NaOH, sterilisieren wie Bouillon. Aiiilcre Xährsubstrate. S. Abschnitt VI und Register. Aufbewahrung; von Nährböden. Allgemeine Regel: Bei allen Nährbodenvor- räten vermerke am Behälter Tag der Fertig- stellung, Zusammensetzung, Reaktion! Nährböden verderben bei der Aufbewahrung oft, besonders durch Austrocknen und, trotz dichten Watteverschlusses, durch Eindringen von Schimmelpilzen. Beides lässt sich verhüten, entweder indem man die Röhrchen und Kolben nach Absengen des Randes und des vorstehenden Teiles des Watte- stopfens mit einer soeben im Dampfstrom gekochten dicht- anschliessenden Gummikappe überzieht (oder einer sterilisierten Stanniolkappe oder einer Schmelzmetallkappe gemäss S. 116 sub 4) ; oder indem man die Nährböden in Flaschen mit dichtem Gummibügelverschluss (z. B. von C. Raupert-Magde- burg) aufbewahrt ; oder indem man die Nährbodengefässe in einer dicht verschliessbaren Blechschachtel (Cakesbüchse) zu- gleich mit einem in Nelkenöl getränkten grossen Stück Fliesspapier oder Watte bewahrt. ~ 19 — Zu eingetrockneten Nährböden setze man das verdunstete Quantum Wasser wieder zu und sterilisiere aufs neue (gut durchmischen!). Nährböden mit beginnender Schimmelbil- dung lassen sich ebenfalls durch erneute Sterilisation noch retten. IV. Die Kultur metho den. Allgemeines. Das Platten verfahren. Das Plattenverfahren dient zur Trennung der verschiedenen Bakterienarten in Bakteriengemischen. Die Keime werden, in einem flüssig gemachten Nährmedium verteilt, bei dessen Erstarren an verschiedenen Stellen festgehalten. Sie ver- mehren sich dann, wenn ihnen das Substrat zusagt, und bilden räumlich voneinander getrennte Kolonien. 1. Gelatineplatten: Man verflüssigt drei Röhrchen mit Nährgelatine im Wasserbade bei 30—35°. Eines davon (Nr. 1) fasst man mit der linken Hand derart, dass es zwischen Daumen und nach oben gekehrter Hohlhand mit der Mündung nach rechts in schräger Lage ruht, dreht den Watte- bausch heraus und nimmt ihn zwischen zwei Fingerspitzen der linken Hand so, dass die zum Einführen in die Röhrchen- mündung bestimmten Teile der Watte nach unten hängen und von den Fingern nicht berührt werden. (Die gleiche Haltung des Röhrchens beobachte bei allen Abimpfungen von Reinkulturen usw.!) Mit abgeglühter und wieder erkalteter Platinöse nimmt man nun eine Spur Bakterienmaterial auf und verreibt diese an der Glaswand mit dem obersten Teile der Gelatine im Röhrchen. Platinöse abglühen und fortstellen, Röhrchen mit dem Wattebausch verschliessen ; Verteilen der Bakterieneinsaat in der Gelatine durch Drehen, Neigen und Wiederaufrichten des Röhrchens (nicht schütteln, weil die entstehenden Blasen später leicht Kolonien vortäuschen. Gela- tine soll Wattebausch nicht berühren!) Nun fasst man das Röhrchen wieder wie vor angegeben, öffnet es und nimmt das zweite Röhrchen ebenso daneben. Mit steriler Platinöse überträgt man drei Ösen Inhalt von Röhrchen 1 in Röhrchen 2, glüht die Öse ab und schliefst 2* - 20 - beide Röhrchen. Nr. 1 zurück in das Wasserbad. Nr. 2 mischen wir vorher Nr. 1 und von Nr. 2 drei Ösen Inhalt in Röhrchen 3 übertragen, dann dessen Inhalt mischen. (Bei sehr bakterienreichem Material sät man weniger aus, überträgt von einem Röhrchen zum andern nur 1 — 2 Ösen oder besät noch ein viertes und fünftes Röhrchen; ev. ver- zichtet man darauf, das Röhrchen 1, das dann statt Nähr- substrat steriles Wasser enthalten kann, zur Platte auszugiessen.) Die Gelatine giesst man nach Abbrennen und Wieder- abkühlung des Röhrchenrandes auf dem horizontal gestellten Giessapparate auf vorher trocken in genieteten Blechbüchsen sterilisierte Glasplatten aus und verteilt sie mit dem Rande des Glases so, dass rings ein ca. 1 cm breiter Rand auf der Glasplatte bleibt Nach dem Erstarren der Gelatine bringt man die mit Nummern (1, 2, 3) beschriebenen Platten auf Glasbänkehen in grosse Doppelschalen , auf deren Boden man ein Stück feuchtes Fliesspapier legen kann. Die Platten dürfen nur so gross sein, dass man jede Stelle unter dem Mikroskop betrachten kann. Besser als Platten sind sterile DoppelSChälChen (sog. Petrischalen, flach, von 9 — 10 cm Durchmesser; grössere s. S. 75) , da sie ohne Giessapparat gefüllt werden können (Deckel beim Eingiessen des Substrates nur an einer Seite ein wenig lüften), von Luftkeimen nicht so leicht verunreinigt werden und durch das Bakterienwachstum etwa flüssig wer- dendes Substrat nicht abfliessen lassen wie Platten. Hat man weder Platten noch Schälchen zur Verfügung, so stellt man Rollröhrehen her. Man zieht eine Gummi- kappe über den Wattepropf des Röhrchens, hält dieses fast horizontal unter den Strahl der Wasserleitung und bringt die Gelatine durch schnelles Drehen des Röhrchens rings an den Wänden gleichmässig zum Erstarren. Der Wattepropf soll nicht von der Gelatine berührt werden. Es empfiehlt sich Röhrchen mit möglichst wenig Gelatine zu nehmen (höchstens 5 cem) und diese vor dem Rollen bis nahe an den Erstarrungspunkt abkühlen zu lassen. Im Sommer rollt man in einer Schale mit Eiswasser. Cave das Berühren mit der wannen Hand beim Fortstellen ! Wenig geeignet beim Vorhandensein stark verflüssigender Bakterien. Alle Kulturen sofort deutlich und genau mit Fettstift oder Glastinte (auch gewöhnlicher Tinte) oder (besser) mit Etiketten unter Datumangabe signieren! - 21 - 2. Agarplatten werden genau wie Gelatineplatten aus verflüssigten, auf ca. 40° abgekühlten Nähragarröhrchen her- gestellt (nur in Schälchen , nicht auf Platten, weil hier das Agar infolge Ausscheidens von Kondcnswasscr meist nicht festhaftet). Schnell arbeiten, weil Agar leicht erstarrt! (S. S. 11.) Schälchen vor Eingiessen leicht anwärmen. Roll- röhrchen gelingen schlecht. Man bewahre Agarschälchen mit der Deckelseite nach unten auf, weil aus dem Agar ausge- presstes Kondenswasser anderenfalls leicht alle oberflächlich gelegenen Kolonien konfluieren lässt. Über Herstellung von Serumagarplatten vergl. S. .16. VOPZÜge der Gelatine: Kolonien meist in charakte- ristischen Formen wachsend. Nachteile deP Gelatine : Bleibt fest nur bis höchstens 30° (in üblicher Weise hergestellt nur bis 22— 24°, besonders in Platten), nicht bei Körpertemperatur. Schnelle Verflüssi- gung (Peptonisierung) durch manche Bakterien störend bei Isolierung auf Platten. Vorzüge des Agars: Bei Körpertemperatur in festem Zustande zur Züchtung verwendbar. Keine Verflüssigung durch Bakterienwachstum, so dass Platten länger haltbar sind als solche von Gelatine. Nachteile des AgaPS: Kolonien oft wenig charak- teristisch wachsend. Verdünnungen mit Verbrauch von wenig Ge- latine Oder Agars: Man bringt eine Anzahl von Bouillon- oder Gelatinetröpfchen auf eine sterile Platte oder die Innen- seite des Deckels einer Petrischen Schale, besät den ersten Tropfen mit dem zu untersuchenden Materiale , von diesem den zweiten, von diesem den dritten etc. und von beliebigen Tropfen ein oder mehrere Gelatine oder Agarröhrchen , die man dann zu' Platten ausgiesst. Die Untersuchung der Platten. Die auf Platten entwickelten Kolonien untersucht man mit schwachem Objektiv, enger Blende und Hohlspiegel. Von Doppelschälchen hebt man den Deckel ab oder bringt sie, wenn man nicht abimpfen will, geschlossen mit der Bodenseite nach oben unter das Mikroskop. Zur Abimpfung von einer bestimmten Kolonie dient das sogenannte Fischen: Man stellt die zu untersuchende, auf der Platte entwickelte Kolonie mit schwacher Vergrößerung - 22 - ein, geht mit einer sehr feinen, kurzen, zweckmässig an der Spitze umgebogenen Platinnadel, ohne Mikroskopteile, Kultur- apparat und Kultursubstrat mit ihr zu berühren , unter das Objektiv, wobei man den kleinen Finger der die Nadel haltenden Hand fest auf den Objekttisch stützt , und tupft mit der im Gesichtsfeld auftauchenden Nadelspitze unter Kon- trolle des durch das Mikroskop schauenden Auges auf die Kolonie. Dann wird die Nadel ebenso vorsichtig wieder unter der Linse hervorgezogen. Das von der Kolonie abge- rissene Material benutzt man zur Herstellung von Präparaten oder Reinkulturen. Zu orientierender Untersuchung fertigt man KlatSCh- präparate : Auf die zu untersuchende Stelle der Platte legt man ein in der Flamme sterilisiertes und wieder abge- kühltes Deckglas, drückt es fest an und hebt es dann mit einer senkrecht gehaltenen, an zwei gegenüberliegenden Kanten des Deckglases anfassenden Pinzette ab, um es nach den unter Färbemethoden S. 33 gegebenen Regeln zu behandeln. Ge- eignet für allgemeine Orientierung über die vorhandenen Koloniearten oder zur Untersuchung ganz kleiner nicht fisch- barer, oberflächlich liegender Kolonien. — Von einer Platten- stelle, an der ein Klatschpräparat gemacht ist, darf nicht mehr zu Kulturzwecken abgeimpft werden, da beim Abklatschen die einzelnen Kolonien sich gegenseitig verunreinigt haben können. Zählung von Keimen (s. S. 105 u. 111). Herstellung und Fortzüchttiiig von Rein k ulturen. Herstellung aus Plattenkulturen: Man fischt (s. S. 21) etwas Material von einer isolierten Kolonie mit der Platinnadel und besät damit sterile Nährmaterialien in Röhrchen. In flüssigen Medien spült man die Nadel durch Hin- und Herbewegen ab. Auf festen undurchsichtigen Substraten streicht man sie an der Oberfläche mit einem Längsstrich oder durch Hin- und Herfahren über die ganze Fläche ab ; beiden in schräger Röhrchen- lage erstarrten durchsichtigen verfährt man ebenso (Strich- kultUP) ; cave Zerkratzen der Oberfläche ! Sticht man die Nadel in das in gerader Stellung des Röhrchens festgewordene durch- sichtige Substrat ein, so entsteht eine StiChkultUP. Will man das Wachstum im Stich unter dem Mikroskop (mit schwacher Vergrösserung) beobachten können, so macht man den Stich nahe der Wand des Röhrchens, sonst in dessen Mitte. - 23 - Fortzüchtung von Kulturen durch Übertragung einer kleinen Menge Materiales mit der ausgeglühten und vollkommen wieder erkalteten Platinnadel oder Öse auf neue Röhrchen mit Nährsubstrat. Haltung der Röhrchen dabei wie bei der Herstellung von Verdünnungen (vgl. S. 19) oder (nur Gelatineröhrchen !) mit der Mündung nach unten. Zur Erhaltung der kultivierten Bakterien genügt in der Regel Übertragung alle 4 — 6 Wochen auf neue Nährböden, doch erfordern manche, namentlich pathogene Arten häufigere Übertragung (z.B. Influenzabaz.,Gono-,Meningo-, Pneumokokken). Alte eingetrocknete Kulturen übergiesst man steril mit Bouillon, bebrütet 24 Std. und impft dann ab. — Monate lang halten sich auch empfindlichere Bak- terien lebensfähig, wenn man kurze Seidenfäden (Turner- seide 4) mit Kulturen von ihnen oder (besser) mit Blut und anderen eiweisshaltigen Flüss., in denen sie enthalten sind, tränkt, die Fäden im Exsikkator über CaC^ in sterilen Schälchen trocknet und dann in kleinen Reagenzgläschen be- wahrt, die in grösseren, am Boden CaCl2 unter Watte ent- haltenden, mit Gummistopfen fest verschlossenen stehen. Krsatz des Platten Verfahrens durch fraktionierte Aussaat. Statt das bakterienhaltige Material im Nährboden zu verteilen, diesen dann zu Platten auszugiessen und ihn beim Erstarren die Keime fixieren zu lassen, kann man durch Ausstreichen des Bakterienmateriales auf der Oberfläche von Nährböden, die in Doppelschälchen oder schräg in Röhrchen erstarrt sind, die Vereinzelung der Keime vornehmen. Man verfährt dabei derart, dass man mit einer Öse, einem ausge- glühten Platinpinsel (dieser zerkratzt leicht die Oberfläche bei der Aussaat !) oder einem sterilen Wattebäuschchen das auszu- säende Material aufnimmt und über die ganze Oberfläche des Substrates verstreicht. Von Schälchen genügt bei ihrer grossen Oberfläche oft eine zur Erzielung isolierter Kolonien, wenn man nicht gar zu viel oder zu bakterienreiches Material aus- sät. (Bei Aussaat mit der Öse tupfe man deren Inhalt auf eine Stelle der Oberfläche und verreibe mit dem parallel zur Substratoberfläche umgelegten Platindraht das Material über die ganze Fläche; auch winklig gebogene Glasstäbe ei sich zum Verteilen auf Platten.) Schräg erstarrte Röhi muss man gewöhnlich zu mehreren hintereinander b- — 24 - Hat der Nährboden in ihnen Kondenswasser ausgeschieden, so kann dieses als Verdünnungsflüssigkeit für das Bakterien- material dienen. So verfährt man z. B. bei Serumi öhrchen derart, dass man mit der materialbeladenen Platinöse in das Kondenswasser eines Röhrchens fährt, sie darin abspült und über die ganze Fläche des Serums hin- und herstreicht, dann mit derselben Öse sofort , ohne wieder das Aus- gangsmatcrial zu berühren, ebenso ein 2. oder 3. Röhrchen behandelt. Auf dem 2. oder 3. Röhrchen entwickeln sich dann meist isolierte Kolonien, von denen man Reinkulturen anlegen kann. — Bei Substraten, die man nicht beliebig oft aus dem festen Zustand in den flüssigen und wieder in den festen zurück verwandeln kann (so z. B. bei erstarrtem Blut- serum, Kartoffeln), ist diese Methode die allein verwendbare für die Isolierung von Keimen. Der Tierkörper als Reinkulturapparat. Manche pathognen Organismen kann man mit Hilfe des Tierkörpers aus Bakteriengemischen isolieren. Es ist dazu nötig, dass keine anderen für das Tier pathogenen und in dessen innere Organe eindringenden Keime in dem Gemisch vorhanden sind. Nach der Impfung (Technik S. 109) ver- breitet sich nur die eine pathogene Organismenart durch den Körper und kann nach dem Tode des Tieres aus dessen inneren Organen rein gezüchtet werden. (Anwendbar z. B. zur Isolierung von Milzbrand-, Mäuseseptikämie-, Tuberkel-, Rotzbazillen, Pneumokokken ) Bei Aussaaten aus Tierka- davern ist es meist besser, nicht gleich Reinkulturen, sondern erst Plattenkulturen anzulegen. Will man sofort Reinkulturen zu bekommen versuchen, so mache man keine Stich-, sondern Strichkulturen, in denen sich leichter etwaige fremde Kolonien bemerken lassen, niemals Aussaaten in flüssige Substrate, weil hier Verunreinigungen oft schwer erkennbar sind. Kulturen im hängenden Tropfen von Bouillon, Gelatine etc. machtVian zur direkten Beobachtung des Wachstums der Bakterien. Art der Anlage s. S. 1 u. 3. Kultur der Anaerob ien. Den zur Kultur der Anaerobien bestimmten Nährböden setzt man praktisch 1 — 2 °/o Traubenzucker zu, auch wohl 0,3—0,5 °/o ameisensauren Natrons oder 0,1 °/o indigodisulfon- ! - 25 - sauren Natriums (tärbt blau, wird beim AVachstum von Bak- terien meist durch Reduktion entfärbt — vgl. S. 30 sub 4). Viele Anaerobien sind Sporenbildner. Alan untersuche mikroskopisch das Material, aus dem sie isoliert werden sollen; findet man die Anaerobien (die dann oft an ihren Formen erkennbar sind) Sporen tragend, so kann man durch Erhitzen des ausgesäten Materiales für f/s Std. auf 55 — 70° die vegetativen Formen fakultativer Anaerobien, die man nicht mitzüchten will , abtöten , ohne die obligaten Anaerobien zu schädigen, und kann so ev. diese sofort in Reinkulturen er- halten. Stets aber auch Kulturen von unerhitztem Materiale anlegen ! Als Kulturmethoden empfehlen sich folgende : 1. Züchtung ohne Luftabschluss. Es gelingt, manche Anaerobien in hoch gefüllten Bouillonröhrchen ohne Luftabschluss zu züchten, wenn man die frisch aufgekochte Bouillon ohne Schütteln reichlich in den tiefsten Schichten besät und reduzierende Substanzen ihr hinzufügt; als solche können dienen Stücke von Tier-Leber, -Milz, -Nieren, -Gehirn, gekochtem Ei, Kartoffeln oder Organbrei, auch Platinschwamm. Die Zusätze dürfen nicht zu klein sein (etwa 1 g auf 10 ccm Bouillon), sie werden mit der Bouillon sterilisiert: B - soll alsbald nach Abkühlen erfolgen. Möglichst ohne Er- schütterung aufbewahren . 2. Züchtung mit mechanischem Sauerstoffab- schluss : a) Kultur in hoher Schicht. Reagenzglas;: V4 mit Nährgelatine oder Agar gefüllt, werden tüelr. kocht, durch Kühlung in Wasser ohne Umschütteln sehneU abgekühlt und besät. Zur Isolierung geeignet, wenn man das auszusäende Material im eben noch flüssigen Subßti dabei Luft durch Schütteln hinein zu bringen , gut \ und Verdünnungen wie beim Plattenverfahren durch pfung weiterer 2—3 Röhrchen anlegt. Nach d c giesst man vorsichtig (nach Abbrennen d düngen) den flüssig gemachten, aber höchs 40°^ warmen Inhalt eines zweiten und d hinein (auch auf Gelatine am besten nicht ; Agar aufgiessen). Zur Untersuchung wickelten Kolonien zertrümmert mal das Substrat an der gewünschten Stelle mit s Messer; oder man impft ohne ZcrtrümmnW — 26 - oben her mit langer Nadel oder einem soeben in der Flamme zu einer feinen Kapillare ausgezogenen Glasröhrchen von einer isoliert liegenden Kolonie ab. Fortzüchtung von Reinkulturen durch Stich- kulturen (Stich bis in die tiefsten Schichten reichend!) in Röhrchen , die zu 3/* mit Nährsubstrat gefüllt und frisch aufgekocht sind. Auf die Oberfläche kann man steriles Ol giessen , um das Wiedereindringen der durch das Kochen verdrängten Luft in den Nährboden zu verhüten. Unter 3 cm hoher Öl-, Paraffin, liquid.« oder Vaselineschicht wachsen viele Anaerobier auch in flüssigen , frisch ausgekochten Substraten (unsaubere Methode, bei Fortimpfungen stört das Fett!) — Weitere Mo- difikationen s. bei Ghon und Sachs, C. B. I. Or. 32. S. 403. Auch im geschlossenen Schenkel von Gärröhrchen (s. S. 29) vermögen Anuerobien zu gedeihen, ebenso in anderen Gär- gefässen (s. S. 29 Abs. 3 am Ende). b) Man entfernt die Luft mittelst der Luftpumpe (G ruber).. Das besäte Röhrchen wird in ein Wasserbad von 30 — 35 ° (Agar 42°) gesetzt. Durch den das Röhrchen verschliessen- den paraffinierten Gummistopfen geht ein dicht unter dem Stopfen endendes Glasrohr, das mit der Luftpumpe in Ver- bindung gesetzt wird. Das Nährsubstrat gerät im luftver- dünnten Raum ins Sieden, nach etwa x/4 Std. ist alle Luft ausgetrieben , worauf das Saugrohr an einer vorher ausge- zogenen Stelle zugeschmolzen wird. Gelatine kann man schliess- lich wie im Rollröhrchen (s. S. 20) verteilen. — Die Methode mit 3. kombiniert vgl. Emmerling, Hyg. Rdsch. 1904 S. 452. 3. Züchtung unter Absorption des Sauerstoffes (Buch n er): Man setzt die besäten Röhrchen oder Schälchen (diese offen, übereinander, durch Glasleisten voneinander ge- trennt) in ein luftdicht verschliessbares Glasgefäss (z. B. in ein weites Reagenzglas mit paraffiniertem Gummistopfen oder in einen Exsikkator). Auf dessen Boden oder in ein offenes Schälchen in ihm bringt man Pyrogallussäurelösung und setzt im letzten Augenblick vor dem Schliessen des Gefässes mit einer Pipette Kalilauge dazu. Die alkalische Pyrogalluslösung absorbiert den Sauerstoff. Für 100 cem Luft rechnet man nach Buchner 1 g Pyrogallussäure (gelöst in 2 — 3 cem Wasser) und 10 cem folgender Kalilauge: Liquor. Kai. caust. (15%ige KHO) 1,0, Aq. 10,0 oder, nach Hammerl, 2 g - 27 — Pyrogallussäure gelöst in 1,5 ccm 50°/oiger KOH. Die völlige Absorption des O beansprucht bei Bmtwärme etwa. 24 Stunden; setzt man die Lauge heiss zu, erfolgt sie schneller. Doppelschalen für O-Absorption eingerichtet s. Schüler, C. B. I. Or. 37 S. 298 u. Dreuw, ebda. 36 S. 748; Absorption mit Phosphor s. Sellards, ebda. 37 S. 632. 4. Züchtung bei Verdrängung des Sauerstoffes durch Wasserstoff: a) Mit Durchleitung von Wasserstoff. Durch eine Bohrung im Gummistopfen des mit Nährsubstrat beschickten und besäten Kulturkolbens oder Röhrchens reicht ein über dem Stopfen rechtwinklig geknicktes Glasrohr tief in die Nährflüssigkeit, durch die andere Bohrung geht ein gebogenes Glasrohr bis dicht unterhalb des Stopfens. (Spritzflaschenkon- struktion !) Durch das erste Rohr wird reiner, in JK-Lösung und in Pyrogallussäurelösung + KOH gewaschener H von einem Kipp sehen Apparate zugeleitet, so lange bis das Gas, das aus der in eine feine Spitze ausgezogenen Mündung der anderen Röhre ausströmt, angezündet mit ruhiger kleiner Flamme abbrennt. Dann wird, während der H weiterströmt, zuerst diese Mündung, darauf das zuleitende Glasrohr zuge- schmolzen. Der Gummistopfen kann zwecks besseren Luftab- schlusses mit geschmolzenem Paraffin Übergossen werden. Aus Gelatinekulturen kann man nach beendetem Durchleiten des H Rollröhrchen (s. S. 20) machen. Cave wegen Explosionsgefahr zu zeitiges Anzünden des ausströmenden Gases ! Am besten hält man ein kleines Rea- genzglas über die Ausströmungsöffnung und entzündet dessen Inhalt, wenn man annehmen kann, dass alle darin enthalten gewesene Luft verdrängt ist, über der Flamme. Brennt das Gas ruhig unter ganz geringem Puffen ab, so war es reiner Wasserstoff; 'man kann dann das ausströmende Gas anzünden. Oder man leitet das Rohr in Seifenwasser und wartet, bis die Seifenblasen angezündet nicht mehr knallen. Modifikation der Methode für Kulturen in Schälchen (Blücher): In eine genügend grosse Glasschale füllt man etwa 1 cm hoch Pyrogallussäurelösung und setzt in ihre Mitte, auf einem Drahtgestell erhöht, das besäte Kultur- schälchen mit Agar oder Gelatine ohne Deckel. Über das Schälchen stülpt man einen Trichter derart, dass sein Rand rings in das Paraffin eintaucht, und beschwert ihn mit einem Bleigewicht. Durch das Rohr des Trichters wird H durch- - 28 — geleitet , der die Luft unter dem Trichterrand hervordrängt. Nach längerer Durchleitung klemmt man den das Gas zu- leitenden Gummischlauch über dem Trichterrohr mit einem Schrauben-Quetschhahn zu , schneidet den Schlauch über der Klemme ab und füllt den Schlauchrest über dem Quetsch- hahn mit Paraffin, liq. Endlich lässt man mittelst Pipette noch KOH (vgl. S. 26 sub 3) zu der Pyrogalluslösung hin- zuf Hessen und giesst zwischen Schale und rrichterrand etwas Paraffin, liquid. — Grosse Apparate für viele Kulturen von Botkin (Zschr. f. Hyg. Bd. 9) u. Novy (C. B. 16). b) Mit Einleitung von Wasserstoff (Fuchs). Das besäte Röhrchen mit Nährsubetrat wird mit der Mün- dung nach unten in einen Malier eingeklemmt (bei Agar und Serum das Kondenswasser vorher abgiessen) und geöffnet. Nun leitet man einige Minuten lang \Yasscrstoff ein, indem man eine mit dem 1 1-Kntw ieklei verbundene Glasröhre bis in die Kuppe des Röhrchens einführt. Allmählich senkt man die Röhre bis zur Mündung des Reagenzglases und schliesst dieses dann in derselben Haltung sehr schnell fest mit einem sterilen Gummipfropfen, worauf die Gläschenmündung in ver- flüssigtes Paraffin getaucht wird. Aus diesem herausgenommen wird das Röhrchen auf dem Pfropfen stehend aufbewahrt. Benutzt man die Methode für schräg erstarrte Agarröhrchen, so wähle man ein etwas hoch konzentriertes, nicht zu frisches Agar mit einem Gehalt von lJ2°lo Gummi arabicum, damit der Nährboden nicht allmählich auf den Stopfen hinabrutscht und sich dort zusammenballt. — Kann zur Isolierung von Anaerobien in fraktionierter Aussaat (s. S. 23) dienen. Verfahren zum Studium besonderer Ijebeiiseigenschafteii der Bakterien. 1. Untersuchung auf Sauerstoff bedürfnis. Man lege Kulturen nach einer der Anaerobienzüchtungsmethoden 2 bis 4 (S. 24 ff.) an. Obligat aerobe Bakterien versagen dann das Wachs- tum. (Zugleich den selben Nährboden bei Luftzutritt besäen!) Einfachste Proben : Ob Entwickclung im geschlossenen Schenkel des Gärröhrchens (s. sub 2) und bei Kultur in hoher Schicht (s. S. 25 sub 2a) in den tiefsten Teilen des Substrates auftritt. 2. Untersuchung auf Gärungsvermögen. Als Substrat dienen Nährmedien mit einem Gehalt von etwa 0,25 — 0,5 °/o Trauben- (cv. anderem) Zucker (vgl. S. 9 Nähr- bouillon unter 1 !). Die Nährböden sollen von anderem - 29 - Zucker als dem absichtlich zugesetzten frei sein. Man stelle daher, falls es sich um Bouillonsubstrate handelt, diese aus altem, etwas faulem Fleisch her. Dann prüfe man eine Probe der Bouillon mit Bact. coli Einsaat im Gärröhrchen (s. unten) auf Zuckergehalt ; ist vergärbarer Zucker vorhanden, so besäe man die Bouillon mit Bact. coli, bebrüte 6 — 12 Std. bei 37 °, koche auf, filtriere (ev. nach S. 7 Nr. 4c), prüfe aufs neue im Gärröhrchen mit Coli und wiederhole , wenn noch Gas- entwickelung erfolgt, den Vorgang. Schliesslich Neutralisation und Zusatz der zu prüfenden Zuckerart. Man neutralisiere mit Natronlauge oder Dinatriumphosphat, nicht mit Natrium- karbonat, weil sonst eventuell durch stärkere, beim Bakterien- wachstum entstehende Säure die CO2 in Bläschen ausgetrieben werden kann und dadurch Zuckervergärung vorgetäuscht wird. In festen zuckerhaltigen Nährböden bilden sich beim Wachs- tum gärungserregender Organismen (Aussaat in Stichkultur oder durch Verteilung im verflüssigten Substrate) Gasblasen, die den Nährboden zerreissen. Als besondere Kulturapparate benutzt man V-förmig ge- bogene Glasröhrchen (oder sogenannte Gärungskölbchen), deren einer, längerer Schenkel geschlossen ist und ganz mit der gewählten gärungsfähigen Nährflüssigkeit gefüllt sein muss ; in ihm sammelt sich das bei der Gärung entwickelte Gas. Der offene, mit Wattebausch versehene Schenkel soll nur ganz wenig Flüssigkeit enthalten oder eine kugelförmige Er- weiterung über dem Flüssigkeitsspiegel besitzen, da er beim Eintreten von Gärung die vom Gas verdrängte Flüssigkeit aufnehmen muss. — Man kann auch Bouillonröhrchen bis dicht unter die Mündung füllen und mit einem Gummistopfen versehen, dessen Unterfläche die Bouillonoberfläche berührt und durch dessen Bohrung ein etwa 30 — 40 cm langes oder, wenn kürzer, oben kugelförmig erweitertes, mit Wattebausch verschlossenes Glasrohr bis tief in die Bouillon hinabführt. Das sich entwickelnde Gas sammelt sich unter dem Pfropfen und drängt die Bouillon in dem Glasrohr in die Höhe. (Auch zur Anaerobienzüchtung brauchbar, wenn Pfropfen und Bouillon sich ohne Lufteinschluss berühren.) 3. Untersuchung auf Alkali- und Säurebildung*. Qualitativ: Am einfachsten Prüfung der Reaktion bewachsener und zum Vergleiche auch unbesäter Proben desselben Nähr- bodens durch Tüpfeln auf Lackmuspapier. Quantitativ : Ti- trieren abgemessener Mengen mit ^10 oder auch 1[i 00 Normal- - 80 - Säure oder -Lauge mit Lackmus oder Phenolphthalein als Indikator. Zur Sichtbarmachung der im Nährboden durch das Wachstum von Bakterien erfolgenden Reaktionsverän- d e r u n g kann man dem Substrat einen geringen Zusatz von Lackmustinktur oder Azolitminlösung 1 : 100 Aq. geben und die Reaktion so einstellen, dass ein Tropfen l/10 Normal- Säure- oder -Alkalizusatz deutliche rote oder blaue Färbung gibt; dann sterilisieren (ändert sich die Reaktion dabei, sie korrigieren, dann nochmals sterilisieren) und besäen. Oft wird der Lackmusnährboden, besonders in den tieferen Schichten, durch Reduktion (vgl. auch unten sub 4) des Farbstoffes beim Wachstum der Bakterien entfärbt. Dann versuchen , ob beim Schütteln des Substrates (Sauerstoffauf- nahme !) die Farbe wiederkehrt. Reaktionsveränderung ist ferner sichtbar in Petruschkys Lackmus- Molke: Milch wird auf etwa 40—50° erwärmt, mit Aq.commun. ^ und soviel (nicht zuviel) verdünnter Salz- säure versetzt, dass alles Kasein ausfällt. Abfiltrieren vom Niederschlag. Neutralisieren des Filtrates mit Sodalösung (genau!), 1 — 2 Std. kochen im Dampf, filtrieren bis zur Klar- heit (eventuell Reaktion korrigieren) — Farbe soll wasser- hell bis grünlichgelb sein — , sterile Lackmustinktur bis zur Violettfärbung zusetzen, abfüllen, sterilisieren. Weitere gefärbte Nährböden zum Nachweis von Reak- tionsveränderungen s. unter Typhus- u. Ruhrbaz., S. 67 ff. u. 80, und Meningokokken. S. 90. Bei Agar und Gelatine ist auch Hinzufügen fein ge- schlämmter sterilisierter Kreide zum Nährboden vor Besäung brauchbar. Durchsichtigwerden des Mediums in der Um- gebung einer Kolonie oder Kultur beweist Säurebildung durch sie. 4. Untersuchung auf Reduktionsvermögen. Züchtung auf Nährsubstraten mit Zusatz von farbigen, durch Reduktion leicht entfärbbaren Substanzen, wie indigodisulfon- saurem Natrium (S. 24 unten), Lackmus (s. oben Abs. 2), Me- thylenblau (von diesem nicht mehr als 1 — 2 Tropfen 1 °/oiger Lösung auf 100 Nährsubstrat, da sonst Entwickelungshem- mung zu befürchten!). Entfärbung tritt nur in den der Luft nicht zugänglichen Nährbodenteilen ein, daher eignen sich anaerobe Kulturen und feste Substrate zur Beobachtung der Reduktion am besten. Durch Reduktion entfärbte flüssige — 81 — Substrate gewinnen beim Schütteln mit Luft ihre Farbe wieder. 5. Untersuchung auf Schwefelwasserstoffbil- dung. Man setzt dem Nährboden etwa 3°'o Eisentartrat zu (frisch durch Versetzen von Fe Cl3 - Lösung mit KOH gefälltes Fe(OH)3 wasche aus, presse in Tuch aus, löse in Weinsäure, adde der fertigen Nährgelatine, sterilisiere im Dampf) ; oder man klemmt ein Stückchen angefeuchteten Bleipapiers unter den Wattepfropfen, so dass es in das Röhrchen hineinragt ; oder man befeuchtet das untere Ende des Watte bausches in der Röhrchenmündung mit aufgekochter Blei- zuckerlösung. Eine Schwärzung des Nährbodens oder des Papiers oder des Wattebausches zeigt H2S-Bildung an. 6. Untersuchung auf Indolbildung. 1. Nach K i tas a to-Sa lko w ski. Füge zur Reinkultur in Bouillon oder Peptonwasser 1 ccm ca. 0,01 °/o iger KNOo- lösung und 1 ccm reinste II^SO^ (1 + 3 Aq. dest). Rot- färbung innerhalb 5 Minuten zeigt Indolbildung an. Be- sonders empfindlich bei Überschichten der mit H^SO* ver- setzten Kultur mit der KNOj-lösung (roter Ring!). — Manche Bakterien bilden Indol und reduzieren zugleich im Pepton enthaltene (oder eigens zugesetzte) Spuren von Nitraten zu Nitriten (Cholera vibrio und ähnliche). Ihre Kulturen geben daher Rotfärbung bei Zusatz von H2SO4 allein (ohne KN02 Zusatz) — sog. Nitrosoindol- reaktion (Nährböden s. S. 14). 2. Nach Ehrlich (Böhme, C. B. I. Or. 40 S. 129). Zu 10 ccm flüssiger Kultur 5 ccm Lösung a) , dann 5 ccm Lösung b), Schütteln. Bei Indolbildung Rotfärbung binnen 5 Min. Empfindlicher als Verfahren 1 . Lösung a) : Para- dimethylamidobenzaldehyd 4 + 96G/oigen Alkohol 380 -f- konzentr. HCl 80- Lösung b) : Gesätt. wässer. Lösung von Kaliumpersulfat (KvSoOs). 7. Untersuchung auf Proteinoehrombildung. Kulturen in 5°/<>iger PeptonbouiUin oder 3 °/o igem Pepton- wasser werden mit Essigsäure leicht angesäuert und dann tropfenweise mit frisch bereitetem gesättigten Chlorwasser versetzt. Rotviolette Färbung (oder bei Überschichtung mit Chlorwasser rotvioletter Ring an der Berührungsfläche) zeigt Proteinoehrombildung an. (Erdmann und AYinternitz, M, M. W. 1903 S. 982.) - 32 — 8. Untersuchung auf Lichtentwiekelung (Phos- phoreszenz). Züchtung häufig vorteilhaft auf Gelatine oder Agar aus dünner Seefisch- oder auch Fleischbouillon mit 1 <>/<> Pepton, 0,5 °/o Glyzerin und 3 °/0 NaCl oder KCl oder KNO3 , neutralisiert , besät in oberflächlicher Schicht (weil Luftzutritt nötig). Betrachtung der Kulturen im dunklen Räume mindestens einige Minuten, da Lichtschein oft erst all- mählich wahrnehmbar wird. Manche Arten leuchten nur in ganz jungen Kulturen und kurze Zeit. 9. Untersuchung auf Resistenz gegen Erhitzen Und Austrocknen. Resistenz gegen Erhitzen im feuchten Zustande. Man lässl gut entwickelte flüssige Reinkulturen in sterile Kapillarröhrehen aufsteigen, schmilzt diese an einer oder beiden Seiten zu und setzt sie im Wasser- fcade »»der Dampfstrom der zu erprobenden Temperatur eine bestimmte Zeit aus. Die darauf mit Sublimat, Alkohol und Äther abgewaschenen Kapillaren werden mit steriler Pinzette in Röhrchen mit geeigneter Nährlösung geworfen und darin mit sterilem Glasstabe zertrümmert. Beobachiung auf Wachs- tum stets mehrere Tage lang. Sporen vertragen stets 60° über :/2 Stunde lang, meist 80° 10 Minuten lang. — Auch ganze Bouillonkulturen kann man wie vorgeschrieben erhitzen ; sie müssen bis über ihr Flüssigkeitsniveau in das Wasserbad eintauchen; Thermometer in ein Röhrchen zur Kontrolle des Temperaturganges ! Nach Erhitzen schnell abkühlen ! Ehe man von ihnen aus andere Röhrchen beimpft, bebrütet man sie zweckmässig einige Tage lang bei geeigneter Temperatur ; dabei haben etwa noch überlebende vereinzelte Keime Gelegenheit , sich zu vermehren und sind dann bei (reich- licher) Abimpfung auf frische Bouillon leicht nachweisbar. Resistenz gegen Austrocknen: Kulturmaterial (Bouillonkultur oder fein und gleichmässig aufgeschwemmtes Bakterienmaterial von Kulturen auf festem Substrat) an sterile Deckglassplitterchen, Granaten oder Hornstäbchen in sterilem bedeckten Schälchen antrocknen lassen , von Zeit zu Zeit Aussäen in Nährlösung. Auch zur Prüfung der Wirkung trockenen Erhitz ens geeignet. Ebenso kann man sterile Seidenfädchen mit Kulturmaterial tränken, trocknen lassen und zur Prüfung der Resistenz gegen Trockenheit, trockene Hitze, Dampfwirkung (in Fliesspapierhülsen einge- schlossen für bestimmte Zeit in den Dampfapparat bei 100 ° - 83 - heissem Dampf gehängt etc ) benutzen, (Milzbrandsporen- fäden s. S 54). 10. Untersuchung auf Resistenz gegen ehemische Desinfektionsmittel. Entwicklungshemmende Kraft von Desinfektionsmitteln festzustellen durch Züchtung auf Nährböden mit bestimmtem Gehalt des Desinfektionsmittels. Abtötende Wirkung von Desinfektionsmitteln am einfachsten zu prüfen durch E inlegen an geeigneten Gegen- ständen (s. S. 32 Abs. 3) angetrockneter Bakterien in verschieden starke Lösungen über wechselnde Zeit. Vor Aussaat in Nährlösungen, Abspülen in sterilem Wasser oder Auswaschen in einer das Desinfiziens bindenden, selbst nicht desinfizieren- den Lösung, oder aber Aussaat in reichlich Nähilösung unter kräftigem Umschütteln. 11. Untersuchung auf Pathogenität b. S. 109 ff. 12. Untersuchung auf Giftbildung. Gift kann entweder im Nährsubstrat gelöst oder in i\cn l'.akterienleibern enthalten sein. Gelöste Gifte im Substrat: Kulturen in Flüssigen Medien keimfrei filtrieren (s. S. 7 sub 4 c) , Filtrat Tieren applizieren (vgl. S. 109). Gifte in Bakterienleibern: Kulturen auf festem Substrat durch Chloroform- oder Toluoldämpfe ab- töten. (Einige Tropfen Chloroform- oder Toluol auf die Unter- seite des Wattepfropfens träufeln, Röhrchen mit dem Watte- pfropfen und doppelter Gummikappe schliessen , eine bis mehiere Stunden im Brutapparat bei 37° halten; Vorsicht, dass andere Kulturen im Brutschrank nicht leiden!), dann ohne Substratbeimischung auf Tiere verimpfen ; zugleich durch Aussaat auf Substrat prüfen , ob alle Keime abgetötet sind ! (Dosieren des Impfmaterials vgl. S. 111.) V. Die Färbemethoden. Allgemeines. Herstellung: der Präparate. 1. Ausstriehpräparate. Ausstrich : Auf ein sauber geputztes Deckgläschen (Objektträgerausstriche s. S. 36) bringt man mit der Platinöse ein Tröpfchen "Wasser und überträgt in dieses ein wenig von Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 3 - 34 - dem zu untersuchenden Materiale mit Platinöse oder -Nadel. Nun verteilt man das Tröpfchen in gleichmässiger dünner Schicht über das Deckgläschen (das völlig fettfrei sein muss, damit dies gelingt, — Reinigung s. S. 5) und lässt das Prä- parat lufttrocken werden, was man durch leichtes Erwärmen des, zweckmässig zwischen zwei Fingern an den Kanten ge- haltenen, Deckglases mit der bestrichenen Seite nach oben über der Flamme beschleunigen kann. Flüssigkeiten , welche nicht zu zahlreiche Bakterien ent- halten, Blut, Eiter bringt man direkt ohne Wassertröpfchen auf das Deckglas (Blut s. auch S. 102!). Von Organen reisst man mit steriler Pinzette Stückchen ab und streicht damit über das Deckglas, oder man drückt das Gläschen leicht auf eine Organschnittfläche. Schwer ausstreichbare Substanzen, wie zähe Sputa, Geschwulstknoten, manche Bakterienkulturen es sind , kann man auch zwischen zwei Deckgläschen , die man darauf mit 2 Cornetschen Pinzetten voneinander zieht, zerquetschen. Vorsicht, dass die Finger nicht beschmutzt werden ! (Klatschpräparate s. S. 22). Fixierung : Das lufttrockene Deckgläschen fast man mit zwei Fingern (wenn der Rand nicht beschmutzt ist, sonst mit der Cornetschen Pinzette) an den Kanten und zieht es, mit der bestrichenen Seite nach oben, dreimal langsam durch die Gas- oder Spiritusflamme. Man muss dabei ein leichtes Brennen an den Fingern fühlen, dann ist die leichte Tem- peratur erreicht. Das so fixierte Deckgläschenpräparat kann man zu beliebiger Zeit färben. Schonender und z. B. für Blutpräparate vorzuziehen ist Fixierung in Alkohol absol. , auch -|- Äther ü , für 2 — 10 Min. und länger. Für Darstellung feiner Gebilde ist Fixierung mit Osmiumsäure angebracht : In kleinem Schälchen, das mit Drahtnetz bedeckt in grösserer Glasdose mit fest schliessendem Deckel steht, hat man 5 cem 1 °/0 iger Osmium- säure (ev. -f- 10 Tropfen Eisessig bei Blutpräparaten). Auf Drahtnetz mit bestrichener Seite nach unten noch feucht Deck- glasausstrich 1/2 — 2 Min. legen, danach ev. Abspülen in ganz schwacher KMnO-ilösung. Dann trocknen an Luft und färben. Drahtnetz jedesmal nach Gebrauch ausglühen ! Osmiumsäure- lösung bleibt mehrere Wochen wirksam. (S. auch S. 50.) Ist man im Zweifel, welche Deckglasseite bestrichen ist, so hauche man auf das Glas — die unbestrichene Seite er- scheint dabei gleichmässig matt (beschlagen), die be- - 35 - strichene nicht — oder versuche, auf welcher Seite eine feine Nadel etwas von der Schicht abzukratzen vermag. Färbung: Zum Färben fasst man das Deckgläschen in eine für gewöhnlich schliessende , bei Druck sich öffnende (Cornetsche) Pinzette, gibt soviel Farblösung mit einer Pipette (diese soll das Deckglas nie berühren!) darauf, dass das ganze Deckgläschen schwappend bedeckt ist, und färbt bei einfachen Färbungen (Lösungen s. S. 40 ff.) 5 Minuten in der Kälte oder 10 — 60 Sekunden unter Erwärmen über der Flamme. Zur Färbung kann man die Deckgläschen auch mit der bestrichenen - Seite nach unten auf Uhrschälchen voll Farblösung, eventuell unter Erwärmen der Schälchen (auf Dreifuss mit Drahtnetz) schwimmen lassen. (Bequem bei lange dauernden Färbungen.) AbSpülung : Bei einfachen Färbungen spült man darauf mit Wasser (destilliertes hier nicht erforderlich) ab, legt das Gläschen mit der gefärbten Seite nach unten auf einen Ob- jektträger und wischt seine Oberfläche, indem man eine Ecke des Gläschens mit einer Fingerspitze fest auf den Objekt- träger drückt, sorgfältig mit Fliesspapier ab. Darauf wird mikroskopisch untersucht (vgl. S. 1 ff.). Sieht man Teilchen des Präparates sich be- wegen und umherschwirren , so ist dies ein Zeichen , dass nicht genügend in der Flamme fixiert oder zu stark abgekühlt worden ist. Verdunstet während der Untersuchung das Wasser zwischen Deckglas und Objektträger, so setzt man einen Tropfen Wasser an den Rand des Deckglases, der sich schnell zwischen beiden Gläsern verbreitet. Soll das Deckgläschen nach der Färbung noch mit anderen Flüssigkeiten behandelt werden, so bringt man diese direkt auf das Deckglas oder in Likörgläser (mit flachem Boden) oder dergl., in die man das Deckglas eintaucht. Einlegen der Präparate : Statt in Wasser kann man Deckglaspräparate auch in Immersionszedernöl oder Kanadabalsam untersuchen. Man stellt das Deck- gläschen senkrecht , an irgend einen Gegenstand gelehnt , auf Fliesspapier und wartet bis es trocken geworden ist oder man trocknet das gefärbte und abgespülte Deckgläschen vor- sichtig zwischen Fliesspapier (nur drücken, nicht wischen, weil sonst Teile der Schicht verloren gehen ! Abpinseln der Fliesspapierfasern mit trockenem Pinsel). Dann gibt man ein Tröpfchen Immersionszedernöl oder in Xylol gelösten, 3* — 56 - dickflüssigen Kanadabalsam auf die gefärbte Seite des Deck- glases und kippt es mit dieser nach unten auf einen sauberen trockenen Objektträger. Über den Rand des Deckgläschens soll Balsam oder Öl nicht hervorquellen; ev. entfernt man den Überschuss nach einigen Tagen, wenn er starr geworden ist und das Deckglas bereits fest an dem Objektträger haftet, mittelst xylolbefeuchteten Fliesspapiers; ebenso beseitigt man auf dem Deckglas zurückgebliebenes Ol. — Kanadabalsam zieht oft allmählich die Farben aus ; daher ist Immersionszedernöl besser für aufzubewahrende Präparate. Sofort etikettieren! Will man in Wasser untersuchte Deckgläschen zur Auf- bewahrung einlegen, so wischt man zunächst mit Fliesspapier das Immersionsöl von ihrer Oberseite, schwemmt sie dann, indem man rings um ihren Rand reichlich Wasser auf den Objektträger bringt, von diesem ab, lässt trocknen und legt ein wie oben beschrieben. Präparate auf Objektträgern: Wie auf Deck- gläschen kann man auf Objektträgern T rocken präparate her- stellen. Empfehlenswert, wenn man viel Material auf ein- mal färben und untersuchen will. Fixierung und Färbung der Schicht wie bei Deckgläschen. Zur Untersuchung Trock- nung der Schicht mit Fliesspapier oder an der Luft , Auf- tropfen von Immersionsöl und Untersuchung ohne Deckglas. Falls Konservierung erwünscht, die wichtigste Stelle mit Deck- glas bedecken. Bestimmung der Grösse von Bakterien ungefähr durch Vergleich mit roten Blutkörperchen möglich (diese haben 7 — 9 [Jt Durchmesser) ; sind solche nicht vorhanden (z. B. in Kulturen), Mischung des Bakterienmaterials mit einem Tröpf- chen Fingerblutes. Genaue Messung mit Mikiometermasstäben im Okular usw. 2. Sehnittpräparate. Härten von Gewebsstüeken : Man härtet kleine, womöglich nicht über 1 cem grosse Organstücke mindestens drei Tage in mehrfach erneuertem absoluten Alkohol. (Auf den Boden des zur Härtung dienenden Gefässes bringt man einen Bausch Fliesspapier; liegen die zu härtenden Gewebsstücke darauf, so befinden sie sich stets in den höheren wasserärmeren Schichten des Alkohols. So können sie jahrelang konserviert werden, doch leidet die Färbbarkeit mancher Bakterien all- - 37 — mählich.) Vor der Alkoholhärtung kann man die Stücke auch behufs guter Fixierung 12—24 Stunden in 5 fach verdünntes Formalin einlegen. — Schnellmethoden s. S. 38. Zum Schneiden braucht man ein Mikrotom und sucht sehr dünne Schnitte zu erreichen. Man bereitet die gehärteten Gewebsstücke dazu durch Aufkleben oder Einbetten vor, wozu sich folgende Methoden empfehlen (1 nur für festere und parenchymatöse Gewebe): 1. Aufkleben mit Glyzerin gelatine : Solve Ge- latine 10 in Glyzerin 40 4- Aq. 20 durch Erhitzen. Ein Tropfen davon wird auf ein Korkstück gebracht , das zu schneidende Stück darauf gedrückt und das ganze nach ein paar Minuten in absoluten Alkohol geworfen Nach einigen Stunden ist die Glyzeringelatine erstarrt und das Stück schnitt- fähig. Die .Schnitte werden in einem Schälchen mit 50°/o- igem Alkohol aufgefangen; das Messer damit beim Schneiden befeuchten. 2. Einbettung in Celloidin: Die in Alkohol ge- härteten Stücke kommen 1 — 8 Tage in dünnflüssiges, in Alkohol und Äther ^ gelöstes Celloidin, darauf ebenso lange in dick- flüssiges , dann werden sie mittelst eines Spatels samt dem anhaftenden Celloidin auf Kork- oder Holzwürfelchen über- tragen, dabei nicht zu fest andrücken ! Wenn das Celloidin nach einiger Zeit an der Luft leicht betrocknet ist, kommen die Stücke in 50 — 60°/oigen Alkohol (nicht absoluten \) , um das Celloidin fest werden zu lassen, und sind dann nach etwa 24 Stunden schnittfähig. Die Schnitte werden in einem Schälchen mit 50 °/o igem Alkohol aufgefangen ; das Messer damit beim Schneiden befeuchten. 3. Einbettung in Paraffin: Die gehärteten Stücke werden für einige Stunden (bis sie durchscheinend werden) in Xylol gebracht, dann ebenso lange in eine gesättigte Lösung von Paraffin in Xylol, dann in verflüssigtes, ca. 50° warmes Paraffin (durch Mischen verschiedener Sorten stellt man sich Paraffin von diesem Schmelzpunkt her); hierin bleiben sie (im ca. 50 ° warmen Paraffinofen, reguliert wie Brutapparat) 1 — 2 Stunden. Das alsdann mit Paraffin vollgesaugte Organ- stück nimmt man mit einem Spatel heraus , legt es auf eine reine Glasplatte, stellt einen viereckigen, ca 2 cm hohen Rahmen aus Glas, Metall oder Pappe so um das Präparat, dass es in der Mitte liegt, giesst das heisse Paraffin in den Rahmen und sorgt für schnelles Erstarren des Paraffins, (kalt stellen, Glas — 38 - platte in kaltes Wasser tauchen). Die Paraffinblöckchen werden durch eingeritzte Schrift oder mit Etiketten (anstecken mit Nadel) bezeichnet. Vor dem Schneiden entfernt man mit dem Messer das Paraffin bis in die Nähe des eingebetteten Ob- jektes. Schneiden mit trockenem Mikrotommesser. Die Schnitte in eine Schale mit Wasser von 40 — 45 ° bringen. Hier breiten sich die Schnitte an der Oberfläche sofort glatt aus. Man fängt sie dann aus dem Wasser mit einem sauberen Objektträger von unten her so auf, dass sie glatt auf dem Wasser liegen, stellt den Objektträger schräg, damit das Wasser abläuft, trocknet vollständig durch Einstellen in den 87 °-Brutapparat und bringt dann den Objektträger mit dem Schnitt in den Paraffinofen, bis tlas Paraffin eben schmilzt und abzulaufen beginnt. Alsdann entfernt man es durch Spülen mit Xylol, danach das Xylol mit Alkohol absol. Der Schnitt haftet fest am Objektträger. 4. Einfrieren in AniSÖl: Die Gewebsstücke werden durch Abtupfen mit Fliesspapier vom Alkohol möglichst be- freit und wenigstens 24 Std. in Anisöl eingelegt. (Anisöl in 37° -Brutschrank verflüssigt, mit den Organstücken in gut schliessende Glasbüchsen gegeben und im 37 °- Brutschrank gehalten.) Dann werden sie mit einigen Tropfen des Öles auf das Gefriermikrotom übertragen; das Öl wird mit Äther- gebläse zum Gefrieren gebracht und das Objekt nun geschnitten. Die Schnitte fängt man in 7 ° warmem Anisöl auf und befreit sie nach dem Auftauen durch Absaugen des Öles und Ein- legen in wiederholt erneuerten Alkohol absol. vor der Färbung vom Öl. — Ähnlich lässt sich Kakaobutter verwenden. Sehnellhärtung und -einbettung: a) nach Lübars ch (D. m. W. 03 Nr. 48). Die Gewebs- stücke (möglichst frisch), 1 — 5 mm dick kommen in der Wärme (Paraffinofen von 50— 60°) 1. in 10°/<.iges Formalin 10 — 15 Min. 2. in 95 °o igen Alkohol (einmal wechseln!) 5 — 10 Min. 3. in absol. Alkohol (einmal wechseln!) 10 Min, 4. in klares Anilinöl, bis sie völlig durchsichtig sind (10 bis 30 Min. 5. in Xylol (zwei- bis dreimal wechseln, bis es nicht mehr gelb wird) 15 — 20 Min 6. in Paraffin 10 — 60 Min. Dauer des Verfahrens ll/2— 3 Stdn. b) nach Henke-Zeller (Ctrbl. f. path. Anat. 05 Nr. 1). Die 1 — 3 mm dicken Gewebsstücke bei 37 ° für 30 — 40 Min. in wasserfreies Aceton , ebenso lange in Paraffin. Dauer des Verfahrens 1 — 1 /2 Stdn. - 39 - c) nach Scholz (D. m. W. 05 Nr. 11). Die Gewebsstücke, 3—5 mm dick, im 37 o Brutofen 30—60 Min. in reines Aceton. Dann Ausschütteln in Äther -f Alkohol absol. aa, Einlegen in dünnes Celloidin (ebenfalls im Brutofen). Nach 4—5 Stdn. in dickes Celloidin , mit diesem . nach 2 — 3 Stdn. Ausgiessen in flachen Schälchen. Schnelltrock- nung unter der Glasglocke durch Verdampfen von Chloro- form. Schnittfähig nach 12—14 Stdn. Zum Färben kommen die Schnitte aus dem Alkohol bei der einfachen Färbung zunächst — und zwar stets nur 1 — 3 auf einmal — in ein Schälchen (besser viereckige Salz- näpfchen, sog. Farbblocks, als die leicht kippenden Uhr- schälchen) mit stets frisch filtrierter Farblösung. (Einstellung in den 37° igen Brutapparat beschleunigt die Färbung meist!) Dann werden sie „differenziert" zwecks distinkter Färbung der zunächst diffus gefärbten Gewebselemente ; dazu dienen verdünnte Säuren, verdünnter oder saurer Alkohol (s. besondere Vorschriften bei den einzelnen Färbemethoden). Die vorher intensiv gefärbten Schnitte bekommen hier eine hellere Farbe. Darauf folgt Entwässern in Alkohol, absol. (zur Vor- bereitung der späteren Aufhellung der Schnitte). Die Schnitte werden hierbei schnell hart und unbiegsam , müssen also so- gleich im Alkohol möglichst glatt ausgebreitet werden ; man halte sie in den oberen Schichten des Alkohols , weil diese wasserärmer bleiben. Nunmehr kommen sie zur Aufhellung in Zedernöl (nicht das Immersionsöl, sondern gewöhnliches, nicht eingedicktes Zedernöl) oder in Bergamott-, Origanum-, Nelkenöl (dieses zieht oft die Farbe stark aus, löst Celloidin !) oder in Xylol (trübt sich schon durch Spuren von Wasser !) Alsdann wird der Schnitt auf den Objektträger übertragen und kann im Öl mit einem Deckgläschen bedeckt untersucht werden. Zur Aufbewahrung in Kanadabalsam tupft man das Ol ab, spült mit Xylol ab und bringt einen Tropfen in Xylol ge- lösten Kanadabalsams anf den Schnitt, dann ein Deckglas darauf. In Xylol aufgehellte Schnitte werden nicht im Xylol, da dieses schnell verdunstet, sondern in Kanadabalsam unter- sucht. Der Balsam wird in wenigen Tagen hart. Entfernung überschüssigen Balsams s. S. 36 oben. — Auf dem Objekt- träger aufgetrocknete Schnitte (vergl. S. 38 oben) werden ent- sprechend behandelt, nur werden die Lösungen auf die Schnitte gebracht oder die ganzen Objektträger in die Lösungen einge- taucht. Auch Schnitte nicht in Paraffin eingebetteter Organe — 40 — kann man auf dem Objektträger antrocknen und färben. Näheres s. bei den einzelnen Färbemethoden. Untersuchung stets zunächst mit schwacher Ver- grösserung zur Orientierung über Färbung des Schnittes und gröbere pathologische Veränderungen des Gewebes. , Zum Manipulieren der Schnitte verwendet man durch Ausziehen von Glasstäben gefertigte Glasnadeln mit rund geschmolzenem Ende (nicht Metallnadcln, da diese durch manche bei der Färbung gebrauchte Stoffe angegriffen werden). Spatel braucht man am besten nur beim Übertragen eines Schnittes auf den Objektträger; man kann aber auch den Schnitt un- mittelbar mit dem Objektträger von unten auffangen. Färbstoffe zu Bakterieiifarluuig. Zur Färbung der Bakterien dienen hauptsächlich folgende basischen Anilinfarben: Gentia na violett, Methyl violett, Dahlia, Methylenblau, Fuchsin und (das sehr ähnlich zusammen- gesetzte) Rubin, Bismarckbraun (Vesuvin). Sie tingieren ausser Bakterien Zellkerne intensiv und dauernd, die übrigen Gewebs- elemente in geringerem Grade. Methylenblaulösungen vertragen starkes Erhitzen nicht, die anderen Farbstoffe gut. Zur Färbung der Gewebseleinente in Kontrastfarbe zu den Bakterien dienen (ausser basischen) saure Anilinfarben (z. B. Eosin), die aber die Kerne wenig gut tingieren, — von anderen Farbstoffen Karmin. (Manche Mikroorganismen färben sich auch mit diesen Farbstoffen, so z. B. Staphylococcus pyogenes.) Man verwende nur Farbstoffe von bekannten Fabriken, um sich Fehlschläge zu ersparen, und achte auf die nähere Be- zeichnung des Farbstoffs! Herstellung der einfachsten Farb- 1 ös tili gen znm Färben« 1. Wässerig alkoholische Lösungen: Man hält sich Stam'mlösungen der Farbstoffe vor- rätig, d. h. bei Zimmertemperatur gesättigte Lösungen in ab- solutem Alkohol. (In einer Flasche mit Glasstopfen soviel Farbstoff mit Alkohol absol. Übergossen, dass ein Teil unge- löst bleibt.) Zum Färben sind die Stammlösungen schlecht geeignet. Man stellt aus ihnen Farblösungen her, indem man soviel von ihnen in destilliertes Wasser filtriert, bis die Lösung - 41 - in Reagenzglasdicke eben anfängt undurchsichtig zu werden. Am besten immer frisch herzustellen! 2. Wässerige Lösungen: Man schüttet Farbstoff im Überschuss in destilliertes Wasser, schüttelt tüchtig um und filtriert nach einigen Stunden ab. Am besten immer frisch herzustellen ! Allgemein merke man, dass man stets besser gefärbte Präparate bekommt, wenn man mit dünnen Farblösungen, aber lange färbt, als wenn man mit starken Lösungen kurze Zeit färbt. Verstärkte Anilinfarblösimgeii. Intensiver färbend als die einfachen Farblösungen. a) Loefflersche Methylenblaulösung. 30 ccm gesättigte alkohol. Methylenblaulösung, 100 ccm 0,01°/0iger Kalilauge (= 1 ccm l*/0ige Kali- lauge auf 100 Wasser). Haltbar. b) A n i 1 i n w a s s e r - F a r b 1 ö s u n g e n : Man gibt in ein Reagenzglas soviel (recht helles) Anilinöl, dass seine Kuppe damit gefüllt ist, giesst das Röhrchen 3/4 voll Wasser und schüttelt kräftig durch. Nach dem Durchschütteln muss noch ungelöstes Anilinöl übrig sein. Das durch ein an- gefeuchtetes Filter durchlaufende Filtrat muss wasser- klar und öltropfenfrei sein (das Öl nicht mit auf das Filter giessen, nicht alle aufgegossene Flüssigkeit filtrieren l ev. nochmals filtrieren). Man setzt zu ihm soviel gesättigte alkohol. Gen tiana violett-, Methyl violett- oder Fuchsinlösung, dass die Farbflüssigkeit in reagenzglasstarker Schicht eben noch durchsichtig ist oder bis ein schillerndes Häutchen an der Oberfläche entsteht. Oder man löst soviel des festen Farbstoffes im Anilinwasser, als sich lösen will. Die Färbkraft der Lösungen kann man durch Zusatz von 1 ccm lo/oiger NaOH auf 100 ccm Lösung erhöhen. Die Lösungen sind wenig haltbar, ebenso das Anilinwasser an sich. c) Karbolfuchsin nach Ziehl-Neelsen: 100 ccm 5°/oig<" Karbolsäure, 10 ccm gesättigte alkohol. Fuchsinlösung. — Färbt in etwa 3 — 4facher Verdünnung langsamer, aber reiner, ohne leicht zu überfärben. Sehr haltbar. d) Karbolglyzerin fuchsin nach Czaplewski. 1 g Fuchsin mit 5 ccm Acid. carbol. liquefact. verreiben, 50 ccm Glyzerin, dann 100 ccm Aq dest. zusetzen. Auf das 4— 10 fache verdünnt zur Färbung brauchbar. Haltbar. - 42 — e) Karbol methylenblau nach Kühne: 1,5 g Methylenblau, 10 ccm Alkohol absolutus, 100 ccm 5°'oige Karbolsäure. Gut haltbar. 10 in fache Färbung von Ausstrichen führt man hauptsächlich mit Methylenblau-, Fuchsin-, Gentiana- violettlösungen, wie auf S. 35 u. 39 beschrieben, aus. Die "Wahl des Farbstoffes richtet sich nach der Vorliebe des Untersuchers für die eine oder andere Farbe. Manche Bakterien färben sich jedoch besser mit einer bestimmten Farbe als mit den anderen (vgl. Diphthericbazillen S. 62, Choleravibri- oncn S. 82). Blut, Eiter, Gewebsausstriche färben sich im allgemeinen am reinsten mit Methylenblau: so gefärbte auf- zubewahrende Präparate lege man in Immcrsionszedernöl, nicht Kanadabalsam ein (s. S. 35). Einfache Färbung von Schnitten. a) Nach Loeffler: 1. Färben in alkalischer Methylenblaulösung (Anilinwasser- oder Karbolfuchsinlösung) 5 — 30 Min. 2. Differenzieren in 1j2 — 1 °/o iger Essigsäure bis zum Distinkt- werden des Gewebes (einige Sek. bis lj% Minute je nach der Schnittdicke und Färbungsintensität), 3. Entwässern in absolutem Alkohol (wenn gefärbt , zu wechseln). 4. Aufhellen in Zedernöl etc. Bazillen und Gewebe blau (oder rot). b) Nach R. Pfeiffer: 1. Färben in verdünntem Karbolfuchsin (Ziehische Lösung _ S. 41c — 1 -f Aq. dest. 3) 15—30 Minuten. 2. Übertragen in Alkohol absol. -f- 1 — 2 Tropfen Essig- säure pro Schälchen. Sobald die Schnitte anfangen rot- violett zu werden. 3. Übertragen in Zedernöl oder Xylol etc. c) Mit Gentianaviolett: 1. Färben mit wässeriger Lösung 15 — 30 Min. 2. Auswaschen erst in 500/0igem Alkohol, dann in abso- lutem Alkohol bis die Schnitte eine hellviolette Farbe haben. 3. Aufhellen in Zedernöl etc. d) Nach Kühne-Pregl: 1. Färben in Karbolmethylenblau 1J2-^l Min, - 43 - 2. Kurzes Abspülen in Wasser. 3. Entfärben in 50°/oigem Alkohol, bis die Schnitte b blau (mit einem Stich ins Grünliche) geworden sind. 4. Entwässern in absolutem Alkohol. 5. Aufhellen in Zedernöl etc. e) Nach Nicolies Methylenblau-Tanninmethode: 1. Färben mit alkal. Methylenblau oder Karbolmethylen- blau wie bei a und d. 2. Spülen in Wasser oder ^2 — 1 °/o iger Essigsäure einige Sekunden. 3. Übertragen in 10°/oige Tanninlösung (wodurch das Methylenblau unlöslich wird) für einige Sekunden. Auch 1 o/0 ige Tanninlösung genügt bereits. 4. Abspülen in Wasser, Entwässern in Alkohol, Aufhellen in Öl etc. Für leicht sich entfärbende Bazillen (Typhus, Rotz etc.) empfehlenswert. f) Nach Nicolies Thioninmethode: 1. Färben in Thioninlösung ij2 — 1 Min. (Gesätt. Lösung von Thionin in 50%igem Alkohol, davon 10,0 + l°/0igen Karbolwassers 100,0). 2. Abspülen in Wasser. 3. Entwässern in Alkohol absol., dann Öl etc. Wie Methode e für leicht sich entfärbende Bakterien empfehlenswert. Die Methoden a, b und f sind wegen ihrer Einfach- heit und ihrer guten Resultate vorzuziehen. Isolierte, resp. Kontrast-Färbung der Bakterien. I. Nach Pick-Jacobsohn. Für Ausstriche. Färben höchstens 8 — *i0 Sek. mit einer Mischung von Karbolfuchsin Ziehl (S. 41 c.) 15 Tropfen, gesätt. alkohol. Methylenblau- lösung 8 Tropfen, Aq. dest. 20,0. Bakt. dunkelblau, Kerne hellblau, übriges Gewebe rot. (Altgewordene Farblösung durch Zusatz von etwas Karbolfuchsin aufbessern!) II, Methylenblau-Eos in färbung. Für Ausstriche. 1. Färben l/s Min. mit einer irischen Mischung L ö f f 1 e r scher Methylenblaulösung (S. 4 1) 30,0 i sättigter alkohol Eosinlösung ca. 10,0. (Ausproben!) 2. Abspülen in Wasser. Bakterien und Kerne blau, Zellprotoplasma usw. rot. — 43 - 2. Kurzes Abspülen in Wasser. 3. Entfärben in 50 °/c.igem Alkohol, bis die Schnitte b blau (mit einem Stich ins Grünliche) geworden sind. 4. Entwässern in absolutem Alkohol. 5. Aufhellen in Zedernöl etc. e) Nach Nicolies Methylenblau-Tanninmethode: 1. Färben mit alkal. Methylenblau oder Karbolmethylen- blau wie bei a und d. 2. Spülen in Wasser oder 1j2 — l°/0iger Essigsäure einige Sekunden. 3. Übertragen in 10°/oige Tanninlösung (wodurch das Methylenblau unlöslich wird) für einige Sekunden. Auch 1 o/0 ige Tanninlösung genügt bereits. 4. Abspülen in Wasser, Entwässern in Alkohol, Aufhellen in Öl etc. Für leicht sich entfärbende Bazillen (Typhus, Rotz etc.) empfehlenswert. f) Nach Nicolies Thioninmethode: 1. Färben in Thioninlösung !/2 — 1 Min. (Gesätt. Lösung von Thionin in 50°/oigem Alkohol, davon 10,0 + l°/0igen Karbol wassers 100,0). 2. Abspülen in Wasser. 3. Entwässern in Alkohol absol., dann Öl etc. Wie Methode e für leicht sich entfärbende Bakterien empfehlenswert. Die Methoden a, b und f sind wegen ihrer Einfach- heit und ihrer guten Resultate vorzuziehen. Isolierte, resp. Kontrast-Färbung der Bakterien. I. Nach Pick-Jacobsohn. Für Ausstriche. Färben höchstens 8 — *l0 Sek. mit einer Mischung von Karbolfuchsin Ziehl (S. 41 c.) 15 Tropfen, gesätt. alkohol. Methylcnblau- lösung 8 Tropfen, Aq. dest. 20,0. Bakt. dunkelblau, Kerne hellblau, übriges Gewebe rot. (Altgewordene Farblösung durch Zusatz von etwas Karbolfuchsin aufbessern!) IL MethyleKblau-Eosinfärbung. Für Ausstriche. 1. Färben J/2 Min. mit einer frischen Mischung von Löfflerscher Methylenblaulösung (S. 41) 30,0 mit ge- sättigter alkohol Eosinlösung ca. 10,0. (Ausproben!) 2. Abspülen in Wasser. Bakterien und Kerne blau, Zellprotoplasma usw. rot. — 44 — III. Nach May-Grünwald. (Ztrlbl. f. inn. Med. 02 S. 265). Je 1000 ccm l°/ooiger wässer. Lösung von Eosin und Methylenblau medicinale Höchst werden gemischt und nach einigen Tagen filtriert. Der Rückstand wird mit Wasser ge- waschen, bis dieses fast farblos abläuft. Dann wird vom ge- trockneten Rückstand eine gesätt. Lösung in Methylalkohol hergestellt und (ohne Fixierung der Deckglasausstriche) zum Färben kalt benutzt (einige Min. bis Stdn.). Danach Abspülen in Wasser + einigen Tropfen der Lösung. Farbstoff zu be- ziehen von Dr. Schwalm, München, Sonnenstr. 10. Besonders für Blut- und Eiterpräparate — Assmann, M. M. W. 1906 Nr. '28 , übergiesst Ausstriche in Petrischale mit 40 Tr. der Lösung für 3 Min., setzt dann 20 ccm Aq. dest. -f 5 Tr. 1 o/0(l K2CO3 hinzu, schüttelt und lässt 5 Min. färben. Dann ohne Abspülen trocknen usw. IV. Gramsehe Färbung. (Sowohl zur deutlichen Dar- stellung von Bakterien, wie auch als diagnostisches Mittel, da sich nur bestimmte Bakterienarten nach ihr darstellen lassen, — s. S. 46 — vorzüglich. a) Ausstriche: 1. Färbung mit Anilinwasser - Gentianaviolettlösung oder Anilinwasser - Methyl violettlösung (s. S 41) unter Er- wärmen mindestens 2 Minuten lang. Geeignetste Farb- stoffe sind Methylviolett Höchst 6B und BN. la. Abspülen in Anilin wasser (kann fortbleiben). 2. 30 Sekunden bis 2 Minuten in Jodjodkaliumlösung. (Solve Jodi 1,0, Kai. jodat. 2,0 in Aq. destill. 5,0; nach Lösung adde Aq. destill 295,0.). Hierbei entsteht in den Leibern bestimmter Bakterienarten (s. S. 46 welcher) eine Farbstoff] od Verbindung, die in Alkohol unlöslich ist. 3. Entfärben des Präparates in Alkohol absol., bis es dem Auge farblos erscheint. Jetzt sind die nach Gram färb- baren Bakterien isoliert schwarzblau gefärbt, alle anderen Bakterien und die Gewebselemente (bis auf einzelne Zell- kerne) farblos. Man kann die Deckgläser nun in Wasser (oder nach Trocknen in Balsam) untersuchen oder 4. Nachfärben mit wässerig-alkohol. Vesuvin-, auch Safranin- oder Fuchsinlösung einige Sek. oder mit Pikrokarmin (s. S. 47) 2 — 10 Min. Die Nachfärbung mit Vesuvin- oder Fuchsinlösung hat den Vorteil, dass durch sie im . Präparate etwa vorhandene, nicht das Violett festhaltende - 45 — Bakterien deutlicher gefärbt werden, als mit Safranin oder gar Karmin. 5. Abspülen in Wasser. Gramfärbbare Bakterien schwarzblau. Gewebe rot. b) Schnitte (vgl hierzu die Bemerkungen unter a) : 1. Färbung in Anilinwasser - Gentianaviolett oder -Methyl- violettlösung 5 — 30 Min. la) Abspülen in Anilinwasser 30 Sek. (Kann fortbleiben.) 2. Übertragen des Präparates 1 — 2 Min. in Jodjodkalium- lösung. Die Schnitte werden hier braunschwarz. 3. Auswaschen in Alcohol absolutus bis der Schnitt ganz oder ziemlich farblos erscheint. Jetzt sind die nach Gram tingierbaren Bakterien isoliert schwarzblau gefärbt. Man kann nun in Zedernöl aufhellen etc. oder eine Gegen- färbung des Gewebes und etwa vorhandener, nach Gram nicht färbbarer Bakt. anwenden (4 — 7). 4. Nachfärbung mit Pikrokarmin- (s. S. 47), Safranin- oder dünner Fuchsinlösung 5 — 10 Min. (nach vorhergehender Abspülung in Wasser oder verdünntem Alkohol). 5. Abspülen in 60°/oigem Alkohol. 6. Entwässern in absolutem Alkohol. 7. Aufhellen in Zedernöl usw. Man kann auch 4 — 5 vorausschicken und darauf 1 — 3 und 7 folgen lassen. Gramfärbbare Bakterien schwarzblau, Gewebe rot (Zell- kerne oft blassblau bis dunkelblau). Bakterien meist nicht an allen Stellen des Präparates gleichmässig gut gefärbt. Modifikationen der Gramschen Methode. a) Statj: Anilin w asser-Farblösung kann man auch mit 1 — 2 1/2°/oigeni Karbolwasser hergestellte be- nutzen, die länger haltbar ist. Nach der Färbung kann Ab- spülen in entsprechendem Karbolwasser folgen. Auch Zusatz von einem Zehntel gesätt. alkohol. Methylenblaulösung zur Farblösung wird empfohlen. ß) Zur Beschleunigung der Entfärbui statt des Alkohols dienen nach Günther Alcohol -f 3o/0 HCl für 10 Sek , dann Alcohol absol., nach N i Alcohol absol. + 20—30 Volumproz. Aceton. (Nie empfiehlt Karbolwassergentianaviolett mit 1VS' ' wasser, Jodjodkaliumlösung 1 + 2KJ -f- 200 Aq.) — 46 — Nach der Gramsehen Methode lassen sieh färben, d. h. bleiben bei der Alkoholbehandlung (8) schwarzblau gefärbt : Milzbrandbazillen, Tetanusbazillen, Tuberkel- und Leprabazillen (für diese hat die Färbung nur dann Zweck, wenn man sicher ist , ausser ihnen keine anderen Bakterien im Präparat zu haben), Diphtheriebaz., Schweinerotlauf baz.,Mäuseseptikämiebaz., die pyogenen Streptokokken und Staphylokokken, die Fraenkeb sehen Pneumokokken, Mikrokokkus tetragenus, Sireptothrix Aktinomyces, Hefen, Kartoffelba/, u. a. m. (NB. Allzu- lange fortgesetzte Alkoholbehandlung entfärbt auch manche dieser Bakterien, insbesondere in älteren Kulturen!) Die Gramsehe Methode ist nicht anwendbar, weil die betreffenden Bakterien sieh im Alkohol entfärben, zur Darstellung von Typhusbaz., Bucterium coli und ähnlichen, Ruhibaz., Cholera und choleraähnlichen Vibrionen, Hühner- cholera- und Kanjnchenseptikämiebaz., Baz, des malignen ödems und Rauschbrandes (bleiben ab und zu gefärbt, s. auch S. 46 Nr. VI), Friedländers Pneumoniebaz., Bac. pyoeyaneus, Bac. der Bubonenpest, Rotzbaz., Influenzabaz., Koch-Weeksschen Baz., Ulcus molle-Baz., Rekurrens- und Syphilisspirochäten, Gonokokken, Meningokokken. Zur Prüfung* einer Bakterienkultur auf ihr Verhalten bei der Gramsehen Färbung benutze man stets junge Kulturen und bringe zur Prüfung, ob man richtig gearbeitet hat, bei Kokken von einer jungen Milzbrandbaz.-, bei Baz. von einer jungen Staph. pyog. aur. - Kultur etwas Material an einer Stelle des Deckglases oder Objektträgers mit zum Ausstrich : bei richtiger Ausführung der Färbemethode sind die Milzbrandbaz. und die Staph. schwarzblau gefärbt. Nicht zu kurze Alkoholbehandlung, weil sonst alle Bakt. nach Gram darstellbar sind! (Ev. Kontrollfärbung der zu prüfen- den Bakt -art. mit Typhusbaz. oder Choleravibrionen zusammen, die sich nach Gram nicht färben!) V. Weigerts Färbung für Schnitte (sog. Fibrin- methode. 1. Färben mit Lithionkarmin (Karmin 2,5 — 5,0 gelöst in gesättigter wässer. Lösung von Lithium carbon. 100,0) oder wässer. alkol -Safraninlösung */* — */* Stunde (auch in Karbolfuchsin Ziehl 1+4 Aq. dest.). 2. Abspülen in 50 °/o iger Kochsalzlösung. 3. Färben in Anilinwassergentiana violett 5 — 30 Minuten. — Oder nach Kühne in folgender Lösung: Kristall- - 47 — violett 1 gelöst in Alcohol absol. 10; davon 1 auf 10 Aq. dest. + 2 Tropfen Salzsäure. 4. Abspülen in 0,6°/oiger Kochsalzlösung. 5. Übertragen des Schnittes auf den Objekträger und Ab- trocknen desselben mit Fliesspapier. 6. Aufbringen von Jodjodkaliumlösung (s. S. 44 sub 2) 1—2 Minuten lang. 7. Abtrocknen mit Fliesspapier. 8. Entfärben mit Anilinöl, bis dieses sich nicht mehr färbt. Man kontrolliert mit Hilfe des Mikroskopes die Färbung des Schnittes ! 9. Entfernen des Anilinöls mit Xylol, Einlegen. Bakterien violettblau, Fibrin tiefblau, Gewebe rot. Pikro- karmin ist zur Gewebsvorfärbung nicht besonders geeignet, weil das Anilinöl die Pikrinsäure aus dem Gewebe auszieht. VI. Nach Claudius: Der Gramschen Färbung gleichwertig (die Pikrinsäure wirkt wie Jodjodkalium), gibt weniger Nieder- schläge als diese, stellt auch die Baz. des malignen Ödems und des Rauschbrandes schwarzblau dar. a) für Ausstriche. 1. Färben in l°/oiger wässer. Methylviolettlösung 1 Min., dann Abspülen mit Wasser, Trocknen mit Fliesspapier. 2. Abspülen in gesättigter wässer. Pikrinsäurelösung -f- Aq. dest. ^. 3. Abspülen in Wasser, Trocknen mit Fliesspapier. 4. Abspülen in Chloroform oder Nelkenöl, bis das Präpa- rat ungefärbt erscheint. 5. Abtrocknen mit Fliesspapier, Einlegen in Balsam. b) Für Schnitte (auf dem Objektträger vorzunehmen). 1. Färben wie bei a) 2 Min. und länger. 2. Abspüfen in Wasser, Trocknen mit Fliesspapier. 3. Pikrinsäure wie bei a) 2. 2 Min. 4. Abwaschen in Aq., sorgfältig trocknen mit Fliesspapier. 5. Behandeln mit Nelkenöl bis der Schnitt farblos erscheint, Xylol, Einlegen. Bakterien blau. Gewebe farblos bis gelblich, kann durch Vorfärbung mit Karminlösungen (wie bei Gramscher Färbung s. S. 45 Mitte) rot tingiert werden. Pikrokarminlösung zur Kontrastfärbung der Gewebe, a) Nach Friedländer bereitet: Solve Karmin 1,0 in Aq. dest. 50,0 + Ammoniak 1,0. Adde gesättigte « - 48 - Pikrinsäurelösimg so lange , bis der sich bildende Nieder- schlag beim Umrühren nicht mehr gelöst wird. Etwas Ammoniakzusatz löst den Niederschlag wieder. Zur Ver- hinderung von Mikroorganismenwachstum in der Lösung setzt man einige Tropfen Karbolsäure zu. Vor dem Ge- brauch zu filtrieren. Haltbare Lösung, b) N ach Weigert hergestellt: Karmin 2 -f- Ammoniak 4 steht 24 Stunden. Dann 200 g konzentrierte; wässerige Pikrinsäurelösung hinzufügen, nach 24 Stunden Essigsäure tropfenweise, bis Niederschlag erfolgt, hinzu, dann Ammoniak tropfenweise, bis die Lösung klar ist. Kapselfär billig. Viele Bakterienkapseln lassen sieh in Deckglaspräparaten durch längeres Erwärmen mit Löf f lerscher oder Ziehlscher Lösung (S. 41a und c) blass blau- violett oder rot färben. * Von besonderen Färbungen sind folgende zu erwähnen: a) Nach Weidenreich-Hamm, C. B. I. Or. 43 S. 287: Ausstreichen des Präparates in einem Tröpfchen Serum. Fixierung mit Osmiumsäure (S. 34), nicht mehr als 30 bis 40 Sek. Dann Färbung mit Giemsascher Lösung (S. 98). b) Nach Johne: 1. Färbung mit 2°/oiger wässer. Gentianaviolettlösung unter Erwärmen 1 — 2 Min, 2. Abspülen in Wasser. 3. Entfärben in 1 — 2°/oiger Essigsäure 6 — 10 Sek. 4. Abspülen in Wasser und Untersuchen darin. Kanada- balsam lässt die Kapseln fast verschwinden ! c) Nach Ribbert. 1. Färben des Deckgläschens für einige Sekunden mit fol- gender Lösung: Aq. dest. 100,0, Alcohol absol. 50,0, Acid. acet glac. 12,5 + Dahlia soviel sich in der Wärme löst. 2. Abspülen in Wasser, Untersuchen darin oder Trocknen, Balsam (dieser macht die Kapseln undeutlicher!) d) Nach Nicolle. (Für Ausstriche und Schnitte.) 1. Färben mit folgender Mischung: Gesätt. Lösung von Gentiana violett in 95°/oigem Alkohol 10,0, l°/oiges Karbolwasser 100,0. 2. Abspülen in Alkohol, absol. -f- l\z Volumen Aceton. Abspülen im Wasser für Deckgläschen ; Alkohol absol., Öl etc. für Schnitte. e) Bunges Geisselfärbmethode (s. S. 51 Mitte). - 49 — f) S. ferner Methoden f. Milzbrandbaz. S. 54, die auch für manche anderen Bakt. brauchbar sind. Sporenfärbung;. a) 1. Färben der Deckglaspräparate unter starkem Erhitzen mit Anilinwasser oder Karbolfuchsin (1 Stunde mit der bestrichenen Seite nach unten auf der Farblösung schwimmend oder 10 Minuten mit der Farblösung auf dem Deckglase — Lösung stets auffüllen , wenn sie verdampft!). Das Eindringen der Farblösung in die Sporen erreicht man besser nach 30 — 40 maligem Durch- ziehen der Präparate durch die Flamme bei der Fixierung (s. S. 34). 2. Auswaschen mit Alkohol -f 3 °/o Salzsäure (oder 1 °/0 Schwefelsäure oder 3°/o Salpetersäure) V2 — 1 Minute. 3. Nachfärben mit wässer.-alkohol. Methylenblaulösung. 4. Abspülen in Wasser, Untersuchen darin oder Trocknen, Balsam. Sporen rot, Bazillen blau. Vorzuziehen, weil zuverlässiger, ist die Methode b) von Möller. 1. Behandlung der Deckgläschen (nach dem Fixieren) 5 Se- kunden bis 10 Min. mit 5 °/o iger Chromsäure. Die Zeitdauer ist für jede Organismenart auszuprobieren. 2. Abspülen in Wasser. 3. Färben mit Anilinwasserfuchsin oder Karbolfuchsin 1 Minute unter Aufkochen. 4. Entfärben in 5 °/o iger Schwefelsäure 5 Sekunden. 5. Abspülen in Wasser. 6. Nachfärben mit Methylenblaulösung, Abspülen usw. Vor der Chromsäurebehandlung kann man die Präparate 2 Minuten in Chloroform bringen, um Sporen vortäuschende Fettröpfchen etc. zu entfernen. Danach Abspülen in Wasser. Nach Aujeszky (C. B. I, Bd. 23 S. 329) bringt man die lufttrockenen, nicht fixierten Ausstriche 3 — 4 Min. in heisse V* °/o ige HCl, spült in Wasser ab, trocknet, fixiert und färbt dann wie vor 3—6. Nach Orszag (C. B. I. Or. 41 S. 397) streicht man das Bakterienmaterial in einem Tropfen einer Mischung von 4 Teilen l[2 °/o iger Natr. salicyl.-Lösung und 1 Teil 5 °/0 iger Essigsäure aus, lässt lufttrocken werden, fixiert in der Flamme und behandelt dann wie bei b) 3— 6 (bei 4. l°/0ige H2S04 oder 3%ige HNOs). Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 4 — 50 — C*eisselfarbuiig. Man nehme Bakterienmaterial von festen, nicht flüssigen Kulturmedien, — besonders gut sind junge Agarkulturen — nachdem man sich durch Untersuchung im hängenden Tropfen von der Beweglichkeit überzeugt hat. Die zu beizenden Bak- terien sollen möglichst isoliert liegen und wenig Nährboden- bestandteile beigemischt enthalten, was man auf folgende Weise erreicht : Auf sechs sehr sorgfältig gereinigte Deckgläschen bringt man je ein Tröpfchen Wasser, überträgt etwas Bakterien- material in das erste, von diesem eine Spur in das zweite, von diesem in das dritte und so fort. Oder: Man bringt etwas Bakterienmaterial in ein Tröpfchen Wasser auf einem Objektträger und überträgt davon eine Spur in einen grösseren Wassertropfen, dem 1 — 2 Ösen 2 °/o iger Osmiumsäurelösung zugesetzt sind ; von diesem Tropfen stellt man Deckglasaus- striche her. Oder: Man stellt im Reagenzglase mit 0,8°/oiger NaCl-Lösung eine dünne Bakterienaufschwemmung her, bringt Tröpfchen davon auf Deckgläschen, streicht sie ohne zu viel zu reiben aus, lässt lufttrocken werden und fixiert mittelst Durchziehens durch die Flamme. Die Deckgläschen müssen ganz sauber sein! (Reinigung s. S. 5.) A. Geisseifärbung nach Loeffler: 1. Beizen der Geissein mit der unten angegebenen Beize. Erwärmen derselben auf dem Deckglas bis zur Dampf- bildung 1/2 — 1 Minute. 2. Abspülen der Präparate mit einem kräftigen Wasser- strahle. Sorgfältiges Entfernen der Beize an den Rändern (ev. mit Fliesspapier) und auf der Fläche. 3. Abspülen in Alkohol, bis nur die Stellen, an welchen Organismen liegen, gebeizt (gefärbt) erscheinen. 4. Färben mit Anilinwasserfuchsinlösung (zu der nach S. 41 b bereiteten Lösung zweckmässig Zusatz von 1 °/0 einer 1 °/o igen NaOH oder noch mehr, bis zum Eintritt der Schwebfällung, d. h. zum eben beginnenden Trüb- werden der Lösung — jedesmal frisch bereiten !) unter Erwärmen. 5. Abspülen in Wasser. Als Beize dient eine Mischung von 10 ccm 20°/oiger Tanninlösung, 5 ccm kalt gesättigter wässer. Lösung von Ferro- sulfat oder Ferr. sulfur. oxydul. ammon., 1 ccm wässeriger oder 1 I 51 - alkoholischer Fuchsin- (auch Methylviolett och lösung. Diese Beize ist nach Loeffler für die Fäi von Spirillum concentricum gerade richtig ; für d ist ein Zusatz von 1 ccm l°/0iger NaCH auf di Beize nötig, für Bacillus subtilis sind 28 -30 Tropfen, Itti Bacillus des malignen Ödems 36-37 Tropfen dei forderlich. Um die Geissein der Choleraspiriller des Spirillum rubrum zu beizen, muss man 9 Tropfen einer auf die l°/0ige NaOH eingestellten 11 zu den 16 ccm Beize zusetzen. Nach Nicolle undMorax kann man von den Laugen- und Säurezusätzen absehen, wenn man 3-4 mal je 10 Sek unter Erwärmen bis zur Dampfbildung (nicht zum Kochen) beizt und zwischen je zwei Beizungen sorgfältig mit \\ asser abspült. Statt sub 3 in Alkohol kann man in Wasser ab- ^^Niederschläge im Präparat vermeidet man durch sehr sorgfältiges Spülen. Zweckmässig ist es auch beim Beizen und Färben erst ein Stückchen Fliesspapier auf das Präparat und darauf die Lösung zu bringen. Modifikation von Bunge: 1. Beizen mit folgender Lösung: 3 Teile gesatt wtat. Tanninlösung, 1 Teil Liquor fern sesquichlor. 1 : 2Ü Aq. , zu 10 ccm dieser Mischung 2 ccm gesätt. wass. Fuchsin- lösung Die Beize soll mindestens einige Tage stehen. Vor Gebrauch wird ihr tropfenweise Wasserstoffsuper- oxyd zugesetzt, bis ihre Farbe rotbraun wird (ca. 14 Tröpfen 3°/oige H202-Lösung auf 5 ccm Beize). Dann wi d die Lösung auf das zu beizende Deckglaschen ^tri^und soll 1-5 Min. (unter Erwärmen) einwirken. fitere St dem H2oUusatz hält sich nur ganz kurze Zeit brauchbar.) 2 Abspülen im Wasser. Z. Trocknen zwischen Fliesspapier. 4. Farben mit Karbolgentianav.olettlosung (s. S. 4Ö«J ' unter leichtem Erwärmen. 5 11,-1 Min. l»/o Essigsäure (kann fortfallen). 6. Abspülen in Wasser, Trocknen, Emlegen^ Für alle Bakterien ohne wertere Zusätze zur B wendba, Auch Kapseln werden ge arb - 52 - Modifikation von Coerner-A. Fischer: 1. Beizen mit folgender Lösung unter Erwärmen ohne Kochen 1 Min. : 2 g Tannin, 20 g Wasser, 4 g Ferro- sulfatlösung 1 : 2, 1 ccm gesätt. alkohol. Fuchsinlösung. 2. Abspülen in Wasser. 3. Färben mit Anilinfuchsin- oder Karbolfuchsinlösung oder gesätt. wäss. Fuchsinlösung. 4. Abspülen in Wasser, Trocknen, Einlegen. Für alle Bakterien ohne weiteren Zusatz zur Beize brauchbar. B. Geisseifärbung nach van Ermengem: 1. Behandeln der Ausstriche l\^ Stunde in der Kälte oder 5 Min bei 50 — 60° in einer Mischung von 1 Teil 2°/oiger Osmiumsäure mit 2 Teilen 10 — 25°/oiger Tanninlösung, welcher 4 — 5 Tropfen Eisessig auf 1000 ccm zugesetzt worden sind. Die Mischung soll womöglich einige Tage alt sein. 2. Abspülen in Aq. destill. 3. Abspülen in Alkohol absol. 4. Eintauchen in 0,25 — 0,5 ( — lj0)°/oige Lösung von AgNOa in Aq. oder auch Alkohol absol. für einige Sekunden. 5. Ohne Abspülen in folgende Lösung: Acid. gallic. 5,0, Tannin 3,0, Natr. acet. fus. 10,0, Aq. dest. 350,0 für einige Augenblicke. 6. Zurück in 4. und darin unter stetiger Bewegung lassen, bis die Lösung sich zu schwärzen beginnt. 7. Abspülen mit viel Wasser. Erscheint die Färbung nicht intensiv genug, Wiederholung von 5 — 7. Ist sie zu stark, Eintauchen in Chlorgoldlösung 1 : 3000 für einen Augenblick, sorgfältig abspülen, Präparat einige Tage am Licht liegen lassen. 8. Trocknen, Einlegen in Balsam. Bakterien schwärzlichbraun, Geissein schwarz. Das Verfahren ist für alle beweglichen Bakterien in gleicher Weise brauchbar. Am besten bei hellem Tageslicht auszuführen. C. Geisseifärbung nach Zettnow: Klin. Jahrb. Bd. XI S. 379 (ältere Vorschrift Zschr. f. Hyg. Bd 30 S. 95). 1. Herstellung der Ausstriche nach dem Osmium- säureverfahren (s. S. 50). I I — 53 — 2. Beizen. Deckglas in Flamme fixieren, mit der Schicht nach unten in Blockschälchen legen, reichlich mit Beize übergiessen und 5 — 7 Min. auf eine etwa 100° heisse Eisenplatte stellen. Herstellung der Beize: Lösung von 10 Tannin in 200 Aq. erwärme auf 50—60°, adde 36 — 37 ccm Lösung von 2 g Tartarus stibiatus in 40 Aq., erhitze bis Niederschlag gelöst. Ist die Trübung der erkalteten Beize sehr stark (milchweiss, — Probe in Reagenzglas giessen) , adde etwas Tannin , ist die Beize klar, adde 1 ccm der Tart. -Lösung. Die Beize soll keinen Bodensatz bilden, beim Erhitzen völlig klar werden. Etwas Thymolzusatz sichert die Haltbarkeit. Sie ist hei ss und klar anzuwenden. 3. Schälchen abkühlen lassen, bis die Beize sich zu trüben beginnt, dann sehr sorgfältig abspülen mit Wasser. 4. Auf Deckglas 3 — 4 Tr. Äthylaminsilberlösung geben und erhitzen bis sie stark raucht und die Ausstrichränder (nur diese!) schwarz werden. Äthylaminsilber- lösung: 2 — 3g Silbersulfat (hergestellt aus Silbernitrat- lösung durch Zusatz von Magnesium- oder Natrium- sulfat) schüttele kräftig mit 200 Aq. zur Erzielung einer gesättigten Lösung. Eine beliebige Menge davon + Aq. ^ versetzte im Reagenzglas mit 33 °/o iger (käuflicher) Äthylaminlösung, bis anfänglicher Nieder- schlag eben wieder gelöst ist. Haltbar, allmähliche Braunfärbung belanglos. 5. Abspülen in Wasser. Geissein schwarz, Grund völlig hell. VI. Besondere Nährsubstrate, Kultur- und Färbe -Methoden für die wichtigsten pathogenen und einige andere Mikroorganismenarten. 1. nUzbrandbazillen. Wachsen auf allen üblichen Substraten, verflüssigen Ge- latine, färben sich leicht, auch nach Gram. Unbeweglich. - 54 - Sporenbildung am schnellsten bei Brütwärme, nicht unter 16°, nicht im Tierkörper. Nachweis im Körper durch Kultur und Tierversuch (Verimpfung auf Mäuse oder Meerschweinchen subkutan). Bei faulem Material versagt bisweilen die Tierimpfung, während die Platte noch positive Resultate gibt. — Im Blute von Tieren, das nicht sofort untersucht werden kann, halten sich die M.-Baz. bei Antrocknung in dicker Schicht auf Glas oder Gipsstäbchen längere Zeit lebensfähig. — Zum Nachweis an Haaren usw. die Haare mit alkal. Bouillon waschen, diese 1J2 Std. auf 80° erhitzen (wobei die M-Sporen überleben), zentrifugieren, Bodensatz auf Tiere und Platten verimpfen. Kapselfärbung nach den Methoden S. 48. Ferner durch Färbung mit Safraninlösung, (solve 3 g in 100 g fast kochend heisser Aq. dest. , filtriere nach Erkalten) unter Erwärmen, oder durch Färbung mit Formalin-Gentianaviolett (kalt gesätt. Lösung des Farbstoffes in Formalin, filtriert ; Ausstriche ohne Fixierung 30 Sek. kalt färben). Untersuchen in Wasser! Die Kapselbildung der M.-Baz. kann bisweilen zur Unter- scheidung zwischen ihnen und ähnlichen Baz. in faulen Tier- kadavern helfen, n i e aber allein ohne positive Kultur- oder Tierversuche Entscheidung geben. Herstellung von Sporenfäden: Agar- oder KartofTelkulturen, in denen das Mikroskop vollentwickelte Sporen gezeigt hat , werden abgekratzt und mit sterilem Wasser verrieben. 1 — 2 cm lange sterilisierte Seidenfädchen (Turnerseide Nr. 4 oder 5) werden mit der Aufschwemmung getränkt (oder auch direkt im Agarkulturbelag gewälzt) , in sterilen Doppelschalen im Dunkeln bis zum Trockenwerden liegen gelassen und dann dunkel in Reagenzgläschen auf- gehoben. (Vorsicht beim Aufnehmen ! Gefahr der Sporen- inhalation!) Als Testobjekt für Desinfektionsprüfungen ge- braucht, vgl. S. 32 u. 33 Nr. 9 u. 10. Vertragen meist 2 bis 5 Min. lang Dampf von 100°. £• Tuberkelbazillen. Als Nährböden für Tb. eignen sich von den üblichen Substraten: Blutserum (für Züchtung aus dem Körper von den allgemein üblichen Nährböden am besten) ; Glyzerinagar (4°/o Glyzerin Optimum); Glyzerinkartoffeln (Keile auf ziem- lich langem Glasröhrchen ruhend [S. 17], in Röhrcjien etwas - 55 - 4 — 5°/oiges Glyzerinwasser gegeben, womit Kartoffel nach Kochen überrieselt wird) ; Glyzerinbouillon (Wachstum nur von schwimmenden Partikeln an der Oberfläche aus). Züch- tung bei 37°; sehr langsames Wachstum. Eintrocknen der Röhrchen durch Gummikappe verhüten. So gut wie kein Wachstum auf Gelatine , Peptonagar etc. und bei Zimmer- temperatur. Unbeweglich. Als Spezialnährböden sind zu empfehlen (Wachstum schon nach 8 Tagen üppig); Hesses Heydenagar (s. S. 57) und Hirnnährböden nach F i c k e r : Fein zermahlenes Hirn mit Aq. dest. ^ unter stetem Umrühren zum Kochen erwärmt, */4 Std. gekocht, dann kotiert, bis Kolatur leicht breiig. Mische diese ohne Neutral. ^ mit 2,5°/oiger Lösung von Agar in Aq. dest. , adde 3 °/o Glyzerin , sterilisiere etc. Röhrchen gut mischen und schnell erstarren lassen, ehe Hirn- und Agarschicht sich trennen! Züchtung aus menschlichen Körpergeweben, Auswurf usw. durch Tierimpfung (S. 59) oder durch direkte Aussaat (bei Gegenwart anderer Bakterien nach B 1 a u. b (S. 57). Färbemethoden für Tuberkelbazillen. Die Tb. färben sich schwer, halten aber, einmal gefärbt, die Farbe auch sehr fest. Die folgenden Methoden stellen nur die Tb. (und einige ähnliche Mikrobien , sog. säure- feste; bezüglich der Unterscheidung vgl. S. 59) mit der ersten Farbe tingiert dar, während die anderen Bakterien und die Gewebselemente die zur Nachfärbung benutzte Farbe annehmen, a) Am empfehlenswertesten : Für Au sstrichpräparate: 1. Färben mit Anilinwasser- oder Karbolfuchsin 2 Min. unter wiederholtem Aufkochen. 2. Entfärben 2-5 Sek. in 5°/0iger H2S04 oder 25°/0iger HN03. 3. Abspülen in 70 °/o igem Alkohol, bis das Präparat farb- los erscheint. (Wird dies r>jcht schnell genug erreicht, Wiederholung von 2 und 3.) 4. Nachfärben mit gesättigter wässeriger Methylenblau- lösung oder mit Loefflerscher Methylenblaulösung (S. 41) 1 + 3 Wasser 5 — 10 Sek. 5. Abspülen in Wasser. - 56 — Für Schnitte. (Formalinhärtung beeinträchtigt Färb- barkeit der Tb !) 1. Färben in Anilin wasserfuchsin (Karbol fuchsin nicht so gut, weil Präparate oft unreiner) 15 Min. bis 24 Std. 2. Entfärben 10 Sek. in 5 °/0 iger H2S04 oder 25 °/0 iger HN03. 3. Abspülen in 70 °/o igem Alkohol, bis das Präparat farb- los wird (um dies schneller zu erreichen, kann 2 und 3 rasch wiederholt werden). 4. Nachfärben in Methylenblaulösung, am besten Loefflerscher (S. 41) 1 + 3 Wasser 2—5 Min. 5. Abspülen in 1ji — ^^oiger Essigsäure. 6. Entwässern in absolutem Alkohol. 7. Aufhellen in Zedernöl. Tb. rot, Gewebe und andere Bakterien blau. Für Ausstriche wie für Schnitte kann man bei 1. auch Anilinwassergentianaviolett, dann be[ 2. die 25°/oige HNO3 und bei 4. schwache Lösungen von Fuchsin, Safranin oder Bismarckbraun anwenden. Die Tb. werden dann blau, die Gewebe rot oder braun gefärbt, b) Verfahren von Fränkel und Gabbet. Für Ausstriche. 1. Färben in Anilinwasser- oder Karbolfuchsin 2 Min. unter Aufkochen. 2. Entfärbung und Gegenfärbung findet zusammen statt in einer Mischung von Alkohol 30, Aq. 50, HN03 20 + soviel Methylenblaupulver als sich löst (oder in H2SO4 10,0, Aq. dest. 30,0 + Methylenblaupulver bis zur Sättigung). 3. Abspülen in Wasser oder 1. Färben mit Anilinwasser - Gentiana- oder Methyl- violettlösung 2 Min. unter Aufkochen. 2. Entfärbung und Gegentärbung (l1^ — 2 Min.) findet zusammen statt in einer Lösung von Alkohol 70, HNO3 30 + soviel Bismarckbraunpulver wie sich löst. 3. Abspülen in Wasser. Das Verfahren b) hat gegen a) den Nachteil, dass man nicht alle Stadien der Entfärbung und Gegenfärbung mit dem Auge verfolgen kann; es lässt ausserdem bisweilen andere säurefeste Baz. gefärbt, so dass es sich zu sicherer Diagnose rieht eignet. - 57 — Untersuchung von Sputum auf Tuberkelbazillen (ähnlich Untersuchung von Exsudaten, Urin, Milch und dergl.): A. Man nimmt zunächst die mikroskopische Unter- suchung von Ausstrich präparaten vor. Bei Sputum- untersuchung bringt man eine sogenannte „Linse" aus dem auf schwarzlackiertem Teller (oder in einer Glasschale, die auf schwarzem Untergrunde steht) ausgebreiteten Auswurf auf ein Deckglas oder einen Objektträger, verreibt sie mit der Platin- öse gleichmässig oder zerquetscht sie mit einem anderen Deck- glase oder Objektträger und tärbt nach einer der angegebenen Methoden. Urin, Exsudate, durch Lumbalpunktion entnom- mene Cerebrospinalflüssigkeit usw. zentrifugiert man und macht Präparate vom Bodensatz. Die Färbung eines Präparates ist nur dann als gelungen anzusehen, wenn ausser den Tb. nichts (ausgenommen höchstens leichte Tinktion von Plattenepithelien und Zellkonturen) in der für ihre Darstellung benutzten Farbe erscheint. — Findet man bei Untersuchung mehrerer Präparate keine Tb., so verwendet man Anreicherungsverfahren (B) oder den Tierversuch (C). B. Anreicherungsverfahren. Als solche kommen in Betracht : 1. Biologische Verfahren: Schnelle Vermehrung der Tb. auf geeigneten Nährböden, a) Aussaa t auf H ey denagar nach Hesse. Solve 5 g Nährstoff Heyden in Aq. dest. 50,0 unter Quirlen, füge die Auflösung zu einer Lösung von NaCl 5, Glyzerin 30, Agar 10 — 20, Normalsodalösung 5 in Aq. dest. 950, koche unter stetem Rühren 15 Min., filtriere im Dampf- strom. Fülle nach Sterilisieren den Nährboden in Doppel- schälchen», lasse erstarren und verteile eine ,, Linse" des Sputums, event. nach wiederholtem Waschen in sterilem Wasser, auf der Oberfläche fein in einzelne Flöckchen. Bei 37 ° vermehren sich die Tb auf diesem Substrat sehr schnell, sind schon nach 6 — 7 Stunden zahlreich, bilden nach 2 — 7 Tagen (Schälchen durch Einstellen in feuchte Kammer vor Eintrocknung bewahren!) für das blosse Auge sichtbare Kolonien, während die Entwickelung der anderen Sputumbakterien sehr behindert ist. Untersuchung im Klatschpräparat. Sehr gutes Verfahren zur Schnell- diagnose bei Tb. armen Sputis. Gewinnung von Rein- kulturen durch Fortzüchtung. — Man kann auch das - 58 — Sputum mit der 5 fachen Menge der angegebenen Nähr- stoff Heyden-Lösung (ohne Agarzusatz) versetzen und 24 Std. bei 37 ° bebrüten, wobei sich die Tb. vermehren, und dann nach dem Sedimentierverfahren S. 59 d behan- deln. (Joch mann.) b) Aussaat auf Glyzerin-Wasser-Agar nach Hesse. (C. B. I. Or. 35 S. 386.) Agar 1, Glyzerin 3, Aq. dest. 96- gekocht, filtriert, zu je 20 ccm in Reagenzgläser, die kein Alkali abgeben (von Schott-Jena), gefüllt, sterilisiert. Der flüssig gemachte Röhrcheninhalt erhält beim Gebrauch soviel Zusatz von 1j10 Normalkalilauge, dass die Reaktion gegen rotes Lackmuspapier genau der des zu untersuchen- den Sputums entspricht ; dann wird er in Petrischalen aus- gegossen. Auf die erstarrte Plattenoberfläche wird das möglichst von Mundschleim befreite (vgl. S. 66 Abs. 5) Sputum in Menge einer Linse aufgetragen und darauf in viele kleine Flöckchen zerzupft. Nach 1 — 2 tag. Bebrüten bei 37 ° sind Tb. im Klatschpräparat nachweisbar. 2. Sedimentierverfahren: Verflüssigung des Sputums, infolge deren die Tb. sich absetzen können oder sich mit der Zentrifuge ausschleudern lassen (nur mikrosko- pischer Nachweis, nicht Züchtung möglich ) a) Nach Biedert- Mühlhäuser-Czaplewski. Spu- tum mit 2 — 4facher Menge 0,2°/oiger NaOH in Zylinder mit Gummistopfen 1 Min. kräftigst schütteln oder rühren. Falls noch nicht gleichmässig flüssig, noch mehr der NaOH zusetzen und wieder tüchtig schütteln, bis die Flüssigkeit homogen ist. Dann unter Umrühren in Porzellanschale erhitzen bis zum Sieden. Nun 1—2 Tr. Phenolphtalein- lösung zufügen und tropfenweise 5°/oige Essigsäure unter starkem Umrühren, bis die Rotfärbung eben verschwindet (nicht mehr!). Dann absitzen lassen im Spitzglase oder zentrifugieren nach Zusatz des doppelten Volumens 95°/o igen Alkohols ; das Sediment zu gefärbten Präparaten verarbeiten. b) Nach Sachs -Müke. Zusatz von H2O2 in refracta dosi zum Sputum, das dadurch unter lebhafter Gasentwickelung verflüssigt wird. Tb im Bodensatz und Schaum nachweisbar. c) Nach Dahmen: Man erhitzt das Sputum 15 Min. im Dampfstrom (gleichzeitig Sterilisierung !), lässt absitzen oder zentrifugiert, verreibt den Bodensatz im Achatmörser und macht davon Präparate. — Es genügt schon Erhitzen auf 70° unter öfterem Schütteln, - 59 — d) Nach van Ketel: Man mischt in einem weithalsigen 100 ccm-Fläschchen 10 ccm Wasser, 6 Acid. carbol. liquef. und 10 — 15 ccm Sputum, schüttelt durch, füllt mit Wasser zu 100 auf, schüttelt wieder, lässt im Spitzglase absitzen oder zentrifugiert wie bei a. Präparate vor der Färbung in Äther-Alkohol ^ abspülen. e) Nach Spengler. Man mischt das Sputum mit lau- warmem, durch Sodalösung alkalisierten Wasser^, schüttelt mit 0,1 — 1,0 g Pankreatinpulver gut durch und bewahrt bei 37°. Sofort oder nach 2 — 3 Stunden setzt man einen Karbolkristall von 0,2 — 1,0 g zu. Sobald sich Sediment gebildet hat, untersucht man dies nach Abgiessen der Flüssigkeit. Falls das Sediment zu gross erscheint, wird nochmals alkalisiertes Wasser und Pankreatin zugesetzt etc. Nicht zu lange verdauen lassen ! Reaktion stets alkalisch halten ! C. Tierversuch. Führt langsamer als A und B., aber am sichersten zum Ziel. Nach subkutaner (vorzuziehen, wenn Impfmaterial reich an anderen Bakt. ist oder intraperi- tonealer Impfung mit Tb-haltigem Material sterben Meer- schweinchen, meist in 4 — 8 Wochen, mit zahlreichen Tuberkel- knoten in Leber, Lunge, Milz und Verkäsung der Lymph- drüsen. In den Knoten, die stets zur Vermeidung von Ver- wechslungen mit ähnlichen Erkrankungen mikroskopisch zu untersuchen sind, zählreiche Tb. Zur Züchtung zerquetscht man Knoten zwischen zwei sterilen Objektträgern und sät viele, mindestens stecknadelkopfgrosse Stücke auf erstarrtem Blutserum aus. Züchtung s. S. 54; Wachstum beginnt erst nach 8 — 14 Tagen deutlich. Der Tierversuch liefert Differentialdiagnose gegen- über anderen säurefesten Bakterien: Lepra- und Smegmabaz. (diese im Urin ! — s. S. 60) sind nicht für Tiere pathogen. In Butter, Milch, Mist, auf bestimmten Pflanzen, manchmal auch im menschlichen Körper (z. B. bei Lungen- gangrän) kommen wie Tb. färbbare und für Meerschweinchen ähnlich pathogen* Bazillen vor, die sich aber durch die Kultur (Wachstum schnell auf allen Nährböden , auch bei Zimmer- temperatur) unterscheiden. Tötet man mit Tb. geimpfte Meerschweinchen 2 — 3 Wochen post infectionem, so findet man meist schon die Lymph- drüsen zunächst der Infektionsstelle verkäst (besonders wenn - 60 - man die Invasion der Tb. durch Quetschen der Drüsen mit den Fingern bei der Impfung gefördert hat) und deutlich entwickelte Tb- haltige Knötchen in den inneren Organen. Zur Beschleunigung der Diagnose kann man also, ohne den Tod der Tiere abzuwarten, sie nach dieser Zeit töten. 3. Smegmabazillen. Im Präputial- und Vulvasekret, im Urin (die späteren Portionen des mit dem Katheter nach Säuberung der äusseren Genitalien entnommenen Urins sind meist frei von den Bazillen), in der Analfalte, im Ohrenschmalz, gelegentlich auch an anderen Körperstellen. Kürzer und zarter als Tb, sehr zahlreich auf Epithelien liegend ; Tb. bei Nierentuberkulose dagegen meist in Haufen für sich allein ohne Zellen zusammenliegend. Züchtung auf Blutserum versuchen. Färbung: Sind säureresistent, ähnlich wie Tb. und Leprabazillen. Zur Unterscheidung von Tb. vor allem Tier- versuch (s. S. 59 sub C), auch folgendes Färbeverfahren: 1. Färben mit Karbolfuchsin 2 Min. unter Kochen. 2. Ab- spülen mit Wasser, Trocknen. 3. Behandeln mit einer Mischung von Alkohol absol. 97,0 und HCl 3,0 für 10 Min. 4. Abspülen in Wasser. 5. Gegenfärben in gesätt. alkohol. Methylenblau- lösung + Aq. 1^. Tb. bleiben rot gefärbt, Smegmabaz. nicht. 4. Iieprabazlllen. Kultur bisher nicht sicher möglich. Zu versuchen durch Bebrüten von Lepraknotenstücken mit Zusatz von etwa 0,8°/oiger NaCilösung. Färbung wie für Tuberkelbaz. angegeben, doch Säure- und Alkoholbehandlung kürzer. Die Leprabazillen finden sich in den leprös erkrankten Geweben viel massenhafter als die Tb. in tuberkulösen Geweben und sind leichter färbbar als die Tb. Unterscheidung zwischen beiden nach Baumgarten: 1. Färbung in Fuchsinlösung (5 — 6 Tr. gesätt. alkohol. Lösung auf ein Uhrschälchen voll Wasser) 6 — 7 Min. 2. Entfärben */* Min. in Alkohol 10 + HNOs 1. 3. Abspülen in Wasser. Für Schnitte statt dessen absoluter Alkohol, Zedernöl. Bei dieser kurzdauernden Färbung tingieren sich die Leprabaz. schon, die Tb. noch nicht. Ausserdem Tierver- such (s. S. 59 sub. C) zur Unterscheidung; Leprabaz, sind für Tiere nicht pathogen. I - 61 - 5. Botzbazillen. Züchtung auf Blutserum, Agar und Kartoffeln (hier rot- brauner Belag) bei Körpertemperatur. Reinkulturen aus Eiter rotzkranker Tiere oder Menschen werden am leichtesten mit Hilfe des Tierkörpers erzielt. Feldmäuse gehen 5 — 8, Meerschweinchen ca. 14 Tage nach subkutaner oder intraperitonealer Injektion des Eiters ein; die Rotzknoten in ihren inneren Organen enthalten die Bazillen in Reinkultur. Die Hodenschwellung und Vereiterung nach Impfung mit rotzverdächtigem Material in die Bauch- höhle von männlichen Meerschweinchen (S t r a u s sehe Methode der Diagnose) nach ca. 2 Tagen verursachen nicht bloss Rotz- bazillen, sondern auch andere, bei malleusähnlichen Prozessen vorkommende Bazillen. Daher stets mikroskopische und kulturelle Untersuchungen vornehmen, ev. Agglutinationsprobe anstellen (s. Kleine, Zschr. für Hyg. 42, S. 183.). Dia- gnostikum aus abgetöt. Baz. für Agglutinationsprüfung von Blut- serum s. Fick'er, Hyg. Rdsch. 1905, S. 649. Färbung mit Loeff ler scher Methylenblaulösung (S. 41) oder der S. 64 angegebenen Färbemethode Loefflers oder nach den Nicolieschen Methoden (S. 43 e u. f.). Nach Gram nicht darstellbar. Besondere Färbemethoden: a) Nach Loeff ler: et) In Ausstrichpräparaten : 1. Färbung in Loefflerscher Methylenblaulösung (s. S. 41a). oder in Anilinwassergen tianaviolettlösung j- 0,01°/oiger KOH Tk 5 Minuten. 2. Schnelles Abspülen in 1 °/0 iger Essigsäure, die durch Tropaeolin 00 (so der Name des Farbstoffes) in wässe- riger Lösung etwa rheinweingelb gefärbt ist. 3. Schnelles Abspülen in Aqua dest. ß) In Schnitten: 1. Einlegen der Schnitte einige Minuten in 0,01 %ige KOH. 2. Färbung wie bei a 1 für 30 Min. und länger. 3. Schnelles Abspülen in Aqua dest, 10,0 -f- 2 Tr. konzen- trierter schwefliger Säure und 1 Tr. 5 % iger Oxalsäure. 4. Entwässern in Alkohol absol. ; dann Zedernöl usw. b) Doppelfärbung nach Unna: 1. Antrocknen des Schnittes auf dem Objektträger und Färben mit Kühnes Karbolmethylenblau (s. S. 42) 10 Min. — 62 — 2. Abspülen in Wasser. 3. Färben 15 Min. in gesättigter wässeriger Tanninlösung + 1 °/o iger wässeriger Säurefuchsinlösung ^ (NB. Säure- fuchsin ist ein besonderer Farbstoff!) 4. Entwässern in Alkohol. Aufhellen in Bergamottöl. Ba- zillen und Kerne blau, Gewebe rötlich. 6. Streptobazillen des Ulcus molle. Züchtung auf Blut- Agargemisch (S. 102, am besten Menschen- blut) möglich (gelingt nicht stets). Kolonien in toto abhebbar. Im Kondenswasser lange Ketten. Kulturen sterben in wenigen Tagen ab. Färbung in Ausstrichen nach den gewöhnlichen Methoden, nicht nach Gram, in Schnitten mit vorsich- tiger Entfärbung. Gut brauchbar sind N i c o 1 1 e s Tannin- methode (S. 43 e) oder Unnas Methode; 1. Färbung mit polychromer Methylenblau - Lösung (von Dr. Grübler- Leipzig zu beziehen) 2 Min. 2. Abspülen in Wasser. 3. Schnitt auf Spatel, Abtrocknen mit Fliesspapier. 4. Differenzieren in Glyzerinäther (von Dr. Grübler- Leipzig) , einige Tropfen auf ein Schälchen Wasser, 1 bis 2 Min. 5. Abspülen in Wasser (sorgfältig!). 6. Abtrocknen auf dem Spatel mit Fliesspapier. 7. Alkohol absol. Bergamottöl. Kanadabalsam. 7. Diphtheriebazillen. Kulturen bei Temperaturen über 20°, am schnellsten bei Körperwärme zu erzielen, Bestes Wachstum auf Loeffler- schem Blutserum (vergl. S. 15), zumal wenn es aus Hammel- blut hergestellt ist. Geringes Wachstum und Bildung weniger charakteristischer Bakterienformen auf Nähragar, Glyzerinagar und den weiter unten angegebenen besonderen Substraten. Zur Färbung ist vornehmlich die alkalische Methylen- blauiösung nach Loeffler (S. 41) geeignet. Färbung auch nach Gram. (Nicht zu stark entfärben !) Unbeweglich. Diphtheriediagnose. Entnahme von Untersuchungsmaterial aus dem Rachen vgl. S. 103. Ausstreichen in franktionierter Aussaat - 63 - (S. 23) auf Löefflerschem Blutserum in Petrischalen (s. S. 15 Abs. 3). (NB.: Vo Serum sind vor seinem Gebrauch für Röhrchen durch Besäung mit Db.-Reinkultur< keit als Nährboden zu prüfen! Bebrüten I (zur Not Röhrchen in der inneren Y\ des Loefflerserums werden auch folg« 1. Glyzerinagar, Kolonien bleiben kl« ; weniger leicht auffindbar. Verwechslung der Db. mit mal Pseudodb.-Arten wegen Ähnlichkeit der Form möglich. 2 Alkälialbuminat-Agar nach Deycke. Alkalialbuminat zu beziehen von E. Merck- D. (100 g UM.) oder n. S. 87 darzustellen. Davon u dest. 1000 gelöst 10 g + 10 g Pepton, 5 g NaCl, 20 g 50 e Glyzerin. Mit konzentr. HCl vorsichtig neutral* dann alkalisieren durch Zusatz von V/o kdsta11" Auf diesem Substrat wachsen Db. massig gut. Pseudodb. sehr ähnlich. Streptokokken gedeihen bei genug Alkaleszenz des Nährbodens nicht. 3. Serumagar nach Tochtermann. 2 o/0 ige wässerige Agarlösung + 1 °/o Pepton, 0,5 •, 0 3-0 % Traubenzucker wird filtriert, mit Hammelbhits Sas mcht steril zu sein braucht, a~a oder im Verhält, Aussaat an Erfolg versprechend B. präparate von grösseren ^ Part.en Kondenswasser, bei Platten iums - 64 - "Wiederholung der Untersuchung (bis 48 Std. nach Aussaat). Von der 12. — 16. Std. an werden meist auch die Kolonien der Db. typisch und leicht erkennbar (halbkugelig, weissgelb, feucht) ; dann Präparate von verdächtig erscheinenden Kolonien. Färbung der Polkörnchen nach M. Neisser (Hyg. Rdsch. 1903 Nr. 14): 1. Färben etwa 1 Sek. (auch länger) mit einer Mischung von 2 Teilen Lösung a und 1 Teil Lösung b. Lösung a: Methylenblaupulver (Meth. medicale Höchst) 1,0, Alkohol absol. 20,0 Aq. dest. 1000,0, Acid. acet. glac. 50,0. Lösung b: Kristallviolett Höchst 1,0, Alkohol absol. 10,0, Aq. dest. 300,0. 2. Abspülen mit Wasser und sofort 3. Nachfärben mit Chrysoidin (1 oder besser 2 in 300 Aq. ferv. gelöst und filtriert) etwa 3 Sek. 4. Abspülen mit Wasser. Die Färbung ist anzuwenden sowohl für Belagausstriche wie für 9 — 20 Std. alte bei 35—36° gewachsene Serumkulturen (am besten auf Loef f lerserum, hergestellt aus Rinderserum). Db. zeigen dabei an einem Pole oder an beiden, auch wrohl in der Mitte, blaue Körnchen im braungefärbten Bazillenleibe, während die den Db. ähnlichen Baz. zur angegebenen Zeit Körnchen- färbung noch nicht aufweisen. Die Methode ist nicht unbe- dingt zuverlässig, da bisweilen, allerdings selten, auch Pseudodb. (Xerosebaz. ähnliche) Körnchen wie die Db. zeigen, ferner Db. manchmal erst später, ausnahmsweise auch gar nicht die Körnchenfärbung geben. Loeffler (D. m. W. 07 Nr. 5) empfiehlt folgende Färbung: 1. Färben ohne Erwärmen mitwässer. Borax (2,5 °/o)- Methylenblau (l°/o -Lösung 40,0 + polychromen Methylenblau Unna (von Grübler-Leipzig) 10,0 + 0,05°/oiger wässer. Brom- eosin extra A. G. (Höchst)-Lösung 50,0. 2. Entfärben mit Tropaeolin 00 (gesätt. wäss. Lös.) 5,0 + Acid. acet. 0,5 + Aq. dest. 100,0. Bazillenleib blassblau, Polkörnchen schwarz- blau. — Andere Färbemethoden, s. C. B. I. Or. 38 S. 359. Wenn Zweifel entstehen , ob Db. oder Pseudodb. vor- liegen, hat man therapeutisch zu handeln, als sei die Diph- therie sicher festgestellt (also Heilserum injizieren, falls dies nicht vorsichtshalber sofort geschehen ist), bakteriologisch aber weiter Reinzüchtung der verdächtigen Baz. vorzu- nehmen. Sind isolierte Kolonien zum Abimpfen nicht vor- handen , verteile man das Material von einer Stelle , an der - 65 — das mikroskopische Präparat die Baz. zahlreich nachgewiesen hat, in einem Röhrchen mit steriler Bouillon und lege von dieser sofort fraktionierte Aussaaten (S. 23) auf Serum an. Hiervon sobald als möglich isolieren. Oft gelingt auf der zweiten Kulturserie die Differentialdiagnose zwischen Db. und Pseudodb. leichter wegen der grösseren Zahl von Kolo- nien in der Kultur und von Baz. im Präparat. Falls noch Zweifel bestehen, folgt : a) Tierversuch. Eine ganz grosse Platinöse 1 — 2tägiger bei 37° gewachsener Serum reinkultur oder 0,2 — 1,00 ccm gleich alter Bouillon reinkultur werden einem Meerschw. von ca. 250 g Gewicht subkutan auf der Brust beigebracht. (Technik s. S. 109.) Handelt es sich um virulente Db., so erkrankt das Tier nach 1 Tage mit starkem Infiltrat an der Impfstelle und stirbt meist nach 2 Tagen. (Organe steril, Nebennieren blutreich, gross, seröser Pleuraerguss, vor allem und stets grosses, oft hämorrhagisches Infiltrat an der Impf- stelle.) Bei Injektion der gleichen Dosis Db. -Kultur gemischt mit einer reichlichen Menge D. -Heilserum (0,2 ccm 200 faches Serum und mehr) bleibt das Tier am Leben , die Impfstelle ganz oder fast ganz frei von Reaktion. Pseudodb., in gleichen Kulturdosen wie für Db. angegeben injiziert , machen höchstens minimales Ödem an der Impfstelle (doch auch dies nur sehr selten!), töten nicht; wenn sie überhaupt Reaktion erzeugen, tun sie dies auch bei Injektion in Mischung mit D- Heilserum. b) ferner zur Differentialdiagnose Reaktionsprobe: Besäung von sterilisiertem, leicht alkalisch gemachten Fleisch- wasser (s. S. 8) aus frischem Fleisch zu je 10 ccm in Röhrchen. Db. bilden Säure (in 24-28 Stunden bei 37° ca. 0,35—1,0 Vio-Normal-HsSO* [Indikator Phenolphtalein] entsprechend) * von Hofmann - Loefflers Pseudodb. Alkali (ca. 0,2 bis 0,4 x/io Normal-NaOH entsprechend). Die Bakterien der Xerosebazillengruppe bilden Säure, einzelne so viel wie manche DB. - Stämme ; daher ist zwischen diesen die Probe nicht entscheidend. (Ebenso in Nährbouillon ; wegen der gelben Substratfarbe genaue Titration hierin schwerer). Diphtheriebazillengift: Enthalten in der Kultur- flüssigkeit. Züchtung der Db. bei 37 ° in Kolben mit Bouillon in flacher Schicht. Herstellung der Bouillon aus altem Fleisch, ferner Zusatz von gepulverter Kreide ratsam. Nach 1 bis 4 Wochen keimfrei filtrieren (s. S. 7, 4 c), zum Filtrat, das Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 5 — 66 — das Gift enthält , x\2 °/0 Karbolsäure zwecks Konservierung fügen. (Als Normalgift bezeichnet man ein Gift, von dem 0,01 ccm eben genügt, um jedes Meerschw. von 250 g bei subkut. Injektion in höchstens 5 Tagen zu töten.) Immunisierung s. S. 112. Diphterieheilserum von hochimmunisierten Tieren zu gewinnen. Mit 0,5°/'o Karbolsäure konserviert. Normal- serum nennt man ein Serum, von dem 0,1 ccm genügt, um das 10 fache Multiplum der eben noch letalen Dosis Normalgift (s. oben) bei Einspritzung unter die Haut im Meerschw.- Körper zu paralysieren. Von 100 fächern Normalserum würde 0,001 ccm genügen etc. Prüfungsmethoden s. bei Ehrlich, Klin. Jahrbuch, Bd. VI. 8. Inflnenzabazillen. Kulturen gelingen nur bei Temperaturen über 80° auf Agar, das mit Blut (bes. gut Taubenblut, aus einem Gefäss an der Flügelinnenseite leicht steril zu entnehmen) bestrichen oder noch besser gemischt ist (nur soviel Blutbei- mischung nötig, dass die Farbe des. Agars eben rötlich ist). Als Nährboden auch Bouillon mit ^2 — 1 °/0 Blutzusatz brauch- bar (gefrieren lassen, wieder auftauen, damit sich Hämoglobin löst). Alle Blutnährböden womöglich vor Besäung erst 24 Stunden bei 37 ° bebrüten, um Sterilität zu prüfen. — Unbewegliche, sehr kleine Baz. Infizierbar sind nur Affen. Zur Isolierung der Ib. wird das Ausgangsmaterial, Bronchialsputum (das zunächst durch Abspülen in mehreren Schälchen mit sterilem Wasser nacheinander von anhaftendem Mundschleim befreit werden kann) oder bei tödlich ver- laufener Influenzapneumonie Saft aus bronchopneumonischen Lungenpartien mit 1—2 ccm Bouillon verrieben, bis eine gleich- massige, leicht getrübte Emulsion entsteht. Durch diese Ver- teilung wird erstens die Zahl der Ib. soweit verringert, dass bei der Aussaat auf Nährböden getrennte Kolonien sich ent- wickeln können, zweitens das im Ausgangsmaterial enthaltene Hämoglobin so stark verdünnt , dass auf Nährböden ohne Blutzusatz Wachstum ausbleibt. Platinösen voll der Emulsion werden nun auf gewöhnlichem oder Glyzerin - Agar und auf Blut-Agar ausgesät. Nach 24 Stdn. im Brütapparat sieht man auf dem Blutnährboden ganz feine tautropfenartige Kolonien der Ib., auf den gewöhnlichen Nährböden nicht. Kolonien in - 67 - der Nähe von Staphylococcus aureus-Kolonien können sehr gross werden. — Den Ib. morphologisch u. biologisch sehr ähnliche Baz. im Keuchhustens putum und bei bestimmten Binde- hau terkrankun gen (Koch-Weekssche Baz.)! Zur Färbung Loefflersche Methylenblaulösung, besser aber noch eine zehnfach mit Wasser verdünnte Karbolfuchsin- lösung (s. S. 41 ; mehrere Minuten färben!); ferner die S. 64 angegebene Loefflersche Färbung. Die Gramsche Färbung ist nicht anwendbar. Schnitte nach Pfeiffers Methode (s. S. 42) färben. NB.: Nicht alle heute Influenza genannten Erkrankungen sind wirklich Influenza! 9. Typhusbmzillen (einschl. Paratyphusbazillen). Kultur der Tyb. auf allen gewöhnlichen Substraten möglich. Wachstum auch bei Zimmertemperatur und auf leicht sauren Nährböden. Reinkulturen am leichtesten aus der Milz, der Gallenblase und den Mesenterialdrüsen an Typhus Gestorbener erhältlich. Färbung mit allen üblichen Anilinfarben, nicht nach Gram, Kulturpräparate gut auf dem Deckglas fixieren, da sich die Bazillen leicht loslösen. Bei Untersuchung von Schnitten (sehr schonend differenzieren, weil Tyb. sich leicht entfärben !) aus der menschlichen Milz suche man zunächst mit schwacher Vergrösserung die Bazillenherde auf, die sich bei Färbung mit alkalischem Methylenblau als himmelblaue, bei Färbung mif Karbol- oder Anilinfuchsin als glänzend rote, bei Thioninfärbung als leuchtend violette Fleckchen zeigen. (Um grosse Herde zu erzielen, lege man die frische Milz 24 Stdn., zur 'Verhütung oberflächlicher Fäulnis in ein Sublimat befeuchtetes Tuch gewickelt, in den Brutschrank bei 37°; dabei vermehren sich die Tyb. reichlich. Dann härte man.) — Keine Sporenbildung. Differentialdiagnose von Ty. und Ty. ähnl. Bazillen (Bact. coli, Paratyphusbaz., Ruhrbaz. usw.). 1. Tyb. sind lebhaft beweglich (ähnlich Ameisenzügen), besitzen zahlreiche, lange, leicht abreissende peritriche Geissein, die sich durch Loefflersche Beize mit Zusatz von 1 ccm l°/0iger NaOH (näheres s. S. 51) gut darstellen lassen. 5* — 68 - 2. Tyb. bilden in Gelatineplatten rein graue bis gelbliche, runde, ovale oder wetzsteinförmige tiefe Kolonien und sehr zarte graue , schleierartige tiefgefurchte oberflächliche Kolonien. Die Kolonien werden erst nach einigen Tagen leicht braun. Keine Verflüssigung. 3. Tyb. wachsen auf Kartoffeln als kaum sichtbarer Rasen. Aussaat der zu vergleichenden Kulturen (Tyb. und Tyb. ähnliche) auf Stückchen derselben Kartoffel oder an verschiedenen Stellen der gleichen Kartoffelscheibe. 4. Tyb. wachsen in Milch, bringen sie aber nicht zur Gerinnung. (Bebrütung bei 37 ° mehrere Tage.) 5. Tyb. produzieren in Lackmusmolke (S. 30) nicht mehr als 3°/o Vio-Normalsäure. (Molke bleibt fast klar.) 6. Tyb. vermögen Traubenzucker nicht zu vergären. (Prüfung s. S. 28 ; empfehlenswert Stich in Zuckeragar oder Besäung von Zuckerbouillon in Gärröhrchen. Optimum 37°). 7. Tyb. bilden kein Indol. (Prüfung s. S. 31). 8. Tyb. geben Proteinochromreaktion (s. S. 31). 9. Tyb. verändern die Farbe von Neutralrotagar nicht (zu Nähragar mit 0,3—0,5—0,75 °/0 Agar und 0,3 — 0,5 °/0 Traubenzucker 1 °/0 kalt-gesätt. wäss., im Dampf steril. Neu- tralrotlösung fügen. Besäung im Stich in hochgefülltem Röhrchen oder durch Verteilen im verflüss. Substrat. Statt Agar kann man auch 10°/o Gelatine zusetzen, ebenfalls bei r,7° halten. Bact. coli u. a. färben grün- fluoreszierend, entfärben später ganz und bilden zum Teil auch Gas). 10. Tyb. lassen dünne Lackmuslösung -f- 1 °/0 Nutrose, 0,5 °/o NaCl, 1 °/0 Milchzucker (bereitet mut. mut. wie das Lackmusnutroseagar S. 75) bei 37° binnen 24 Std. unverändert (Unterscheidung von Bact. coli, das Gas bildet, die Lösung rot färbt und gerinnen macht ) ; enthält dieselbe Lösung statt Milchzucker 1 °/0 Traubenzucker, so färben Tyb. sie rot und koagulieren sie in 24 Stdn. bei 37° (Unterscheidung von Ruhrbaz., die binnen 24 Stdn. meist nur rot färben, erst später Koagulation bewirken). Malachitgrünlösungen mit ähnlichen Reaktionen s. Loeffler, D. m. W. 1906, Nr. 8, Orseille- nährböden s. Buchholz, Ztschr. f. Hyg., Bd. 56, S. 220. Es gibt Mikrobien , die sich nur durch einzelne der 10 Proben von Tyb. unterscheiden lassen. So unterscheidet sich Bac. faecalis alcaligenes nur durch Probe 5 und die im Wesen gleiche Probe 10 (bildet Alkali) sicher, der Ruhrbaz. nur durch Probe 1 (mangelnde Beweglichkeit), 10 und eine — 69 — weitere sub Ruhrbaz. S. 81 unter 7 angegebene Reaktion. Auch die Paratyb., die dem Ty. klinisch gleichende Er- krankungen erzeugen und von denen man zwei Typen unter- scheidet, sind in vielen Eigenschaften ähnlich. (Der seltene Paratyb. A bildet kreisrunde Oberflächenkol., ohne Furchung bei 2, der häufigere Paratyb. B ähnliche, aber dicke, weiss- liche, jung irisierende Kol., färbt Kartoffel braun, hellt Milch unter Alkalibildung allmählich auf, macht Lackmusmolke nach 8 — 10 Tagen alkalisch; beide bilden Gas und Fluoreszenz in Probe 9, erzeugen in Lackmus-Traubenzucker-Nutroselösung Gerinnung.) Wenn auch bisher kein Mikroorganismus bekannt ist, der in allen 10 Proben dem Tyb. gleicht, so ist doch das sicherste Mittel zur Diagnose 11. die Serumreaktion und zwar in Form der Bak- teriolyseimTierkörper(a) oder der Agglutination (b). a) Bakteriolyse im Tierkörper (sog. Pfeiffersche Reaktion). Prinzip: Tyb. werden im Peritonealraum des Meer- schweinchens, gemischt mit Serum eines hoch gegen Tyb. immunen Tieres injiziert, schnell „aufgelöst" (zu sicht- barem Zerfall gebracht), nicht aber bei gleichzeitiger Ein- spritzung von Serum eines normalen Tieres. Ty. ähnliche Baz. werden weder durch Ty.- noch durch normales Serum beeinflusst. (Nur gültig für bestimmte quantitative Ver- hältnisse von Serum und Kultur und bestimmte Virulenz der Baz.!) Ausführung. Erforderlich a) genaue Kenntnis der Wirksamkeit des Immun- Serums (Tit er s t eilung). Diese ist zu bestimmen mit Hilfe virulenter Ty.-kultur, von der etwa ^10 Öse = 0,2 mg (Art der Dosierung s. S. 111) in 1 ccm Bouillon* aufgeschwemmt ein Meerschweinchen von ca. 250 g bei intraperitonealer Injektion unter Temperatur- abfall und starker Vermehrung der Baz. in ca. 24 Stunden tötet. Man verdünnt das Serum so mit Nährbouillon, dass 1 ccm der Mischung 0,01 resp. 0,005, 0,001 ccm oder noch weniger Serum enthält, schwemmt eine Öse 20 stündiger Agarkultur des erwähnten virulenten Ty- stammes (also die 10 fache tödliche Dosis) in jedem ccm Serum-Bouillonmischung auf und injiziert jeden ccm in die Peritonealhöhle je eines Meerschw. (Bauchhaut ein- schneiden, Muskulatur mit stumpfer Kanüle durchstechen, —. 70 - Einspritzen.) In verschiedenen Zeitabständen (30, 60, 120 Minuten) nimmt man Proben aus dem Peritonealin- halt (Einstossen von Kapitallarröhrchen [durch Ausziehen von Glasröhren hergestellt] durch die Bauchmuskulatur am Orte des Hautschnittes ; in die Kapillare steigt etwas Peritoneal-Inhalt auf) und untersucht im hängenden Tropfen (Entleeren des Kapillarinhaltes auf ein Deckgläschen durch Erwärmen der Kapillare in der Hand unter Verschluss der oberen Öffnung mit einem Finger). Wenn nach spätestens 2 Stunden die Baz. verschwunden , resp. in Auflösung begriffen sind, höchstens noch vereinzelte, un- bewegliche aufgefunden werden, so ist erwiesen, dass die dem Tiere gegebene Serumdose vor der Baz. -Wirkung schützt. Das Tier überlebt dann ohne starken Tempera- turabfall. Die kleinste Serum dose, die noch diesen Effekt hat, ist der Titer des Serums. Für die Reaktion ver- wendbares Serum soll womöglich einen Titer von 0,001 oder noch darunter (z. B. 0,0001) haben. (Gewinnung von Immunserum s. S. 112. ,ß) Serum eines normalen Tieres der gleichen Spezies, der das das Immunserum liefernde Tier angehört. (Hat ähn- lichen schützenden Effekt wie Immunserum erfahrungs- gemäss meist erst in Mengen von Zehntelkubikzentimetern.) *y) eine ca. 20 stündige bei 37° gewachsene Agarkultur der zu prüfenden Bakterienart. 8) zwei Meerschweinchen von ca. 250 g Gewicht, 2 Spritzen, Pipetten, sterile leere und Bouillonröhrchen. Meerschw. A erhält intraperitoneal injiziert : Auf- schwemmung von 1 Öse = 2 mg von der Agarkultur der zu prüfenden Bakterienart in 1 ccm Bouillon-Immun- serummischung, die das zehnfache der dem Titer des Serums entsprechenden Serummenge enthält (event. auch ein anderes Vielfaches, aber nie über 0,02 ccm ! Näheres s. unter Möglichkeit 3!). Meerschw. B erhält dieselbe Dosis Kultur in einer Mischung von 0,95 ccm Bouillon und 0,05 ccm des normalen Serums. Nach 30, 60 nnd 120 Minuten Untersuchung des Peri- tonealinhaltes der Tiere (Entnahme mit Kapillare) ; weitere Beobachtung der Tiere. Es können eintreten: Möglichkeit 1. Bei Meerschw. A verschwinden die Baz. schnell, das Tier überlebt. Bei Meerschw. B verschwinden die Baz. nicht, vermehren sich vielmehr, // - 71 - das Tier stirbt unter Temperatursturz. Folgerung: Die Kultur ist eine echte Tyb.-kultur, denn das Ty., Immunseram hat sie beeinflusst, das in grösserer Menge angewandte normale Serum nicht. Möglichkeit 2. Bei Meerschw. A und B ver- schwinden die Baz., die Tiere überleben. Folgerung: Die Kultur ist zu wenig virulent, um die Probe anzu- stellen. (NB. Steigerung der Kulturdosis über 1 Öse ist nicht zulässig !) Ev. Versuch zur Virulenzsteigerung mit Durchzüchtung durch den Meerschw. -körper, Z. B. : 1 Tier 2 Ösen intraperitoneal, stirbt. Agarkultur aus dem Bauchhöhleninhalt angelegt, 2. Tier von dieser Kultur 1 Öse intraperitoneal, stirbt. Agarkultur wie vor, davon 3. Tier !/4 Öse, stirbt. Nun Anstellung der Reaktion mit 1 Öse Kultur-]- Serum, wie oben beschrieben. — Möglichkeit 2 kommt übrigens der Regel nach bei echten Ty.-kulturen nur in Betracht, wenn diese schon längere Zeit fortgezüchtet sind. Frisch aus dem Körper isolierte Tyb. sind fast immer gut virulent. Möglichkeit 8. Die Baz. verschwinden weder bei Meerschw. A noch B. Beide Tiere sterben. Folgerung: Die Kultur ist keine Tyb.-kultur. Tyb.-kulturen von solcher Virulenz, dass selbst die im Versuch angewandte zehn- fache Titermenge des Serums gegen die Infektion mit einer Öse Kultur Meerschw. nicht schützen kann, kommen nicht vor. Gäbe es solche, so würde, wie leicht verständ- lich ist, die Folgerung nicht gerechtfertigt sein. Die gleiche Überlegung ergibt aber , dass man bei Verwendung weniger hochwertigen Serums , als oben angegeben , die Folgerung nicht ohne weiteres ziehen darf. Angenommen, man habe ein Serum von Titer 0,01 ccm, und verwende davon 0,02 ccm (mehr ist nicht zulässig, weil sonst ev. die Wirkungskraft des normalen Serums mit ins Spiel kommen kann !), so gewährt die Serumdosis Schutz gegen die 20 fache tödliche Kulturdosis (Titer gegen die zehn- fache, die doppelte Titermenge also gegen die 20 fache). Hat die zu prüfende Kultur eine Dosis letalis minima von a/5o Öse imd injiziert man dem Tier mit der Serum- dosis 1 Öse Kultirr, so ist es klar, dass die Serummenge zum Schutze gegen diese Kulturmenge (das 50 fache Multiplum der Dosis letalis minima) nicht ausreicht. Die Baz.-auflösung ist keine vollständige und die Kultur - 72 — kann dennoch Ty. sein. Daher: Entweder nur hoch- wertiges Sei um verwenden, oder, wenn nur gering- wertiges zur Verfügung: Prüfung der Virulenzhöhe der zu untersuchenden Kultur, indem man einer Anzahl von Meerschw. Dosen von 1,l^0 — 1jioo Öse herab intra- peritoneal injiziert. Dann Injektion eines solchen Mul- tiplums der Kultur , dass die zulässige Serummenge (0,02 ccm), wenn die Kultur Ty. ist, sicher zum Schutze ausreichen muss, mit dieser Serummenge gemischt usw. wie oben. Tritt dann Möglichkeit 3 ein, Folgerung wie oben zulässig, b) Agglutination (Gruber-Durham-R. Pfeiffer). Prinzip: Ty.-immunserum macht noch in sehr grosser Verdünnung Tyb. unbeweglich und ballt sie zu Häufchen zusammen, normales Serum nur in viel stärkerer Konzen- tration. Auf Ty. ähnl. Baz. wirkt Ty.-immunserum höchstens etwas stärker als normales ein. Ausführung. Erforderlich ot) Immunserum von bekannter Wirksamkeit. Zu deren Fest- stellung fertigt man wie bei S. 69a) o.) Aufschwemmungen von virulenten Tyb. in 0,8°/oiger ganz klarer (2 mal durch gehärtete Filter geschickter) NaCl-Lösung mit verschieden grossen Zusätzen des Immunserums in kleinen Reagenz- gläschen (0,5—0,8 cm Weite, 6 — 8 cm Länge, die nach unten hin konisch zugespitzt sein können) an und be- obachtet erstens, bei welchem Serumzusatz in hängen- den, bei 37 ° bewahrten Tropfen nach spätestens 2 Stunden Unbeweglichwerden und Zusammenballen der Tyb. eintritt; die geringste dazu nötige Menge ist der Titer des Serums für den Tropfenversuch; zweitens, bei welchem Serum zusatz im Röhrcheninhalt nach höchstens 2 Stunden eine für die Beobachtung mit blossem Auge oder der Lupe in dem von der Zimmerdecke reflektierten Tageslicht deut- liche Flockenbildung statthat ; die geringste nötige Menge ist der Titer für den Röhrchenversuch. Das Serum soll mindestens in einer Verdünnung von 1 : 1000 im Röhrchen- versuch wirksam sein. Noch höher wertiges Serum wird von manchen Autoren für nicht empfehlenswert betrachtet, weil es auch auf Ty.-ähnl. Baz. bis zu einem gewissen Grade einwirken soll. Indessen sind Irrtümer ausge- schlossen, wenn man berücksichtigt, um wie viel weniger solch Serum Ty.-ähnl. Baz, als echte Tybaz. agglutiniert. / - 73 — ßj Normales Serum von einem Tier derselben Spezies, der das Immunserum liefernde Tier angehört. Prüfung des Titers des Xormalserums entsprechend wie bei ct. Das Normalserum soll weit weniger wirksam sein als das Im- munserum i's. B. 1 : 20 Normal:, 1 ; 1 000 Immunserumtiter). Y Eine ca 20 stündige bei 37° gewachsene Agarkultur der zu prüfenden Bakterienart. Man stellt sich verschiedene Verdünnungen des Immun- serums mit 0.*o/0igerNaCl-Lösung her, z B. 1:200, 1:300, 1 : 500, 1 : 1000. Doch soll in der am meisten Serum ent- haltenden Mischung das Immunserum wenigstens zehn- fach so stark verdünnt sein, als der Titer des normalen Serums steht (z. B. Titer des normalen Serums 1 stärkste Immunserumkonzentration 1 : 200). Von jeder Verdünnung füllt man 1 ccm in ein enges Röhrchen (s. unter tt), bezeichnet die Röhrchen genau und schwemmt in jedem eine kleine Öse «2 mg) der zu prüfenden Kultur auf unter sehr sorgrältiger Verreibung des Baz.-materials an der Berührungsstelle von Flüssigkeit und Glaswand bei schräger Haltung des Röhrchens. Auch kann von jedem Röhrchen ein hängender Tropfen hergestellt und wie das Robrchen im Brutschrank bei 37° aufbewahrt werden. — Ferner prüft man zur Kontrolle die gleiche Menge der- selben Kultur ebenso in 1 ccm einer Mischung von Bouillon mit soviel normalen Serums, dass das Serum darin in seiner halben Titermenge enthalten ist (also bei Titer 1 : 20 im Verhältnis 1 : 40). Beobachtung 2 Std. lang alle 10 — 20 Minuten. E- können eintreten: Möglichkeit 1. Im Immunserum ballen sich in allen oder nur in den am meisten Serum enthaltenden Proben die Bazillen, in normalem Serum nicht. Dann ist die Kultur eine Ty.-kultur. (Diese Folgerung ist aber unzulässig, wenn die Differenz zwischen dem Titer für Tyb. und der den geprüften Baz. -stamm agglutinieren- den Serumverdünnung sehr gross ist, z. B. Titer 1 : 5000, Agglut des geprüften Baz -Stammes nur bei 1 : 50, nicht mehr 1 : 100. Dann ev. noch Pfeifferschen Versuch machen, s. S. 69a). Möglichkeit 2 In beiden Seris ballen sich die Bazillen. (Sehr selten, nicht bei frisch aus dem Köiper gezüchteten Kulturen vorkommend). Dann kann die — 74 - Kultur ein Tyb. von geringer Virulenz sein. (Wahr- scheinlich, wenn selbst geringste Dosen Immunserum, d. h. viel kleinere als Titermengen, ballend wirken.) Prüfung der Virulenz und ev. Wiederholung der Reaktion nach Steigerung der Virulenz (s. S. 71, Abs. 2). Möglichkeit 3. In keinem der beiden Sera ballen sich die Bazillen. Dann ist im allgemeinen anzunehmen, dass keine Ty.-kultur vorliegt. Doch kommt es vor, dass frisch aus dem Körper gezüchtete Tyb. erst nach mehrfacher Umzüchtung auf künstlichen Nährböden von Ty.-serum agglutiniert werden; also ev. wiederholen! Gewinnung des Immunserums s.S. 112. Serum von Ty. -Rekonvaleszenten ist zur DifTerentialdiagnose nicht verwertbar, da es für diesen Zweck meist zu schwach wirksam ist, ausserdem manchmal auch Ty.-ähnl, Baz. agglutiniert! s. S. 79c). Bakteriologische Diagnose einer Typhuserkrankung beim Menschen. Die sicherste Methode ist der Nachweis von Tyb. in den Geweben oder in den Entleerungen; die Agglutinations- wirkung des Blutserums erscheint erst allmählich im Verlauf der Erkrankung, bisweilen spät oder gar nicht. Am besten bedient man sich, wenn die Möglichkeit vorliegt, der Unter- suchung zu 2 (s. unten), aber auch 1, 3 und 4 sind gut, in letzter Linie kommt 5; 2 u. 4 lassen sich an einer Blut- probe ausführen (vgl. 2 am Schlüsse). — Aus dem Körper gezüchtete Tyb -artige Keime prüfe man stets mittelst aller Kriterien (S. 67 ff. 1 — 10 u. IIb oder auch a), da Ty. -artige Erkrankungen vorkommen, die nicht durch Tyb., sondern durch ähnliche Mikrobien hervorgerufen werden. 1. Untersuchung von Roseolen. Reinigen der Hautstelle durch massiges Reiben mit Wattebausch, Alkohol und Äther. Leichter Einschnitt in die Roseole mit Skalpell und mit dessen Spitze sofort, noch ehe Blut austritt, etwas Gewebssaft abschaben, der in Bouillon ausgesät wird. Auf die Wunde ein paar Tropfen Bouillon bringen, um die bak- terizide Kraft des austretenden Blutes zu verringern, das so verdünnte Blut in Bouillon aussäen. Identifizierung etwa wachsender Baz. gemäss S. 67 ff. Stets mehrere und nur frische Roseolen untersuchen. Methode hat in etwa 3/* aller Fälle Erfolg. - 75 — 2. Untersuchung von Blut auf Tyb. Entnahme von 10 — 20 ccm Blut aus der Vena mediana mittelst Spritze (s. S. 102 Abs. 2). Aussaat zu je 10 Tr. in je 20 ccm Bouillon oder mit ca. 45° warmem Agar (3 zu 1 Blut) gemischt in Platten (Ty.- u. Paraty.-Kol. erscheinen schwarzgrün). Etwa in 90 °/o der Fälle erfolgreich, schon in der ersten Krankheits- woche. Aussaat in Agar ist vorzuziehen , weil dabei die Zahl der Keime feststellbar ist und bei Verunreinigungen isolierte Kolonien zur Reinzüchtung vorhanden sind. An- reicherung durch Zusatz von Blut (bis zu 2,5 ccm) zu 5 ccm sterilisierter Rindergalle und Züchtung 12 — 24 Stdn. bei 37°. Dann Aussaat auf Platten (s. unter 3.). Die Gallenmischung, in der das Blut ungeronnen bleibt, empfiehlt sich auch für Versendung des Untersuch. -Materials. — Auch das bei der Blutentnahme für die Widalprobe (S. 77 Nr. 4) sich ergebende Blutgerinnsel kann zum Nachweis der Tyb. benutzt werden; Aussaat nicht zu kleiner Mengen auf Platten (s. unter 3.), ev. zuvor Anreicherung im Gallenröhrchen (s. oben). 3. Untersuchung der Fäees auf Tyb. Tyb. meist erst von 2. Krankheitswoche an reichlich vor- handen. Statt der geübte Untersucher erfordernden Aussaat auf gewöhnliche, neutrale oder nicht ganz neutralisierte Nähr- gelatine werden folgende Verfahren bevorzugt: a) Lackmusnutroseagai nach v. Drigalski u. Conradi (Zschr. f. Hyg. Bd. 39): 1,5 kg gehacktes Pferde- fleisch 24 Stdn. mit 2 Liter Wasser ohne Erwärmen aus- ziehen. Das abgepresste Fleischwasser 1 Std. kochen, filtr., versetzen mit 20,0 Pepton sicc. Witte, 20,0 Nutrose, 10,0 NaCl, 1 Std. kochen, filtr., dann 60,0 — 70,0 feinsten Stangenagar zusetzen, 3 Stdn. im Dampf ström oder 1 Std. im Autoklaven kochen , schwach alkalisieren gegen Lackmusspapier , filtr., */2 Stdn. kochen. Zu diesem, etwas abgekühlten Agar wird zugesetzt 40 - 50 ° warme Lackmus-Milchzuckerlösung (Lack- muslösung von O. Kahlbaum, Berlin S. O., 260,0 ccm 10 Min., gekocht, dazu ehem. reiner Milchzucker 30,0, Kochen 15 Min., nicht länger); gut umschütteln, etwa verschwundene schwach alkal. Reaktion wieder herstellen. Der Mischung zusetzen 4,5 ccm heisser steriler Lösung von 10% wasserfreier Soda in Wasser, ferner 20 ccm frisch bereiteter Lösung von 0,1 g Kristallviolett B der Höchster Farbwerke in 100 ccm warmer steriler Aq. dest. Von der Mischung teils grosse Schalen (Doppelschalen von ca, 15 ccm Durchmesser, mindestens 2 mm — 76 - Agarschichtdicke !) vorrätig halten, teils 200 ccm Kölbchen (nicht grössere, weil deren Verflüss. zu langes Erhitzen fordert). Aussaat fraktioniert auf Oberfläche, Verteilen mit rechtwinklig gebogenem Glasstab. Dünnen Stuhl direkt und nach Ver- dünnung mit 10 — 20facher Menge steriler 0,85°/oiger NaCl- Lösung auf mehreren Platten nacheinander verreiben, von festen Stühlen dünne Verreibung mit der genannten NaCl- Lösung aussäen. Besäte Platten mindestens l/2 Stunde staub- geschützt offen stehen lassen, dann mit Deckel nach unten bei 37° bebrüten. Nach 14 — 24 Std. untersuchen. Ty.-kol. 1 — 3 mm gross, blau, glasig, nicht doppelt konturiert, tau- tropfenähnlich, ebenso Paraty.-kol.; Kolikol. 2 — 6 mm, leuchtend rot, nicht durchsichtig. Weitere Prüfung abgeimpfter Kol. nach den Differenzierungsmethoden 1 — 11 (S. 67 ff. u. zw. zunächst auf Gärvermögen — S. 68 sub 6), am schnellsten Iden- tifizierung durch Agglutination im hängenden Tropfen (IIb S. 72). b) FuchsinnährbodennachEndo (C. B I. Or. 35 S. 109): 1 Liter 3% Nähragar (s. S. 11), neutralisiert und mit 10 ccm 10% Sodalös. alkalisiert, versetzen mit 10 g chemisch reinen Milchzuckers, u. 5 ccm gesätt. alkohol. fil- trierter Fuchsinlös., dann mit 25 ccm frisch bereit. 10°/oiger Natriumsulfitlösung. Autbewahrung des heiss rosa gefärbten, kalt ganz oder fast farblosen Nährbodens im Dunkeln. Be- säung in Schalen wie bei a) Ty. u. Paraty.-Kol. farblos, Kolikol. intensiv rot gefärbt. (Nicht vor 20—22 Stdn. abimpfen!). c) Koffeinnährböden nach Roth, Ficker und Hofmann (Arch. f. Hyg 49, S 199, 229): 100 ccm Rind- fleischwasser mit 6°/o Pepton Witte u. 0,5 °/o NaCl versetzen mit 38,64 °/o der zur Neutralisierung bis zur Phenolphtalein- rotfärbung nötigen Menge Normal-NaOH (Prüfung und Be- rechnung analog wie S. 12 unter 3), dann 10 Min. im Dampf sterilisieren. Dazu steril fügen 105 ccm l,2°/0iger Koffein- lösung und 1,4 ccm 0, l°oiger Kristallviölettlösung (beides für sich kalt in steriler Aq dest. und sterilem Gefäss gelöst). In die Mischung dünnen Stuhl (0,8 — 0,9 ccm) unmittelbar einsäen. Dickflüss. und fester Stuhl mit 1 — 2 Teilen l,2%iger Koffeinlösung in steriler Schale verreiben und durch sterile Watte filtrieren; Aussaat von 0,8 — 0,9 ccm des Filtrats. Nach 13 stund Bebrüten bei 37 ° Aussaat auf Lackmusnutrose- agar (s. S. 75a). — . 77 - d) Loefflers G rün gelatine : (D. m. W. 1906 Nr. 8). Nährgelatine aus Bouillon (2 kg Rindfleisch zu 5 1 Leitungswasser) mit 15°/o Gelatine, 1 °/0 Pepton Witte, 0,5 °/o NaCl, neutral, für Lackmus, erhält auf je 100 ccm Zusatz von 2 ccm 4°/oiger Phosphorsäurelösung u. 3,5 ccm 0,2°/oiger wässer. Malachitgrün -Kristalle -Chlorzinkdoppelsalz Höchst- Lösung. Je 1 Tr. des Untersuch.-Materials wird zu 2 Röhrchen mit etwa 20 ccm dieser Gelatine zugesetzt, das eine Röhrchen zur Platte ausgegossen, das zweite als Vorkultur bei 37 ° be- brütet. Aus ihm wird nach 12, 18 u. 24 Stdn. je 1 Tr. in Röhrchen mit 20 ccm Grüngelatine übertragen und von diesen wiederum, je nach der Dauer der Bebrütung, drei, zwei oder ein Tr. in neue Röhrchen mit 20 ccm Grüngelatine. Der Inhalt der besäten Röhrchen wird in Schalen ausgegossen, die bei 25° bebrütet werden. Ty.-kol. nach 24 Stdn. steck- nadelkopfgross, wasserhell, stark glänzend, hellgrau, gekörnt, meist Fortsätze zeigend; nach 36 — 48 Stdn. erheblich grösser, graugelblich, mit zahlreichen Fortsätzen. Diese Fortsätze (Ausläufer) an den Kolonien sind besonders bezeichnend. Bact. coli gedeiht auf dem Nährboden nicht. — Loefflers Grünagar (ebda); 3°/oiges neutral. Nähragar -f- 5 ccm Normal-NaOH pro Liter + (am Schluss der Steril.) 100 ccm 10°/oiger Nutroselös. pro Liter erhält Zusatz von 1,3 ccm 0,2 °/o iger wässer. Malachitgrünkristalle-Chlorzinkdoppelsalz Höchst-Lösung. Ausgiessen in Platten, Besäen durch Aus- streichen von Stuhl. Ev. Vorkultur des Stuhls 6 — 12 Stdn. bei 37° in Bouillon (neutral f. Lackmus mit Na2C03) -f- 5 ccm Normal NaOH, 10 ccm l°/0iger Nutroselösung und 30 ccm 2°/oiger Malachitgrün 120 Höchst-Lösung pro Liter. Ty -Kol. auf dem Agar durchsichtig, gezackter Rand, Koli- wachstum gehemmt, Paraty.-Kol. üppig, grauweiss, schleimig, Nährboden umher entfärbt. 4. Die Widalsehe Serumreaktion. Prinzip: Das Blutserum Ty.-Kranker besitzt der Regel nach schon nach den ersten 8 Krankheitstagen agglutinierende Kraft gegen über Tyb. (s. oben Hb S. 72). Blutserum nicht Ty.-Kranker gibt Agglutination nur in starker Konzentration (s. aber S. 79a!) Blutgewinnung s. S. 102 u, 112. (NB. Die einzelnen Ty.-Stämme können sehr verschieden stark aggluti- nabel sein, also erst geeigneten mit Immunserum ausprobieren !) Ausführung der Agglutinationsprobe (vgl. auch die Dienstanweis. f. die zur Ty. -Bekämpfung eingericht. - 78 - Untersuch.-Ämter-, Veröff. der K. G. A. 1903 Nr. 36, Be- sond. Beilage. — Allgemeine Angaben s. auch S. 102): Mit steriler 0,8°/oiger NaCl- Lösung wird das in einer 1 ccm-Pipette mit ^loo-Teilung abgemessene Serum auf das 50 fache verdünnt. Ergibt diese Verdünnung weniger als 2 ccm, so wird die Probe auf Agglutination auf dem Deckglase mit ihr angesetzt, andernfalls mit je 0,5 — 1 ccm im Reagenzglase (s. S. 72 bot Form und Grösse der Röhrchen). Mikroskopische Agglutinationsprobe: In je einem auf ein Deckglas gebrachten Tropfen der Verdünnung 1 : 50, sowie einer aus dieser bereiteten Verdünnung von 1 : 100 wird von einer Ty.-Kultur auf Agar von nicht über 48 Stdn. Alter, in je zwei ferneren Tröpfchen von je einer Paratyb.- Kultur (Typus A u. B) eine Nadelspitze Bazillen- material soweit verrieben, dass man mit blossem Auge eben eine Trübung sieht; die Platinnadel wird dann abgebrannt, der Tropfen gleichmässig verrieben und als hängender Tropfen weiter untersucht. Makroskopische Agglutinationsprobe: Aus einem Teil der Serumverdünnung 1 : 50 wird durch Zusatz einer gleichen Menge 0,8°/oiger NaCllösung eine Verdünnung 1 : 100 hergestellt. Beide Verdünnungen werden sowohl gegen Tyb. wie gegen Paratyb. (Typus A und B auf Agglu- tination sfähigkeit im Reagenzglas geprüft. Auf je 1 ccm Serumverdünnung wird 1 Normalöse (2 mg — s. S. 111) der Kultur an der Wand des Röhrchens sorgfältig verrieben. Die Röhrchen bleiben 3 Stdn. bei 37° oder vom Abend bis zum nächsten Morgen bei Zimmerwärme stehen. Prüfung der Reaktion: Die Agglutination ist auch bei den im Röhrchen angesetzten Proben stets durch das Mikroskop zu kontrollieren, ganz besonders, wenn dem Serum Blutkörperchen beigemengt waren. Die auf dem Deckglas allein angesetzte Probe 1:50 hat nur orientierenden Wert. Sind in jedem Gesichtsfeld reichlich Häufchen, auch nur aus 6 — 7 Baz. bestehend, bei einem ursprünglich nur isolierte Baz. enthaltenden Präparat zu finden, selbst neben noch ver- einzelt liegenden Baz., so ist die Reaktion als positiv zu bezeichnen. Ist nur die Röhrchenprobe 1 : 50, nicht aber die 1:100 positiv, so ist der Fall verdächtig; es ist dann nach einigen Tagen die Untersuchung mit neu entnommenem Blut- serum zu wiederholen. Ist nur die Probe mit dem Paratyb. positiv, so ist ein Fall von Paratyphus zu vermuten, bewiesen - 79 - aber erst bei Züchtung der Paratyb. aus dem Körper. — Empfehlenswert ist es, von vornherein noch weitere Verdünnungen herzustellen und genau die Wirkungs- grenze des Serums gegen Tyb. und Paratyb. festzu- stellen. Die Wi da Ische Serumreaktion hat zahlreiche Fehler- quellen, insbesondere folgende : a) Das Blutserum von Menschen, die vor Monaten oder selbst Jahren an Ty. gelitten haben , zurzeit aber andersartig erkrankt sind , kann Tyb. agglutinieren. Auch Serum Ikterischer soll oft erhöhte Agglutinationskraft zeigen. b) Das Agglutinationsvermögen des Blutserums entwickelt sich bei Ty.-Kranken (zumal bei leicht Kranken) nicht zu bestimmter Zeit der Krankheit, manchmal anscheinend selbst gar nicht. Bei negativem Ausfall der Agglutination und bestehendem klinischen Verdacht auf Ty. - Inf ektion empfiehlt sich Wiederholung der Probe in Abständen von einigen Tagen. c) Bei Ty.-Infektion kann das Blutserum auch gegen Paratyb. an Agglutinationskraft wachsen und umgekehrt bei Paraty.- Inf ektion gegen Tyb. Es ist in Zweifelsfällen ratsam, stärkere Verdünnungen des Serums als 1 : 100, also 1 : 200, 1 : 500 usw. , auf ihre Agglutinationswirkung gegen Tyb. und Paratyb. zu prüfen; der die Infektion veranlassende Baz. wird in der Regel um das Vielfache stärker agglu- tiniert , als der andere , auf den das Serum nur infolge einer sog. „Gruppenreaktion" (Familienzusammengehörig- keit ähnlicher Baz. -Arten) in gewissem Masse agglutinierend wirkt. (Auswahl geeigneter Ty. - Kultur für Versuch s. S. 77 Abs. 2.) Als Unterstützung für die klinische Diagnose behält die Widalsche Reaktion trotzdem bei richtiger Beurteilung grossen Wert. Therapeutisch und sanitätspolizeilich sind Ty. und Paraty. -Infektionen gleichmässig zu behandeln. Man beschränke sich nie auf die Angabe, dass ,,die Widalsche Reaktion positiv war", sondern gebe die Art der Prüfung (Röhrchen- oder Dcckglasversuch), die Höhe der wirksamen Serumverdünnung , die Zeit, innerhalb deren die Agglutin. auftrat und die Stärke der Reaktion (völlige Agglutin. usw.) an. Ty.- und Paraty. - baz. - Zubereitungen zur Anstellung der Widalschen Reaktion, frei von lebenden Keimen, sind - 80 - von E. Merck - Darmstadt zu beziehen (Fickersches Ty-diagnosticum, B. Kl. W. 1903 Nr. 45); für den Röhrchenversuch brauchbar, bequem für die Praxis. Oder : eintägige Bouillonkultur der Tyb. -j- 1 °/0 40 °/o igen Formalins 2 Tage bei 37° gehalten, vom Bodensatz ab- gegossen, im Eisschrank bewahrt. Haltbar, allmählich aber immer leichter agglutinierbar! 5. Im Urin finden sich Tyb. in etwa */4 aller Fälle, doch in der Regel erst von der 3. Krankheitswoche ab. Untersuchung am besten nach S. 75 — 77 a, b, d. Nach Überstehen eines Ty. kann Bazillenausschei- dung mit Stuhl und Urin noch Monate und Jahre anhalten. Also bei zweifelhaften Krankheitsfällen nach Anamnese forschen ! Isolierung von Tyb. aus Wasser. Am einfachsten: Aussaat des Wassers wie bei Wasser- untersuchung im allgemeinen (vergl. S. 105), aber in den S. 75 ff. gen. Substraten (cv. Ausstreichen des Bodensatzes vom zentrifug. Wasser auf der Oberfläche). Auch Vorkultur (s. S. 75 ff.) versuchen. Anlage einer grösseren Zahl von Platten. Ab- impfung der verdächtigen Kolonien, Prüfung dieser auf Gär- vermögen und bei negativem Ausfall weiter gemäss S. 67 ff. Die zahlreich angegebenen besonderen Untersuchungsverfahren (vgl. z. B. Litteratur bei Müller, Zschr. f. Hyg. 51, S. 1) sind noch nicht hinreichend bewährt. 10. Rnhrbazillen. Die Mehrzahl der Autoren unterscheidet zwei Typen: A. Shiga-Krusescher Typus. Im Wachstum den Typhusbaz. ausserordentlich ähnlich, der Form nach plumper, ausserdem unbeweglich. Züchtung aus Fäces ( Schleim flöckchen) auf Lackmusnutroseagar (s. S. 75 a ohne Kristallviolettzusatz bereitet. Einfacher Lackmusmilch- zuckeragar ebenso gut brauchbar. Wachstum wie Typhusbaz.). Blutserum Ruhrkranker zeigt nach dem 5. Tage gewöhnlich Agglutinationswirkung auf Ruhrbaz. ; Agglutination bei Serum- verdünnung 1 : 50 für Ruhr beweisend. Wichtigste Merkmale: 1. Unbeweglichkeit, Fehlen von Geissein (Unterscheidung von Typhusbaz.). 2. Keine Vergärung von Traubenzucker (Prüfung s. S. 68 sub 6). - 81 - 3. Keine Indolbildung (Prüfung s. S. 31). 4. Keine Koagulation in Milch. 5. Säurebildung in Lackmusmolke wie Tyb. (s. S. 68 sub 5). 6. Wachstum aufLackmusnutroseagar wie Tyb. (s. S. 75 sub.b); Nährboden am besten ohne Kristallviolettzusatz bereitet ! 7. Wachstum in Lackmusnutroseagar mit Mannit (wie S. 75 sub b hergestellt, doch statt Milchzucker gleiche Mengen Mannit) oder in Lackmusmannitagar (Nähragar mit Zusatz von 10°/o Lackmuslösung und 2°/o Mannit): Ruhrbaz. lassen in der Stich- und Strichkultur die oberen Schichten unverändert, die tieferen können sie entfärben ; Typhus- baz., Paratyphusbaz., Bact. coli und die meisten sonstigen, den Ruhrbaz. ähnl. Mikrobien (auch Typus B — s. unten) färben den Nährboden rot und bilden teilweise Gas. 8. Agglutination durch Serum mit Ruhrbaz. vom gleichen Typus immunisierter Tiere (Methodik der Immunisierung s. S. 112, Prüfung wie bei Typhusbaz. S. 72. Immuni- sierung von Tieren schwer, am geeignetsten Hammel, Ziegen und besonders Esel und Pferde). 9. Ferner Unterscheidung von Typhusbaz. gemäss S. 68 Nr. 10 (Unsicher, weil nur Zeitdifferenz!). B. Flexner scher Typus. Verhalten wie bei Typus A, rötet aber Lackmus-Mannit- Agar (s. oben 7) in 24 — 48 Stdn. Ausserdem Agglutination nur durch spezifisches Serum, nicht durch das gegen Typus A wirksame (s. oben 8), wenn auch eine gewisse Artverwandt- schaft in Gestalt von Mitagglutination zum Ausdruck kommt (vgl. „Gruppenreaktion" S. 79 unter c, — wie dort ange- geben Wirkungsgrenze des Serums feststellen) ! Agglutination mit Serum Kranker auch nicht bei 1 : 100 und mehr immer für Infektion beweisend, da normales Serum, manchmal so hoch agglutiniert. Immunisierung von Tieren, auch Kaninchen, gelingt leicht. Neben diesen beiden Typen kommen atypische, in ein- zelnen Eigenschaften abweichende Stämme — Pseudodysen- teriebazillen — vor, von denen sich durch Agglutination in Immunseris, die mit ihrer Hilfe gewonnen sind, seltener im Kränkenserum, mehrere Abarten unterscheiden lassen. Eine Art ist durch langsame Milchkoagulation gekennzeichnet (vgl. u. a. Kruse, D. m. W. 07 Nr. 8/9). Abel, Taschenbuch, 12. Aufl. 6 -sa- li. Bacillus (auch Bacterium) coli. Die typischen Vertreter dieser Bakterien g r u p p e sind etwas beweglich, besitzen 4 — 12 seitliche Geissein, bilden auf Gelatine oberflächl. kräftige häutchenart. Beläge und tiefe runde bräunl. Kolonien, ohne zu verflüssigen, auf Kartoffeln starke graugelbliche Rasen, vergären Traubenzucker stark, bilden Indol, kein Proteinochrom, koagulieren Milch, produ- zieren in Lackmusmolke stark und dauernd Säure. Es kommen Varietäten vor, denen eine oder mehrere dieser Eigenschaften mangeln ; doch verflüssigt keine Abart Gelatine. Unterscheidung von Typhusbaz. s. S. 67 ff., vom Ruhrbaz. s. S. 80. Nach Gram nicht färbbar. Für Meerschw. bei intraperitonealer Injektion pathogen (Peritonitis, Septikämie), bisweilen auch für diese Tiere und für Mäuse bei subkutaner Impfung (Eiterung, Septikämie). Agglutination durch spezif. Immun- serum analog S. 72, doch wirkt ein Immunserum nicht allen Stämmen gegenüber, sondern nur auf den immunisierenden und ev. einige andere. 12. Choleravibrioneil. Kulturen auf den gewöhnlichen Nährsubstraten er- hältlich. Etwas alkalische Reaktion ist vorteilhaft. Eigen- artiges Wachstum auf Gelatine (helle ,,Glasbröckchen"-Kolo- nien auf der Platte, klare ,, luftblasenartige" Verflüssigung an der Oberfläche in der Stichkultur; doch kommen auch aty- pische , dunkel gelblich gefärbte Kolonien mit gefasertem Rand allein oder zwischen typischen Kolonien vor). Auf Agar bläuliche durchscheinende Kolonien. Reichliches Wachs- tum in Peptonwasser (s. S. 14), auf Kartoffeln nur, wenn sie mit Sodaläsung (l°/oig) oder Salzwasser (s. S. 17 Abs. 6) gekocht sind. Eine endständige Geissei. Bewegung schliessend, „mückenschwarmartig". Keine Sporen. Kulturen geben Nitroso- indolreaktion (s. S. 31), keine Phosphoreszenz (s. S. 32). Färbung am schönsten mit Fuchsinlösungen ; bei An- wendung der Gram sehen Methode tritt Entfärbung ein. Differentialdiagnose von Cholera- und ähn- lichen Vibrionen ist oft schon mit Hilfe der Gelatine- plattenkultur und bei Berücksichtigung von Nitrosoindolreaktion und Phosphoreszenz möglich, ganz sicher aber meist nur unter Benutzung der Serumreaktion in Form des Pfeiffer- schen Versuchs oder der Agglutination — s. S. 86 ff. - 83 - Die bakteriol. Diagnose einer Ch.-Erkrankung beim Mensehen. (Vgl. Anweis, des Bundesrats zur Be- kämpfung der Cholera, Berlin, Rieh. Schoetz 1905, 0,60 M. Anl. 7 u. Deckblätter dazu von 1907, auch Gaffky, Klin. Jahrb. Bd. 16, S. 323). Zur Untersuchung dient eine Stuhlprobe oder der Inhalt einer Darmschlinge aus dem mittleren oder unteren Teile des Ileum. Ausbreiten des Materials in einer grossen Glasdoppel- schale. Heraussuchen von „Schleimflöckchen" zur Unter- suchung. Bei festen Stühlen Erweichen mit sterilem Wasser zur Auffindung der Flöckchen. I. Untersuchungsmethoden. 1. Mikroskopische Untersuchung a) von Ausstrichpräparaten (wenn möglich von Schleimflocken). Färbung mit verdünnter Karbolfuchsinlösung (1:9 Aq.) b) im hängenden Tropfen, anzulegen mit Peptonlösung (s. S. 14), sofort und nach */2 Std. Verweilen bei 37° frisch und gefärbt zu untersuchen. 2. Gelatineplatten. Menge der Aussaat der Öse (wo- möglich von einer Schleimflocke), Verdünnungen zu je 3 Ösen. 2 Serien zu je 3 Platten anlegen. Nach 18 Std. Verweilen bei 22 ° mit schwacher Vergrösserung untersuchen, Klatsch-, ev. Ausstrichpräparate und Reinkulturen herstellen. Die Gelatine soll aus Fleischwasser mit 1 °/0 Pepton, J/2 °/o Kochsalz, 10 °/o Gelatine bestehen und nach Neutrali- sierung auf Lackmus (s. S. 9 Nr. 3) Zusatz von 3 °/o einer 10 °/0 igen Lösung kristallisierter Soda erhalten haben. (Alkali- albuminatgelatine s. S. 87). 3. Agarplatten. Ausstreichen einer Öse Materials auf der Oberfläche von 3 Agarplatten nacheinander; oder Verteilen einer Öse Materials in 5 cem Peptonwasser und hiervon 1 Öse auf 1 Platte ausstreichen. Nach 12 — 18- stündiger Bebrütung bei 37 ° untersuchen wie zu 2. Das Agar soll aus Fleischwasser -f- 1 °/0 Pepton, */2 °/o NaCl, 3°/o Agar bestehen und wie die Gelatine alkalisiert sein. Die Platten müssen vor der Beimpfung J/2 Std. bei 37 ° im Brutschrank mit der Fläche nach unten offen ge- halten werden. 4. Anreicherung mit Peptonwasser (s. S. 14). a) in 6 (im Brutschrank bei 37 ° vorgewärmte) Röhrchen von je 10 cem Inhalt je 1 Öse Material aussäen. Nach 6, 6* — 84 - 12 u. 24 Std. Verweilen bei 37° mikroskopisch Proben von der Oberfläche untersuchen — Röhrchen nicht schütteln! Von dem Röhrchen, das dabei am meisten ver- dächtig ist , Ch. vibr. zu enthalten , werden weiterhin 3 Peptonwasserröhrchen mit je 1 Öse beimpft und je eine Serie Gelatine- und Agarplatten angelegt, b) in ein (wie a) vorgewärmtes) Kölbchen mit 50 ccm Pepton- wasser ca. 1 ccm Kot aussäen, bebrüten und untersuchen wie zu a. 5. Anlegen von Reinkulturen. Am besten von den Agarplatten aus : Gelatinestich-, Agars trichkulturen, 6. Prüfung der Reinkulturen. a) durch Feststellung der Agglutinationsfähigkeit s. S. 86. b) durch den Pfeifferschen Versuch s. S. 86. IL Gang der Untersuchung. 1 . In ersten Fällen (d. h. wenn noch kein Ch.-fall am Orte festgestellt ist) sind sämtliche Methoden anzuwenden und zwar in folg. Reihenfolge : a) Impfung von 6 Pepton- wasserröhrchen , b) Herstellung der mikroskop. Präparate, c) Anfertigung von je 2 Serien Gel.- und Agarplatten, d) Untersuchung der mikroskop. Präp. , e) Herstellung von Reinkulturen, f) Prüfung dieser gemäss I 6a und b. 2. In folgenden Fällen (d. h. nachdem bereits das Vorhandensein von Ch. am Orte festgestellt ist) wird wie bei II 1 verfahren, jedoch sind nur 3 Röhrchen Pepton- wasser und je eine Serie Gel. und Agarplatten anzulegen, auch statt Agarplatten ev. Röhrchen mit schräg erstarrtem Agar zu beimpfen. Ev. Gel. -Platten ganz fortlassen, da Agar schneller zum Ziel führt. Bei f) genügt I 6a im hängenden Tropfen. 3. Bei Ansteckungsverdächtigen („Evaku- ier t e n " ) und bei Genesenen: Die mikroskop. Unter- suchung fällt fort, falls die Ausleerungen nicht choleraartig sind. Statt der Peptonröhrchen 1 Peptonkölbchen (s. I. 4 b). Von diesem nach 6 — 12 Std. Bebrütung, Anlegen je 1 Serie Gel. u. Agarplatten. Prüfung der verdächt. Kol. nach I 6 a. 4. Wasser Untersuchung. Mindestens 1 Liter des Wassers wird mit 1 0 °/o konzentrierter Peptonwasserlösung (s. S. 14) versetzt und gründlich durchgeschüttelt, dann zu je ca, 100 ccm in Kölbchen verteilt und nach 8- und 18-stünd. — 85 — Bebrüten bei 37° in der Weise untersucht, dass Tröpfchen von der Oberfläche zu häng. Tropfen und gefärbten Präp. verarbeitet werden und dass von dem Kolben, an dessen Oberfläche sich mikroskopisch die meisten Vibr. finden, Pep- tonwasserröhrchen besät, Gel.- u. Agarplatten angelegt und wie bei III weiter untersucht werden. Prüfung der Rein- kulturen nach I 6a und b. III. Beurteilung des Befundes. Zu III. Die Diagnose Cholera ist sicher erst, wenn sämtliche Methoden ein positives Ergebnis haben ; wichtig sind namentlich I 6a und b. Ergibt die mikroskop. Unter- suchung Vibrionen in der charakter. Anordnung (Lagerung in Zügen wie schwimmende Fische im geiärbten Präparat) fast in Reinkultur und die Gelatineplatte Kol. von typischem Aussehen, so kann die vorläufige Diagnose Ch. gestellt werden, die endgültige Diagnose aber erst auf Grund des Ergebnisses der ganzen Untersuchung. Gibt die Agglutination verdächtiger Kolonien im hängenden Tropfen („orientierende Agglu- tinationsprobe") nicht absolut einwandfreie Resultate, so ist die quantitative Bestimmung der Agglut. vorzunehmen, sobald Reinkultur gewonnan ist (vgl. S. 86). Zu II 2. Cb. kann diagnostiziert werden bei positivem Ausfall der mikroskop. Untersuch., charakteristischem Wachs- tum in den Gelatine- und Agarplatten und positivem Ausfall der Agglutination im hängenden Tropfen. Zu II 3. Bei Ansteckungsverdächtigen ist Ch. auszu- schliessen, wenn bei 2, durch 1 Tag voneinander getrennten Fäcesuntersucb. keine Ch.-vibr. gefunden werden. Ebenso bei Krankheitsverdächtigen ; doch hat bei schwerem Ver- dacht eine djitte Untersuchung stattzufinden. Genesene sind als nicht mehr ansteckungsfähig anzusehen, wenn die Untersuch, an 3 durch je 1 Tag getrennten Tagen negativ ausfällt. Zu II 4. Wasservibrionen sind als Ch. vibr. anzusehen, wenn die Agglutinierbarkeit eine entsprech. Höhe hat (s. S. 86) und der Pfeiffersche Versuch positiv ausgefallen ist. IV. Feststellung abgelaufener Cholerafälle. Abgelaufene Ch.-verdächtige Fälle lassen sieb feststellen durch Untersuchung des Blutserums. Entnahme von Blut mittelst Schröpfkopfes (s. S. 102), wobei mindestens l cem Serum zu gewinnen ist. Verdünnung mit 0,8/o°iger Koch- - 86 - Salzlösung bezw. Bouillon, Prüfung auf Agglutination mit frischer Ch.-kultur und Pfeifferscher Versuch. (S. auch S. 87 Abs. 4.) Letzterer auch nach Aufhören der Agglutination oft noch positiv ! AgglutinatiOIlSVerSUeh. Geeignetes Serum vom Inst, f. Infekt. -Krankheiten zu Berlin erhältlich). — Allgemeine Technik s. auch bei Typhusbaz. S. 72. a) Im hängenden Tropfen bei schwacher Ver- grösserung. Das spezif. Serum muss mit 0,8°/oiger NaCl- Lösung gemischt in 2 verschiedenen Konzentrationen (d. h. unterste Wirksamkeitsgrenze gegenüber Test-Kultur und 5faches Multiplum) sofort, spätestens aber nach 20 Min. bei 37° deutliche Häufchenbildung der Vibr. geben. Zur Kontrolle ein Präparat mit 10 mal so starker Konzentration von normalem Serum derselben Tierart, von der das spezif. Serum stammt; in diesem Präparat darf Agglutination nicht eintreten. — Unter 15 Stdn. alte Agarkulturen können mit der NaCl-Lösung Pseudoagglutin. geben infolge schwerer Verreibbarkeit, einzelne Stämme neigen auch noch später dazu. Dann Pfeifferscher Ver- such entscheidend ! — a) Quantitative Bestimmung der Agglutinierbar- k e i t. Verdünnungen des spezif. Serums mit ganz klarer (zweimal durch gehärtete Filter geschickter) 0,8°/oiger NaCl-Lösung 1 : 50, 1 : 100, 1 : 500, 1 : 10U0, 1 : 200". In je 1 ccm dieser Verdünnungen im Röhrchen (wie S. 72 b so bleiben (wenn nicht auch sehr resistente Sporen anderer Bakterien vorhanden sind) nur die Tetanussporen lebendig ; durch anaerobes Plattenverfahren kann man isolierte Kolonien und Reinkulturen der Baz. erhalten. Züchtung aus. — 89 - Erde etc. : Mäuse oder Meerschw. subkutan infizieren, aus dem Eiter an der Impfstelle der unter Tetanuserscheinungen in einigen Tagen gestorbenen Tiere Kulturen wie vorbeschrieben anlegen. Wachstum auch bei Zimmerwärme, Gel. verflüssigend; bei Verfahren S. 25 Nr. 1 nicht stets Wachstum. Färbung mit den üblichen Anilinfarben, auch nach Gram. Sporen (Köpfchenformen) färbbar nach S. 49. 15. Bacillus pyocyaneus. Auf allen üblichen Substraten züchtbar. Typische Stämme bilden tiefgrünen, in Chloroform löslichen, allmählich braun werdenden Farbstoff (Pyocyanin) , der den ähnlichen fluores- zierenden Bazillen fehlt. Pathogen für Kaninchen, Meer- schweinchen und Mäuse. Nach Gram nicht färbbar. 16. Pyogene Staphylo- und Strepto- kokken. Kulturen auf den gewöhnlichen Substraten zu erzielen. Bestes Wachstum bei Körperwärme. Staph. aureus und albus verflüssigen Gelatine , Streptok. und Tetragenus nicht. Alle 4 nach Gram färbbar. Streptok. -Ketten am schönsten in flüssigen Substraten (auch Agarkondenswasser). Blutuntersuehung bei Septikämie und Pyämie: Blutentnahme aus der Vena mediana mit der Spritze (s. S 101). Sofort Aussaat in 6 Röhrchen verflüss. Agar von etwa 42° in jedes 2 — 3 ccm Blut. Ausgiessen zu Platten, die umge- kehrt stehend 1 — 4 Tage bei 37 ° bebrütet werden. Es zeigen Streptoc. pyogenes seu erysipelatis kleine helle Kol. mit hellem Hof (Hämolyse). Streptoc. mitis seu viridans (seltener Befund) ; sehr kleine, griyiliche Koll., keine oder nur geringe Aufhellung umher. Trübt Traubenzuckeragar. In der Regel nicht tierpathogen. Streptoc. mucosus sehr zarte grüne, deutlich schlei- mige Kol. (seltener Befund, mehrfach bei Pneumonie ge- funden). Hoch tierpathogen. Staph. pyogenes üppige Kol. mit hellem Hof. Gonokokken kleine schwärzl. Kol. Pneumokokken desgleichen. 17. Pneumokokken. Reinkulturen am leichtesten zu gewinnen durch subkutane oder intraperitoneale Impfung von Mäusen oder - 90 - Kaninchen mit pneumonischem Sputum und Aussat von Blut der an sog. „Sputumseptikämie" nach ca. 48 Stdn. gestor- benen Tiere auf Agar oder Serum. Auch aus Mundspeichel vieler gesunder Menschen auf die gleiche Weise züchtbar. Wachstum am besten bei 37° (als feine Tautröpfchen), nicht unter 20°. Kulturen alle 6 — 8 Tage umzüchten, weil sie oft schnell absterben. In Blut (s. S. 23 Abs. 2) erhalten sich die Pneumok. jedoch monatelang lebend. Die (A. Frank eischen) Pneumokokken, auch mit den gewöhnlichen Methoden tingierbar, färben sich nach Gram, die (Friedländer sehen) Pneumobazillen nicht. Letztere wachsen bei gewöhnlicher Temperatur im Gelatinestich in nageiförmiger Kultur, auf Agar als schleimige glasig-weisse Auflagerung. Sie sind grösser als die Pneumokokken, haben Bazillenform, erzeugen bei Mäusen subkutan verimpft eben- falls Septikämie. Kapselfärbung bei beiden in Präparaten aus dem Körper möglich. (Methoden S. 48.) Pneumok. unterscheiden sich von manchen pyogenen Streptok. nur durch ihre Kerzenflammenform, ihre Neigung zur Bildung von Diplok. mit Kapseln im Tierkörper, die Bildung von sehr kurzen Ketten in flüssigen Nährböden. S. auch S. 89 unter 16. 18. Meningokokken. Wachstum nur bei mehr als 2-S ° gut. Zur Züchtung (Gehirneiter, Cerebrospinalflüss., Nasenrachenschleim s. S. 103) am besten Ascitesagar (auch Serumagar, Blutagar, s. S. 16 u. 102, sowie LöefTIerserum, s. S. 15, oder auch Plazentaagar: Fleisch- wasser aus Plazenta 1 + 2 Aq., 1 °/0 Traubenzucker, 0,5 °/0 NaCl, je 2 0/0 Nutrose und Pepton Chapoteaut + 3 °/o Agar, davon 3 Teile gemischt mit 1 Teil Rinderserum. (Kutscher, C. B. Or. 45 S. 286). In Bouillon Trübung und Häutchen. Erste Generation zart, spätere üppiger. Kulturen feucht (Gummikappe) und bei 37 ° bewahren, weil sonst Lebens- fähigkeit oft schnell erlischt. Anfangs täglich, später alle 5 — 7 Tage umzüchten. Färbung besonders gut nach dem Verfahren S. 93 Nr. 2. Nach Gram nicht darstellbar. Form ähnlich den Gonokokken; meist wie diese als Diplo- kokken, in Zellen eingeschlossen. Für Tiere (Mäuse und Mcerschw.) schwach pathogen (toxisch) vom Peritoneum aus. — Blutserum Erkrankter agglutiniert in der Regel (über 1 ; 50 - 91 — beweisend). Zur Diagnose von Kulturen Agglutination mit dem Serum immunisierter Tiere. Der in Nase und Rachen vorkommende Mikrok. katarrhalis ist dem Meningok. in der Form ähnlich, eben- falls nach Gram nicht darstellbar, wächst aber auf gewöhn- lichem Agar gut, auch auf Gelatine (ohne Verflüssigung) und ist vor allem, wie andere ähnliche Kokken, durch den Agglutinationsversuch zu unterscheiden. Ferner Unterscheidung durch Lackmuszuckernährboden (v. Lingelsheim, Klin Jahrb. XV, S. 410, Rothe, C. B. Or. 46 S. 645): 10°/oige Zuckerlösungen in Lackmus- lösung v. O. Kahlbaum, Berlin SO, 2 Min. gekocht, auf je 10 ccm nach Abkühlen 0,5 ccm Normalsodalösung. Davon 1,5 ccm zu 13,5 ccm Mischung von 3 Teilen 3°/oigen Nähr- agars und 1 Teil Ascitesflüss. In Schale durch Strich be- impfen. Meningok. röten nur bei Dextrose oder Maltose, Gonok. nur bei Dextrose, andere Kokken auch bei dieser nicht oder auch bei Laevulose. 18. Gonokokken. Kulturen gelingen nicht auf den gewöhnlichen Nähr- böden, wenigstens nicht in erster Generation, bisweilen aber glückt Fortzüchtung wenig anspruchsvoller G. -Stämme in späteren Generationen. Man benutzt folgende Substrate, auf denen die G. als feine tautropfenähnliche Kolonien bei 36 ° (zweckmässig die Temperatur nicht höher nehmen!) wachsen: • 1. Erstarrtes Menschenblutserum nach Bumm. Nach Unterbindung der Nabelschnur bei der Geburt wie gewöhnlich mit doppelter Ligatur und Durchtrennung da- zwischen wircj das placentare Ende desinfiziert und oberhalb der Unterbindung durchschnitten. Bei jeder Wehe und bei Druck auf den Uterus entleert sich Blut, das in sterilem Gefässe aufgefangen und wie Tierblut (s. S. 14) weiter ver- arbeitet wird. Auch kann man die schon geborene Plazenta manuell exprimieren. Fraktionierte Aussaat des G.-haltigen Eiters. Kulturen nicht üppig. 2. Menschenblutserum-Agarmischung nach Wertheim. Ein auf ca. 40° erwärmtes Röhrchen mit etwa 1 ccm flüssigen Menschenblutserums (Gewinnung wie bei 1.) wird mit dem G.-haltigen Material besät; davon Verdünnungen in zwei gleich warmen ferneren Röhrchen. — 92 — Zum Inhalt eines jeden 2 ccm verflüssigten, auf etwas über 40° abgekühlten Nähragars; schnell in Schälchen giessen und bebrüten. Oder Ausstrich auf der Oberfläche des erstarrten Nährbodens. Kolonien grösser als bei 1. 3. Ascitesagar nach Kiefer. Neutrales Fleisch- wasseragar (mit 3,5 °/0 Agar, 5 °/o Pepton, 2 °/o Glyzerin, 0,5 % NaCl) wird verflüssigt, dann auf 50° abgekühlt und mit ebenso warmer Ascitesflüssigkeit i^ gemischt in Schälchen gegossen oder in Röhrchen schräg erstarrt. Besäung in fraktionierter Aussaat. Ist die Ascitesflüssigkeit sehr alkalisch, so mischt man sie mit nicht neutralisierter oder angesäuerter Agarlösung, so dass die Mischung leicht alkalisch ist. 4. Blutbestrichenes Agar nach Abel. Man säe aus auf Nähragar, dass man mit etwas Blut aus einer des- infizierten und gut vom Desinfiziens mit sterilem Wasser und steriler Watte wieder befreiten Hautstelle des Kranken oder einer anderen Person bestrichen hat. Erste Generation geht nicht immer an ; wegen der einfachen Herstellung zur Fort- züchtung empfehlenswert. 5. Nutrose-Nährboden nach Wassermann. Mische im Kolben 15 ccm Schweineblutserum, 30—40 ( — 50) ccm Wasser, 2-3 ccm Glyzerin, 0,8 g Nutrose, koche unter beständigem Schütteln 15 Min. Wiederhole Kochung (Schüt- teln !) am folgenden Tage 15 Min. Die Flüssigkeit wird vorrätig gehalten, zum Gebrauch auf 50 — 60° erwärmt, mit 2 °/o igem Peptonagar von gleicher Temp. ^1 gemischt in Schälchen gegossen und fraktioniert besät. Besonders für Fortzüchtung empfehlenswert. Zur Prüfung, ob die gewachsenen Kol. wirklich aus G. bestehen, mache man et) Präparate mit gewöhnlicher und Gram scher Färbung. (G. entfärben sich bei Gram im Gegensatz zu den meisten anderen Kokken — s. aber 18 S. 89 !) ß) Abimpfungen auf gewöhnliches Agar. Handelt es sich um G., so bleibt hier das Wachstum aus (wenigstens bei frisch isolierten Stämmen, s. ersten Satz dieses Kapitels). y) Verimpfungen auf Tiere (Mäuse, Kaninchen. G. nur in massiven Dosen toxisch wirkend). S) Unterscheidung von Meningo Kokken s. diese S. 91. Färbung der Gonokokken in Eiter- etc. Präparaten (Diplokokken-Semmelformen, Lagerung sehr vielfach in Eiter- - 93 - zellen !) mit den gewöhnlichen Anilinfarben oder für Kontrast- färbung zu den Gewebselementen nach folgenden Methoden: 1. Mit den S. 43 sub II u. S. 44 sub III angegebenen Lösungen. G. und Zellkerne blau, übriges Gewebe rot. 2. Nach Loeffler (D. m. W. 1. Fixieren der Ausstriche in Alkohol absol. + Äther H. 2. Färben m. d. Lösung 1. S. 64 Abs. 4 unter Erwärmen. 3. Abspülen in Wasser. 4. Entfärben mit Alkohol absol. 177 — 1 iger wässer. Bromeosiri B extra Höchst-Lösung 20 -j- Acid. acet 3. 5. Abspülen in Wasser. G. dunkelblau, Kerne blassblau, Zellen blassrosa. 3. Nach Giemsa (s. S. 4. Nach A. Neisser; 1. Färbung in gesätt. alkohol. Eosinlösung unter Erwärmen einige Minuten. 2. Absaugen des Eosins mit Fliesspapier und sofort 3. Aufbringen von gesätt. alkohol. Methvlenblauiösung (V* Min.!). 4. Abspülen in Wasser. Gonokokken und Zellkerne blau. Zellleiber rot. 5. Nach Pappenheim: Färbung für 1 Min. mit einer Lösung von ca. 2 Federmesserspitzen Methylgrün und:. Federmesserspitze Pyronin (Grübler-Leipzig) in 5 ccm Aq. dest. (Lösung soll blauviolett sein, beste Mischung aus- probieren !), Abspülen in Wasser. G. rot, Kerne blau. G. arme Sekrete (alte Gonorrhöen) auf Ob- jektträger ausstreichen (S 36), färben nach Gram (G. nehmen Gegenfarbe an — cave jedes Abspülen in Wasser dabei bis nach der Entfärbung mit Alkohol). Wiederholt untersuchen ! 20. Aktinonivee*. Kulturen auf den üblichen Nährböden, bes. Glyzerin- agar zu erzielen. Viele Kulturen anlegen, auch anaerob, da manche Stämme (Arten?) nur bei Luftabscbluss angehen. Wachstum in erster Generation meist langsam, in späteren üppig. Trockene, fest am Nährboden haftende, in diesen sich „einfressende" Kolonien, später kalkweiss oder gelb pulverig bestreut aussehend. Wachstum auch in Gelatine bei Zimmer- temperatur, dieses und Serum (stets ?) verflüssigend. (In Kulturen - 94 - keine Keulen!) Die Drusen im Eiter kann man zwecks leich- terer Aussaat im sterilen Achatmörser zunächst verreiben. Färbung nach den gewöhnlichen einfachen Methoden möglich, aber in den Schnitten die Pilze nicht sehr gut dar- stellend; besser sind Kontrastfärbungen: a) nach Gram (s. S. 44). Schnitte 24 Stunden färben. Nach Loeffler lege man die Präparate vorher einige Minuten in 0,01 °/o ige Kalilauge. Dann 15 Minuten in die Jodlösung. Nachfärben mit Eosin und Vesuvin, b) nach Weigert (s. S, 46), c) nach Weigert mit Orseille. 1. Färbung in dunkel- roter Lösung von Orseille in 20,0 Alkohol absol., 5,0 Acid. acetic, 40,0 Aq. destill. 1 Std. bis 24 Stdn. 2. Abspülen in Wasser. 3. Färbung in wässeriger l°/0iger Gentiana- violettlösung. 4. Aufhellen in Zedernöl usw. — Zellkerne blauviolett, Gewebe orange, die Aktinomycesdrusen innen verwaschen blau, aussen rubinrot, dazwischen oft eine farblose Zone. — NB. Die Orseille soll zur Befreiung von NH3 vor dem Gebrauch einige Zeit an der Luft liegen. d) nach Israel. 1. Färben der Schnitte mehrere Stunden in einer konzentrierten Lösung von Orcein in Wasser, das mit Essigsäure angesäuert ist. 2. Abspülen in Wasser. Dann auf den Spatel nehmen, Wasser mit Fliesspapier abtupfen und 3. für einige Sekunden in Alkohol, absol. 4. Schnell auf den Objektträger, Abtrocknen durch Auf- drücken von Fliesspapier. Lufttrocken werden lassen. 5. Einlegen. Will man nur die Pilze, nicht auch das Gewebe gefärbt haben, so kann man den Alkohol länger einwirken lassen. Färbungsresultat ähnlich wie bei c. e) nach Boström. 1. Färbung in Anilin wassergentiana- violett. 2. Übertragung ohne Abspülen in Pikrokarmin (n. Weigert s. S. 48). 3. Auswaschen in Wasser. 4. Entfärben in Alkohol absol., bis die Schnitte rotgelb sind. 5. Aufhellen in Zedernöl usw. — Drusenzentrum blassblau, Keulen rot, Gewebe gelbrot. 21. Hefen und Soor. Kultur auf schwach sauren zuckerhaltigen Nährböden ; bes. gut sterilisierte Bierwürze oder Backpflaumenabkochung oder Traubenmost -f- Agar oder Leitungswasser-Gelatine, ohne weiteren Zusatz. Isolierung im Plattenverfahren (S. 19 ff.) oder durch Anlage von Ein-Zell- Kulturen : Starke Verdünnung - 95 - in Gelatine, Anlage eiues hängenden Tropfens, Untersuchung mit schwacher Vergrösserung, Bezeichnung der Stellen, wo isolierte Zellen liegen, durch Tintenpunkt auf der Deckglas- oberseite, Abimpfuug von den an diesen Stellen erwachsenen Kolonien. P'ärbungen mit den gewöhnlichen Anilinfarben. Färbungder Sporen mit Karbolfuchsin unter Kochen, dann Abspülen in 4 °/o iger Schwefelsäure und Gegenfärbung der Zellsubstanz mit Methylenblaulösung. Färbung der Kerne nach Möller: 1 . Einlegen der Präparate mindestens 2 Stunden in 3 — 4°/oige Lösung von schwefelsaurem Eisenoxyd-Ammoniak. 2. Abspülen in Wasser. 3. Färbung */2 Stunde in gesätt. Lösung von Hämatoxylin in Brunnenwasser. 4. Auswaschen in Wasser. 5. Differen- zieren in der Lösung 1 für 1J2 bis 2 Min. bei beständiger Kontrolle unter dem Mikroskop. 6. Abspülen in Wasser. Lufttrocken werden lassen. Kanadabalsam. Darstellung von Hefen im Körpergewebe nach O. Busse: 1. Färben mit Hämateinlösung 15 Min., 2. Spülen in Wasser 5 Min., 3. Färben mit Karbolfuchsin Ziehl (S. 41) 1:20 Aq. 1J2—24: Std., 4. Differenzieren in 60°/oigem Alkohol.; absol. Alkohol, Zedernöl usw. Gewebs- kerne blau, Hefen (nicht alle !) leuchtend hellrot. 22. Schimmelpilze and andere Pilze. Zur Kultur der Schimmelpilze benutzt man die üblichen Bakteriennährböden, besonders saure, Brotbrei (S. 17) und die unter Nr. 21 S. 94 für Hefenzüchtung genannten Substrate. Von den gewöhnlichsten Schimmelpilzen wachsen die Penizillien meist nur bei Zimmertemperatur , einige Aspergillus- *und Mucoarten bei Körpertemperatur; z. T. sind diese für Kaninchen bei intravenöser Injektion pathogen. Zur mikroskopischeu Untersuchung bringt man womög- lich zunächst den Pilz mit dem ihn tragenden Substrat unter das Mikroskop bei schwacher Vergrösserung, dann Teile des Pilzes zwischen Deckglas und Objektträger ohne Wasserzu- satz. Will man in Luft gewachsene Pilze in Flüss. unter- suchen, so nimmt man nicht Wasser, das sie schlecht benetzt, sondern befeuchtet sie mit folgender Mischung : Alkohol u. Liq. Ammon caust. ^l 25,0, Glyzerin 15.0, Aq. dest. 35,0 (ev. Gelatine 1,0, — diese zuerst im Wasser unter Erwärmen lösen). Zur Konservierung Deckglas mit Lackrand umziehen. - 96 - Auch in die S. 115 angegebenen Glyzeringelatine kann man die Präparate einlegen. Zur Färbung der Schimmelpilze benutzt man basische Anilinfarben, zur Färbung in Schnitten z. B. die Loeff ler sehe Methylenblaulösung (s. S. 41). Nachweis von Arsen durch Schimmelpilze: Ver- mische die zu untersuchende Substanz in einem Kolben reich- lich mit Granbrodkrumen, wenn nötig nach vorheriger Neu- tralisierung. Sterilisiere im Dampf, besäe mit Penicillium brevicaule. Schliesse Kolben fest mit 2 Gummikappen über Wattebausch. Wenn nach 24 — 48 Stunden Bebrütung bei 37° das Penicillium kräftig gewachsen ist, zeigt Knob- lauchgeruch des Kolbeninhalts Vorhandensein von As an. (s. Abel- Buttenberg, Zschr. f. Hyg. Bd. 32). Die Hautparasiten (Favus-, Trichophytiepilze usw.) lassen sich auf Gelatine und Agar kultivieren und wie Bakterien färben. Zur Isolierung zweckmässig Verreibung der Borken, Haare etc. mit ausgeglühter, erkalteter Infusorienerde im sterilen Mörser, Anlage von Platten, Abimpfung von Kol., die, wie das Mikroskop zeigt, nachweislich aus einer Spore erwachsen sind. Ev. Einlegen des Untersuchungsmateriales vor der Aussaat in 50°/oigen oder stärkeren, bis absoluten Alkohol für 1 — 24 Stdn. Dabei sterben die Bakterien sämt- lich oder grossenteils ab, während die Pilze meist überleben. — Sehr einfach und erfolgreich ist die Züchtung in situ nach Plaut: Man legt einige erkrankte Haare oder Haut- schüppchen auf einen sterilisierten Objektträger, drückt einen zweiten sterilen Objektträger fest darauf, nimmt beide ausein- ander und bedeckt nun das Material mit einem sterilen Deck- gläschen, das man an den Ecken mit Wachströpfchen befestigt. Jeden Wasserzusatz vermeiden! Einlegen in eine feuchte Kammer (so feucht, dass eine auf den Objektträger geklebte Etikette sich nach 24 Stdn. leicht verschieben lässt). Die Pilze wachsen gut. Nach einigen Tagen vom Rande der Pilzwucherung Abimpfung auf Gel.- oder Agarplatten usw. 23. Amoeben. Kulturen mancher Arten (Wasser-, Erd-, auch Darm- bewohner) möglich. Zu versuchen in folgenden Substraten: 1. Heu- oder Strohnährboden. 20 — 40 g Heu oder Stroh werden mit 1 Liter Aq. communis 1J2 Std. ge- kocht. Das Filtrat mit Natriumkarbonat leicht alkalisch — 97 -■ machen, aufkochen, filtrieren. — Durch Zusatz von 1 1j2 °/o Agar vor der Neutral, in festen Nährboden zu verwandeln. 2. Fucus crisp us-Substrat: Aus Bouillon oder Leitungswasser hergestellt durch Zusatz von 5 — 15°/o Fucus crispus, kochen bis zur Lösung (lange!), alkalisieren (auf 10 ccm Nährboden 1 ccm ^o Normal-Kalilauge). 3. Den üblichen Bakteriennährböden, auch folgender Kombination: Agar 0,5, Aq. commun, '90,0, alkal. Nähr- bouillon 10,0- Reinkulturen zu erzielen ist nicht möglich, stets müssen Bakt. vorhanden sein, von denen die Amoeben sich nähren. Behandelt man solche Mischkulturen, in denen keine Bakteriensporen, Schimmelpilze und Hefen vorhanden sind und in denen die Amoeben Cysten gebildet haben, für ca, 72 Std. mit 20°/oiger Lösung wasserfreier Soda (vgl. S. 10 unten), so sterben die Bakterien ab; die Amoebencysten wachsen dann auf gewöhnlichen sterilen Substraten nicht aus, wohl aber, wenn sie auf Kulturen von solchen Bakterien übertragen werden, die ihnen als Nahrung dienen können. (So sind also Kulturen einer Amoebenart mit einer be- stimmten Bakterienart möglich.) Klatschpräparate! Untersuchung am besten frisch in der natürl. Flüssig- keit, ev. mit Zusatz 0,8°/0iger NaCl-Lösung. Zur Färbung Fixieren in gesätt. wässer. Sublimatlösung (2 g in 30 Aq. kochen, nach Erkalten filtrieren) 2 Teile + Alkohol absol. 1 Teil. Praep. noch feucht einige Sek. eintauchen! Dann 30 Min. auswaschen in60°/oigem Alkohol + Jodzusatz bis zu bräunlicher Färbung, aufbewahren in 700/oigem Alkohol. Vor Färbung Abspülen m. Wasser. Färbung mit Pikro- karmin (S. 48b) x/2 — 1 Std. ohne Erwärmen, auswaschen in 70°/oigem Alkohol 4- 0,1 °/o HCl. Ev. vorsieht. Nachfärbung mit schwacher wäss. Lichtgrünlösung. Dann Alkohol absol., Zedern öl. — Gewebsstücke (Tropendysenteriedarm) fixieren in Sublimatalkohol (s. oben) */2 St., auswaschen in Jodalkohol (s. oben) 24 Stdn., Alkohol absol., Xylol, Einbetten in Pa- raffin. Schnitte wie frische Präparate (s. oben) färben. 34. Malariaparasiten. Herstellung von Blutausstrichen vgl. S. 102. Bei wenig Parasiten: Einen grossen Blutstropfen auf Deckglas aus- streichen, lufttrocken werden lassen, einige Min. einlegen in eine Mischung von 2°/0igem Formalin und l\2 — lü/oiger Abel, Taschenbuch. 12. Aufl. 7 Essigsäure aa. Das Hämoglobin wird dadurch ausgezogen. Färben nach einer der folgenden Methoden: a) Einfache Färbung nach Manson: Solve Methylenblau med. pur. Höchst 2,0, Borax 5,0 in kochendem Wasser 100,0. Zum Färben mit Wasser ver- dünnen, bis Lösung in Reagenzglas eben durchsichtig ist. Bei frisch hergestellten Trockenpräparaten genügt Färbung in der Kälte ca. 10 — 15 Sek. Alte Präparate färbt man besser mit Methylenblau 1,0, kristall. Soda 0,2, Aq. 100,0 für einige wenige bis zu 20 Sek. ohne Erhitzen. Abspülen in Wasser. Parasiten blau, rote Blutscheiben grünlich. b) Doppelfärbung nach Loeffler s. Methode S. 64. c) Chrom atinfärbung nach Giemsa (Modifikation der Methode Romanowsky-Nocht) C. B. I. Or. 37, S. 308. 1. Fixieren des Ausstrichs in Äthylalkohol 15 — 20 Min. oder (nur 2 — 3 Min.!) in Methylalkohol. Abtupfen mit Fliesspapier. 2. Färben mit ,,Giemsas alter Farblösung zur Erzielung der Romanowskyfärbung", (von Dr. Grübler- Leipzig). — Farblösung in eine mit Alkohol absol. ausgespülte Tropfflasche füllen , davon in Mischcylinder je einen Tropfen auf je 1 ccm 30 — 40° warmen säurefreien destill. Wassers unter leichtem Umschwenken geben. Sofort auf Ausstrich in Schälchen giessen, 10 — 15 Min. einwirken lassen, Lösung womöglich einmal erneuern. (Alle Gefässe müssen peinlich sauber und völlig säurefrei sein !) 3. Abwaschen mit scharfem Wasserstrahl. 4. Trocknen, Einlegen in Immersionszedernöl. Chromatin der Parasiten leuchtend rot, Protoplasma blau. Leuko- cytenkeme rot bis violett, Protoplasma blau. Rote Blutzellen rosa bis braunrot. — Brauchbar auch zur Färbung in Schnitten. £5. Trypanosomen. Im Blut lebend untersucht im häng. Tropfen + etwas 0,8°/oiger NaCl-Lösung oder ausgebreitet zwischen Objekt- träger und Deckglas (mit Vaseline oder Wachs umrandet). Herstellung von Blutausstrichen s. S. 102. Färbung nach Giemsa (s. oben c) oder nach Loeffler: Präp. dünn aus- streichen und mit Alkohol absol. -f- Äther ^ fixieren. Auf — 99 - Deckglas 3 Tropfen 0,5 °/0 iger Natr. arsenicosum-Lösung in Aq. dest. + 1 Tr. 0,5 °/0 iger vvässer. Malachitgrünkristalle- Chlorzinkdoppelsalz Höchst-Lösung tropfen, erwärmen bis zur Dampfbildung 1 Min. Abspülen m. kräft. Wasserstrahl. In Reagenzglas 5 ccm einer Mischung von Glycerin. puriss. 0,5, Aqua dest. 100 mischen mit 5 — 10 Tropfen Giemsa-Roma- nowsky-Lösung (s. S. 98 c), über der Flamme zum Sieden erhitzen und heiss auf Deckglas giessen. Nach 1 — 5 Min. abgiessen, kräftig im Wasserstrahl abspülen. (Glyzerin-Giemsa- mischung immer wieder brauchbar). Plasma der Tryp. blau, Kerne, undulier. Membran u Geissei rot, Erythrocyten rosa. Züchtung der Rattentrypanosomen möglich im Kondens- wasser einer Mischung von Nähragar + defribin. Kaninchen- blut ü Reichlich besäen, bei 37 ° halten. 26. Syphilisspirochäten. Die Sy.-spir. zeichnen sich vor anderen Arten aus durch ihre verhältnismässig schwere Färbbarkeit, ihre ausserordent- liche Feinheit und durch ihre Gestalt : Besonders zahlreiche (10 — 26) und tiefe Windungen, auch in der Ruhe, beider- seits stark zugespitzte Enden. Lebend gut mit den Verfahren S. 4 Abs. 3 zu beachten. Züchtung nicht möglich. Zur Färbung in Ausstrichen statt der gewöhn- lichen Färbeverfahren, bei denen der Farbstoff stundenlang einwirken muss (nicht nach Gram färbbar), folgende: a) nach Giemsa (D. m. W. 1905 Nr. 26, 1907 Nr. 17): 1. Ausstrich vom Rande unbehandelter (oder 1 Tag un- behandelt gelassener) Schanker oder Papeln. Reinigung mit Wattebausch -f- Petroläther, Ankratzen mit Deck- glaseclge. Mit Deckglas auf Objektträger ausstreichen. 2. Fixieren in Alkohol oder vorsichtig in Flamme. Bei älteren Präp. Fixieren entbehrlich. 3. Färben wie auf S. 98 c 30— 60 Min. ohne Erwärmen; bei Nr. 2 dort dem Wasser vor Zusatz der Farblösung 1—10 Tropfen l°/0iger K2C03-Lösung zugeben. Oder Schnelltärbung: Mit Giemsas neuer Farb- lösung (vgl. S. 98c 2; Verdünnung der Lösung wie dort) übergif$s$);.&i! Uli,* lejdrtef rDatrtpf ttfldujag ^V ' hitzen, !/4 Min. IblewSJeit's. 'stellen,* iabgiesspu',. fe< I sung aufgiessen' u.' so 'fort' etwa 4 mal; aal letzte ' ^lal die Farbe:.}. ;i{[1n.: Viirjcen. la^eif, / '•;••: \ •' \ ; ' \ — 100 - 4. Ganz kurz abspülen in säurefreiem Wasser. Spiro- chäten intensiv dunkelrot, Grund schwach rötlich oder farblos, Zellen blau, Kerne rot, Erythrocyten rosa, b) nach Loeffler: Wie Trypanosomen, s. S. 98. Zur Färbung in Schnitten nach Levaditi (Hoff- mann, D. m. W. 1906 Nr. 22). 1. Höchstens 2 mm dicke Organscheiben 24 Stdn. fixieren in Formalin 1 -f- Aq. 9. 2. In 96°/0igen Alkohol ca. 15 Stdn. 3. In Aq. dest., bis Scheiben sinken. Aq. mehrmals wechseln. 4. Einhängen der Scheiben an Zwirnsfäden in frische Mischung von 90 ccm l,5°/oiger AgN03-Lösung -f- 10 ccm reinsten Pyridins in dunkler Flasche mit Glas- stopfen 3 Stdn. bei Zimmertemp., 3 Stdn. bei 45 — 50° im ParafTinofen (auch bis zu 6 Tagen in dieser Lösung lassen !) 5. Übertragen (nach Abspülen in 10°/oiger Pyridinlösung) in frische Mischung: 90 ccm frisch hergestellter 4°/oiger wässer. Pyrogaliollösung -f- 10 ccm Aceton; davon 85 ccm + 15 ccm Pyridin, puriss. In dunkler Flasche mit Glasstopfen. 15 Stdn. (auch bis zu 2 Tagen). Am besten vor Einlegen in Flasche Scheibe in Schälchen mit Lösung im Dunkeln abspülen. 6. Abspülen in Wasser, verdünntem, dann absol. Alkohol, Xylol, Einbetten in Paraffin, Schneiden u. ohne weitere Färbung untersuchen. Spirochäten schwarz infolge Ver- silberung. 27. Recnrrensspirochäteii. Lebenduntersuchung und Färbung wie Syphilisspirochäten. Windungen weniger tief. Im Blut beim Anfall zahlreich. Züchtung nicht möglich. Dagegen wachsen Zahnspiro- chäten anaerob bei 37° in Pferdeserum 1 + Nähragar 2; nach ca. 10 Tagen hauchartige Kolonien. 28. Hunds wutkörperchen. 1 < ! Nachweis der! K^g ris-ch e r_ 'Körperchen nach tentz (C. B. Or. 44\S:374'>': 1. 2—3 mm dicke Querschnitte vom Ammonshorn nach Methode S. 38 b fmeierV ! härten u. einbetten. Schnitte — 101 - auf Objektträger antrocknen (S. o7 sub 3), dann 1 Min. in Alkohol absol. 2. Färben mit Eosin extra B Höchst 0,5, 60°/oiger Al- kohol 100,0. 3. Abspülen in Wasser. 4. Färben 1 Min. in Loefflers Methylenblau (S. 41). 5. Abspülen in Wasser, Trocknen mit Fliesspapier. 6 Differenzieren in Alkohol absolutiss. 30,0 -f 5 Tropfen 1 °/o iger Lösung von NaOH in Alkohol absolutiss. bis zu blassrosa Färbung 7. Differenzieren in Alkohol absol. 30,0 + 1 Tropfen 50 °/o iger Essigsäure, bis Ganglienzellenzüge nur noch als schwachblaue Linien erscheinen. 8. Kurz abspülen in Alkohol absol., Xylol usw. Negrische Körperchen karmoisinrot, ihre Innenkörperchen blau, Ganglienzellen nebst Kernen hellblau, ihre Kern- körperchen schwarzblau, Erythrocyten zinnoberrot. Man kan auch aus einem frischen Ammonshornquer- schnitt die Ganglienzellen mit Skalpellen herausheben, zwischen 2 Objektträgern zerquetschen, die Ausstriche noch feucht einige Kin. in Methylalkohol fixieren, in Alkohol absol. abspülen und färben wie vor. VII. Entnahme von Untersuchungs- material aus dem Körper. Körperflüssigkeiten, Sekrete, Exkrete usw., die bakterio- skopisch untersucht werden sollen, sind so zu entnehmen und aufzubewahren, dass sie erstens nicht durch Keime der Aussenwelt verunreinigt werden, zweitens nicht mit Desin- fektionsmitteln in Berührung kommen. 1. Blut, Kleine Quantitäten werden aus dem Ohrläppchen oder der Vorderarmbeugeseite, auch wohl der Fingerstreckseite entnommen (Fingerkuppe ist nicht zu emp- fehlen, da sie schwer zu säubern ist und die zur Blutent- nahme notwendige Verletzung Belästigung schafft). Ab- waschen der Haut mit Wasser und Seife (oder Seifenspiritus), — 102 — dann mit Alkohol, Äther und Watte. Gut reiben, damit Hautstelle blutreich wird. Trocken werden lassen, dann Ein- stechen mit steriler Nadel oder Lanzette. Auffangen des Blutes in sterilem Röhrchen oder Schälchen oder Aufsteigen- lassen in Kapillaren (etwa 6 — 8 cm Länge, 2 mm lichte Weite, abgeschmolzene Enden vorher abgebrochen, nach Eintritt des Blutes die Enden mit Siegellack oder Wachs verschliessen. Die Kapillarmethode ist besonders zur Gewinnung von Blut für die W idaische Reaktion bei Typhus usw. brauchbar. Das Serum scheidet sich von selbst ab (im Eis- schrank), ev. fördert man die Abscheidung durch Zentri- fugieren. Zur Entnahme des Serums bricht man die Kapillaren an der Grenze von Serum und Blutkuchen durch (Strich mit dem Glaserstahl) und berührt die freie Öffnung mit der Spitze einer mit Hundertstel-Teilung versehenen 1 ccm-Pipette, in die das Serum von selbst hineinsteigt. In der Pipette sammelt man das Serum aus mehreren Kapillaren, bläst es dann in ein Röhrchen aus und verdünnt beliebig. Weiteres s. S. 77 unter Typhusbaz. — Hautwunde mit steriler Watte und Heftpflaster bedecken ! Grössere Mengen Blut entnimmt man ent- weder durch Schröpf köpf am Rücken (Reinigen der Haut wie beschrieben, Ansetzen eines trockenen sterilen, über der Flamme erwärmten Schröpfkopfes; Inzision mit sterilem Schnepper, Schröpfkopf wieder ansetzen, nach Abnahme mit sterilem Wattebausch schliessen) oder aus der Vena medi- ana (Reinigen der Haut wie beschrieben, Esmarchschen Schlauch am Oberarm anlegen, so dass Venen anschwellen, aber Radialpuls noch deutlich fühlbar ist, ausgekochte Spritze (Luersche Glasspritze zweckmässig) in die Vena mediana parallel zu Arm einstechen, das Blut steigt bei richtiger Lage der Spritze von selbst in sie ein.) Aussaat des Blutes noch flüssig in verflüss. 42° warmen Agar (s. S. 89 sub 16). Soll das Blut nicht auf Bakteriengehalt untersucht werden, sondern als Nährboden dienen, wird 1 Blut zu 3 Agar oder beliebig viel Bouillon zugesetzt (s. auch S. 62, 66 und 92 sub 4). Entnahme von Plazentarblut s. S. 91. (Gonokokken 1). Blutentnahme an der Leiche am besten aus dem Herzen mit der Spritze nach vorherigem Verschorfen der Oberfläche mit glühendem Messer an der Einstichstelle. Um Blutpräparate zur mikroskop. Unter- suchung herzustellen, taucht man in das aus der Stich- - 103 — wunde austretende Bluttröpfchen eine Kante eines in der Flamme sterilisierten und wieder erkalteten Deckglases und streicht mit der blutbeladenen Kante sogleich je in einem Zuge über die Fläche mehrerer sauberer Deckgläschen oder Objektträger. Die Blutschicht soll dünn und gleichmässig sein. Fixieren nach Trockenwerden in Alkohol absol. oder -f Äther ^a 1\a— 24 Stdn. oder auch noch feucht mit Osmium- säuredämpfen (s. S. 34 ; möglichst kurz, weil Färbbarkeit leidet; Abspülen in blasser KMnCVLösung danach). Fixieren in der Flamme schädigt die Form der roten Blutkörperchen. 2. Eiter. Gewinnen durch aseptische Inzision oder Punktion, Auffangen in sterilem Gefäss (Röhrchen oder Schälchen). Kleine Mengen Eiter lässt man in ein zur Kapillare ausgezogenes steriles, oben mit einem Wattebausch verschlossenes Glasröhrchen steigen und bewahrt dies bei etwaigem Transport in einem sterilen Reagenzglas so auf. dass sein oberer Teil von dem Wattestopfen des Reagenz- glases festgehalten wird. 3. Raehensekret und -belag (Angina, Diphterie). Betupfen der erkrankten Teile entweder mittelst der Platin- öse oder mit einem am Ende rauhgefeilten sterilen Glasstab, einem am Ende eines Holzstäbchens oder Drahtes befestigten sterilen Wattebausch, einem sterilen, mit der Pinzette ge- fassten Schwämmchen. Man hält sich zweckmässig sterile Reagenzgläschen mit Wattebauschverschluss vorrätig, in denen die Glasstäbe oder die Drähte mit dem Wattebausch so liegen, dass sie durch den Wattestopfen des Reagenzglases festgehalten werden und ihr zum Anfassen bestimmtes Stück frei herausragt. Nach Betupfen der Rachenorgane bringt man den Stab, wenn die Aussaat nicht erfolgen kann, wieder in das Röhrchpn hinein und fixiert ihn durch dessen Watte- stopfen. Zieht man Schwamm Stückchen zur Entnahme vor, so hält man erbsengrosse Stückchen davon sterilisiert, jedes einzeln in sterilisierten Wachspapierkuverts verschlossen, vorrätig, fasst sie zum Betupfen des Rachens mit einer Pin- zette des Taschenbesteckes und bringt sie materialbeladen bis zur Aussaat ins Kuvert zurück. — Nasensekret unter Benutzung des Nasenspiegels durch Platinöse oder durch Kornzange mit sterilem Wattebausch entnehmen. — Nasen- rachenraumsekret entnimmt man mit Hilfe biegsamer (Kupfer-)Drähte, an deren Ende ein Wattebausch befestigt ist, vom Munde her. Der Draht wird in einem Reagenz- - 104 - gläschen steril bewahrt, vor Benutzung mit steriler Pinzette in die gewünschte Form gebogen, nach der Entnahme wieder zurückgebogen, damit er wieder in das Reagenzglas ein- zuführen ist. 4. Sputum. Auffangen möglichst speichelfrei in sterilen (oder wenigstens ganz sauberen) Gefässen, die steriles Wasser, aber kein Desiniiziens enthalten dürfen. 5. Fäces. Auffangen in sauberem Gefäss ohne Des- infiziens. Ev. direkt aus dem Anus mit geeignetem sterilen Instrument entnehmen. Falls Schleimflocken zur Untersuchung erwünscht (s. S. 80 u. 83) , in Schale mit sterilem Wasser den Stuhl zerrühren. 6. Urin. Ersten Strahl fortlaufen lassen, den Rest in sterilem Kolben auffangen. Auch Entnehmen mittelst sterilen Katheters. Zur Untersuchung ev. zentrifugieren. 7. Ex- und Transsudate. Zu entnehmen durch Punktion mit steriler Spritze oder Troikart nach Desinfektion der Haut; Cerebrospinalflüssigkcit durch Lumbalpunktion. Zur Untersuchung ev. zentrifugieren. — Nährböden daraus s. S. 15, 16 u. S. 92 sub 3. VIII. Bakteriologische Untersuchung von Wasser, Luft und Boden. Wasseruiitersucliuiig;. Entnahme der Wasserproben: Aus Pump- brunnen fängt man das Wasser in sterilen Reagenzröhrchen (nach Abbrennen ihres Randes) im Anfange des Pumpens und nach längerem Abpumpen auf. Aus offenen Brunnen. Quellen, Wasserläufen etc. entnimmt man das Wasser in ein steriles Reagenzglas , wenn möglich von Hand oder durch Herablassen des Röhrchens an einer Schnur , oder man braucht besondere Apparate , die auch zur Entnahme des Wassers aus tieferen Wasserschichten dienen (z. B. von Esmarchs Kolben, dessen dichter durch ein gummibezogenes — 105 - Bleigewicht erfolgender Verschluss in verschiedener Wasser- tiefe gelüftet werden kann, oder sog. Abschlaggläser nach vSclavo: Reagenzgläser, deren in ein dünnes Röhrchen ausgezogener, umgebogener und zugeschmolzener Hals nach Herablassen des Röhrchens in die gewünschte Tiefe durch ein an einer Schnur herabfallendes Gewicht zerschlagen wird, worauf sich das Röhrchen mit Wasser füllt). Aufbewahren der Proben bis zur Unter- suchung: Kann man nicht sofort, was das Beste- ist, das Wasser untersuchen, so bewahrt man die Proben in Eis verpackt. Ansetzen der Proben zur Untersuchung: Will man nur die Arten der im Wasser vorhandenen Bak- terien kennen lernen, so bringt man eine beliebige Menge des zu untersuchenden, unmittelbar vorher umgeschüttelten Wassers (nach dem zu erwartenden Keimreichtum 1 Öse bis 1 ccm) in verflüssigte Gelatine, mischt gut und giesst zur Platte aus. — Handelt es sich um Bestimmung des Keimgehaltes eines Wassers, so verfährt man wie folgt: Mit steriler Pipette bringt man 0,5—1,0 ccm des Wassers in ein steriles, leeres Petrischälchen. (Man mache von jeder Wasserprobe stets mindestens zwei Aussaaten und zwar verschiedener Mengen!) Von sehr keimreichem Wasser (aus Ziehbrunnen, Flüssen, Sümpfen etc.) verdünnt man vor der Aussaat 1 ccm auf das 10 — lOOfache mit sterilem Wasser (also mit 9 — 99 ccm!) und sät von der Verdünnung 0,1 bis 1,0 ccm (gleich dem zehnten bis hundertsten Teile des zu untersuchenden Wassers) aus. Zu dem Wasser in dem Schälchen fügt man etwa 10 ccm steriler, flüssiger 30 — 40 u warmer Nährgelatine aus einem Röhrchen nach Abbrennen seines Randes hinzu, vermischt durch Neigen und Drehen des Schälchens Gelatine und Wasser sorgfältig, lässt auf wagerechter Unterlage erstarren und bebrütet bei 20 — 22° 48 Stunden lang. (Rezept der amtlich empfohlenen Gelatine zur Wasseruntersuchung s. S. 12 sub 2.) Dann Zählung der Kolonien: Man stellt das Schälchen auf eine schwarze Glas- platte mit eingeritzter Teilung in 1 qcm und 1'q qm-grosse Flächen (Platte des WolfThügelschen Apparates), zählt bei geringer Kolonienzahl mit der Lupe sämtliche Kolonien und berechnet daraus die Zahl der in 1 ccm Wasser enthaltenen, in Gel. nach 48 Stdn. zur Entwickelung kommenden Keime. Bei dichter bewachsenen Platten zählt man die Kolonien in mindestens 10 qcm (oder, wenn qcm nicht mehr zählbar sind, — 106 — in 20 V9 qcm)- A-us den erhaltenen Zahlen zieht man den Durchschnitt für die Kol.-Zahl in 1, bezw. */g qcm, berechnet durch Multiplikation mit der Schälchenfläche in qcm oder J/g qcm (Schälchenfläche = r27r, r in cm ausgedrückt) die Zahl der Kol. in der ausgesäten Wassermenge und, bei Aus- saat von weniger als 1 ccm, daraus wieder die Zahl der in 1 ccm Wasser enthaltenen Keime. — Statt Quadrate kann man auch Sektoren zählen. Man stellt das Schälchen auf Fliesspapier, umzieht es mit Bleistift und teilt den entstandenen Kreis in eine Anzahl gleich grosser Sektoren, von denen man einige auszählt, um daraus die Zahl der Kolonien in dem Schälchen und in 1 ccm Wasser zu berechnen. Die Resultate werden dabei etwas genauer als bei Auszählung von Quadraten. (Die Schälchen haben stets einen gewölbten Boden. Infolge- dessen ist in der Mitte die Gelatineschicht dünner und die Zahl der Kolonien kleiner als am Rande. Beim Zählen von Sektoren trifft man daher immer auf dünn und auf stark be- wachsene Stellen, beim Quadratauszählen nicht.) — Sehr stark bewachsene Platten zählt man unter dem Mikroskop bei schwacher Vergrösserung. Man berechnet mit Hilfe eines Objektivmikrometers die Grösse des Gesichtsfeldes bei An- wendung einer bestimmten Linsenkombination und Tubus- länge. Dann zählt man die Kolonien in mindestens 10 Ge- sichtsfeldern, zieht den Durchschnitt und multipliziert ihn mit dem Faktor, der angibt, wie vielmal das Schälchen grösser ist als ein Gesichtsfeld. Dann weiss man, wie viele Kolonien auf der Platte, d. h. aus der ausgesäten Wassermenge ent- wickelt sind, und berechnet daraus die Zahl der Keime pro 1 ccm Wasser. Geben verschiedene Aussaaten derselben Probe verschie- dene Zahlen, so betrachte man die gefundene höchste als die richtige. Fehlen Schälchen zur Kulturanlage, so bringt man die auszusäenden Wasserquanta in Röhrchen mit verflüss. Ge- latine, stellt Rollröhrchen her (vgl. S. 20), bebrütet diese wie Schalen und zählt sie nach 48 Stdn. mit besonderem Zählapparate. Vermischt man das Wasser im Röhrchen mit Gelatine und giesst dann zu Platten aus, so muss man ausser den Platten den im Röhrchen bleibenden Gelatinerest bebrüten und die Kolonien darin zählen. — 107 — Man füge bei der Angabe des Keimgebaltes eines Wassers stets eine Bemerkung bei, nach welcher Zeit die Zählung der Platten erfolgt ist (manche Keime entwickeln sich erst nach 3, 4 und mehr Tagen auf der Gelatine zu sichtbaren Kolonien), bei welcher Temperatur das Wachstum erfolgte und welche Reaktion (Menge von Alkali über den Lackmusneutraipunkt hinaus), ev. auch, welche Zusammen- setzung die Gelatine hatte. Für vergleichende Unter- suchungen ist die Gel. S. 12 sub 2 zu benutzen und die Aussaat 48 Stdn. bei 20 — 22° zu züchten. Als Agarnährboden zur Wasseruntersuchung wird von Hesse und Niedner, Zschr. f. Hyg. Bd. 29, ein Substrat aus 100 Aq. comm., 1,25 — 2 Agar und 0,5 — 1 Nährstoff Heyden, bereitet gemäss dem Rezept S. 57 a, empfohlen. Neutralisation ist nicht nötig. Platten aus diesem Nährboden, der entgegen der üblichen Nährgelatine stets gleichmässig ausfällt, erlauben wegen des Fehlens der Verflüssigung längere Beobachtung als Gelatineplatten. Der Nährboden lässt aber die Fäkalbakt. schlecht wachsen ! Zur weiteren Untersuchung der gewachsenen Organismen legt man von allen verschieden aussehenden oder von be- stimmten, besonders interessiei enden Kolonien Reinkulturen an. Untersuchung von Wasser auf Typhusbaz. und Cholera- vibr. s. S. 80 und S. 84 Nr. 4. JLuftuiitersuchuiig;. 1. Zur ungefähren Bestimmung der Keimarten in der Luft setzt man ihr Gelatine-, Agarplatten oder auch nach S. 16 Nr. 1 präparierte Kartoffeln längere oder kürzere Zeit offen aus. 2. Aus grösseren Luftmengen die Keime quantitativ abzufangen erlaubt die Methode von Petri-Ficker (Zschr. f. Hyg. Bd. 22 S. 33). Mittelst einer Pumpe mit Zählwerk oder eines geaichten Gummiballons wird eine bestimmte Menge Luft durch zwei kleine Filter aus Glasbröckchen von 0,25 bis 0,5 mm Korngrösse gesaugt, die in einer Glasröhre besonderer Form, mit Metall-Gazestückchen nach aussen und voneinander abgegrenzt, natürlich vorher sterilisiert, sich be- finden. Filtermaterial und Gaze wird dann mit Gel. oder Agar zu Platten verarbeitet. Bei fester Zusammenpressung der Filter hält schon das erste alle Keime zurück. Als — 108 — Filtermaterial ist auch gepulverter Zucker zu verwenden, der sich dann bei der Aussaat in der Gelatine auflöst (ist aber schwer zu sterilisieren !). 3. Brauchbar ist auch langsames Durchsaugen der Luft durch 3 mit je 2 ccm sterilen Wasser gefüllte, wie Spritzflaschen mit Gummistopfen und Glasröhren versehene und miteinander verbundene Reagenzgläschen. Die Luft gibt ihre Keime an das Wasser ab. Dieses wird zum Schluss in bestimmten Mengen mit Nährgelatine zu Platten verarbeitet, — vgl. S. 105. Aus der Luft abgesetzten Staub nimmt man mittelst steriler, mit Bouillon befeuchteter Schwämmchen auf. Man drückt diese in flüssiger Gelatine oder Agar aus und giesst daraus Platten. Will man auf Tuberkelbazillen unter- suchen, so drückt man die Schwämmchen in Bouillon aus und spritzt diese in die Bauchhöhle von Meerschweinchen. BodenuntersachuiBg. Mit der zu untersuchenden Bodenprobe füllt man ein Platinlöffelchen von bestimmtem Inhalt und sät in Platten oder Rollröhrchen aus. Im Boden viele anaerobe Bazillen ; ev. speziell auf diese hin Kulturen anlegen. Oder man schüttelt ein bestimmtes Quantum Boden mit steriler Koch- salzlösung kräftig und sät ein aliquotes Quantum dieser Lösung in Nährgelatine etc. aus. (Nicht quantitativ genau, denn selbst starkes Schütteln löst nicht alle Keime von den Bodenkörnchen ab.) Zur Untersuchung tieferer Bodenschichten gräbt man entweder eine Grube, von deren Wänden man Erde abkratzt und aussät, oder man benutzt den F ränkei- schen Bohrer. Dieser wird unter Umdrehungen in einer bestimmten Richtung in die Erde getrieben ; hat er die ge- wünschte Tiefe erreicht, so wird er in umgekehrter Richtung einige Male umgedreht, wodurch sich eine an der Spitze des Bohrers befindliche Kammer öffnet und mit Erde füllt. Dann wird er unter Drehen in der eisten Richtung wieder heraus- gezogen. Aussaat wie vorbeschrieben. Zur Prüf ungvonBodenprobenaufinfektiöse Mikroorganismen (Tetanus, malignes Ödem, Milzbrand) bringt man Versuchstieren etwas von dem Materiale selbst oder damit geschüttelte 0,8°/oige NaCl-Lösung subkutan bei. — 109 — IX. Tier -Impfung und Sektion. Impfung. Wenn Haare oder Federn an der für die Impfnng aus- gesuchten Stellen stören, schneide man sie fort. Reinigen der Haut durch Abseifen, dann mit Alkohol, dann mit Subli- mat, dann mit sterilem Wasser kann erfolgen. 1. Kutane Impfung: Man ritzt die Haut des Tieres leicht ein und bringt mit der Platinöse das Impfmaterial in die Wunde. Oder man rasiert eine Hautstelle und reibt das Infektionsmaterial kräftig darauf ein. 2. Subkutane Impfung: a) in eine Hauttasche. Man hebt mit der Pinzette eine Hautfalte auf, schneidet mit steriler Schere eine kleine Öffnung hinein und bohrt mit steriler Lanzennadel oder einer Scherenhälfte eine kleine Tasche ins Unterhautbindegewebe. In diese führt man darauf das Infektionsmaterial mit der Platinöse ein. Als Impfstelle wählt man bei Ratten und Mäusen vorzugsweise die Gegend über der Schwanzwurzel; die Tiere werden im Nacken mit einer langen Kornzange gefasst, am Schwanz mit der Hand gehalten. Bei Meerschweinchen nimmt man als Infektionsstelle gern die Bauch- oder Brust- seite, bei Kaninchen die Innenseite des Ohres , die man mit der Lanzennadel ein Stückchen weit einritzt und unterminiert. Vögel infiziert man mit Vorliebe in den Brustmuskel. b) mit* der Spritze. Zur subkutanen Injektion be- dient man sich verschiedener Arten von Spritzen: die von Pravaz (Modifikation mit verstellbarem Asbeststempel!), Koch, Stroschein, Loeffler (mit einem leicht selbst zu fertigenden Gummistempel) sind die besten; die Spritzen müssen vor und nach Gebrauch im Dampfs trom oder mit Alkohol-Äther sterilisiert werden. Eine vorherige Desinfektion der Einstichstelle ist unnötig. Impfimg an denselben Stellen wie bei a) angegeben. (Kaninchen unter die Bauchhaut.) 3. Intraperitoneale Impfung. Einschneiden der Bauchhaut. Langsames Einbohren einer stumpfen Kanüle durch die Muskulatur in die Bauchhöhle. - 110 — 4. Intramuskuläre, intrapleurale etc. I m- p f u n g e n ähnlich wie die vorigen. 5. Zur Impfung in die vordere Augenkammer durchtrennt man die kokainisierte Cornea oben nahe dem Skleralrande (wie bei der Iridektomie) und schiebt das In- fektionsmaterial ein. Auge danach für einige Zeit verbinden. Auch Injektion mit der Spritze. ■ — Impfung in die ko- kainisierte Cornea (z. B. mit Vaccine) durch ganz flachen tangentialen Einstich, wobei Pinzette durch Fassen einer Bindehautfalte Auge fixiert. 6. Injektion in die Blutbahn: Freilegen einer beliebigen, leicht erreichbaren Vene (z. B. Jugularis externa), Einführen einer feinen, spitzen Kanüle zentripetal in diese und langsame Injektion. Achtung, dass keine Luft mit injiziert wird (Tod an Luftembolie !). — Bei Kaninchen wählt man gewöhnlich eine Ohrvene zur Injektion. Hautschnitt parallel zu der Vene an der Aussenseite des Ohres, dann Verschieben der Haut so , dass die Vene im Schnitte liegt. Ohrwurzel zusammendrücken, damit die Vene anschwillt, und Kanüle einstechen. Schwillt das umgebende Gewebe bei der Injektion auf, so liegt die Kanülenspitze nicht in der Vene! 7. Zu Injektionen in den Magen steckt man den Tieren einen Holzknebel zwischen die Vorderzähne, durch dessen Bohrung man einen elastischen Katheter bis in den Magen hindurchschiebt. Durch diesen werden dann die In- fektionsmaterialien etc. den Tieren in den Magen gespritzt. Grösseren Tieren kann man auch so tief in den Rachen, dass sie sie verschlucken müssen, Kartoffelstückchen stecken, die man ausgehöhlt, mit Infektionsmaterial gefüllt und wieder mit einem Deckelchen aus Kartoffel Substanz geschlössen hat (desgl. infizierte Brotkügelchen!). 8. Impfung durch Fütterung. Das zu verfütternde Material wird, wenn es selbst kein Nahrungsmittel ist, mit einem solchen gemischt gereicht (z. B. Kulturen auf Brot gestrichen oder geträufelt). 9. Infektion von den Luftwegen aus. In- halation verstäubter oder versprengter Keime in besonderen dicht schliessenden Inhalationsapparaten. Oder Injektion in die Trachea durch Einstechen der Spritzennadel zwischen zwei Tracheairingen. — 111 - Dosieren des Impfmaterials: Zur Injektion bestimmter Impfstoffmengen in den Körper verfährt man wie folgt: 1. Flüssige Impfstoffe (wenn nötig Verdünnung abgemessener Mengen mit bestimmten Quanten steriler Bouillon oder 0,8°/oiger NaCl-Lösung vorher) injiziert man mit Hilfe kalibrierter Spritzen in der gewünschten Menge. 2. Nicht flüssige Impfstoffe. Zur Impfstoffent- nahme dient eine Platinöse an einem kurzen Platindraht, dessen anderes Ende sich an einem Stab durch eine Schraub- vorrichtung (wie bei Taschenbleistiften) befestigen lässt. Der Draht wird in ein Stück Kork gesteckt und auf der Präzisions- wage gewogen, dann mit Impfmaterial beladen und wieder ge- wogen. Die Differenz beider Wägungen gibt das Gewicht des Impfmaterials. Nun spült man die Öse in einem Röhrchen mit so viel steriler Flüssigkeit ab, dass eine bestimmte, leicht abmessbare Menge davon (z. B. 0,5 ccm) die zu verimpfende Materialmenge (z. B. 0,2 mg) enthält, mischt durch Verreiben und Umschütteln gut und injiziert Bei Verwendung der gleichen Platinöse, gleichen Impfmateriales und stets ungefähr gleicher Füllung der Platinöse bekommt man so gleichmässige Werte, dass man von der Wägung Abstand nehmen kann. Man fertige sich Ösen, die etwa 2 mg 24 stündigen Agar- kulturrasens von Typhusbaz. oder Cholerav. bei vollständiger Füllung aufnehmen, — sog. Normalösen; Massstäbe zur Herstellung gleichgrosser Ösen von Czaplewski angegeben. Bestimmung der Bakterienzahl im Impf- material. Man entnehme das Impfmaterial wie vorbe- schrieben und säe eine gleiche Menge der Aufschwemmung, wie injiziert wird, in Agar oder Gelatine zur Platte aus. Ev. verdünne* man vorher nochmals mit steriler Bouillon in bestimmter Menge und säe einen aliquoten Teil der Ver- dünnung aus. Nach Entwicklung zählen wie bei Wasser- platten (s. S. 105). Auf dieselbe Weise Bestimmung der Bak- terienzahl in allerlei Materialien. Bezeichnung und Aufbewahrung der Versuchs- tiere. Mäuse und Ratten in hohe Gläser (Einmachgläser) mit beschwertem Drahtnetzdeckel setzen, die Gläser etiket- tieren. Meerschweinchen in Steintöpfen mit Drahtdeckel halten, nach Gewicht, Geschlecht, Färbung beschreiben. (Man hat besondere Cliches mit Tierbildern zur Einzeichnung der Farben.) Kaninchen zur Kennzeichnung die Ohren mit ver- — 112 — schiedenen Anilinfarben tingieren oder, wie ev. auch Meer- schweinchen, mit bezifferten Metallmarken, die durch das Ohr gestochen werden, bezeichnen. Infizierte Tiere in be- sondere Käfige setzen, möglichst jedes für sich ! Temperaturmessungen infizierter Tiere mittelst Ein- führung eines Maximalthermometers mit kleinem Hg- Gefäss in anum. Normale Temperaturen sind für Hund 37,5 bis 39,9 ° C, Kaninchen 38,3—39,9°, Meerschweinchen 37,3 bis 39,5° (meist ca. 38°), Taube 41,0-42,5°, Huhn 41,0—42,5°. Immunisierung VOn Tieren durch Injektion steigen- der Dosen von Bakteriengiften, abgetöteten oder lebenden Bakterien wechselnd nach der Art der Bakterien und dem verfolgten Zweck. Allgemein verfährt man so, dass die erste Injektion subkutan oder intraperitoneal usw. mit einer unter der Dosis letalis minima belegenen Kultur- oder Giftmenge erfolgt. Man beobachtet genau Änderungen im Befinden des Tieres und lässt die zweite Injektion mit etwas grösserer Gift- oder Kulturmenge erst folgen, wenn es völlig wieder- hergestellt ist, namentlich auch an Gewicht zu- oder wenigstens nicht abgenommen hat. Ebenso geht man bei den folgenden Injektionen vor. — Immunisierung zur Gewinnung von Serum für Serumreaktionen durch Injektionen der durch Erwärmen über 1 Std. auf 60 — 65° abgetöteten Typhus-, Cholera- usw. Kulturen. Bei Kaninchen genügen meist schon 3 — 5 Einspritzungen bei intravenöser Applikation in Ab- ständen von je 7 Tagen und mit Steigung von 1 zu 10 Ösen abgetöt. Agarkultur. 7 Tage nach der letzten Injektion Blut- entnahme aus einem Blutgefäss des Ohres, der Jugularis oder Karotis : Gefäss aseptisch frei legen, oben und unten lose Unterbindungsschiingen anlegen, Eröffnen durch Schlitzschnitt in der Längsachse, Unterbindungsschiingen nach genügender Blutung (Auffangen in sterilem Gefäss) zuziehen. Bei grösseren Tieren ohne Hautschnitt Jugularis gegen Wirbelsäule andrücken und distal davon mit Troikart oder Spritze einstechen. Blut- entnahme von Tauben s. S. 66 unter 8. Blut im Eisschrank 24 — 48 Stdn. bewahren, dann Serum steril abpipettieren (ev. zentrifugieren). Sektion. Die Sektion soll sobald als möglich nach dem Tode er- folgen. Muss sie aufgeschoben werden, so halte man das Kadaver durch Aufbewahrung in kühlem Räume frisch. — 113 — Das zu sezierende Tier soll vor der Sektion womöglich nicht, bei der Sektion keinesfalls (ausgenommen grosse Tiere) mit den Händen, sondern nur mit Instrumenten berührt werden. Die bei der Ausführung der Sektion zu benutzenden Instru- mente werden bereit gelegt. Alsdann wird das Tier aufge- spannt mit der Bauchseite nach oben und mit weit vom Rumpf abgezogenen Extremitäten. Die Pfoten, Füsse oder Flügel werden mit Stecknadeln, Nägeln oder Pfriemen auf dem Sezierbrett befestigt oder auch mit Fadenschlingen an eingeschraubten Haken auf dem Brett angebunden. Nun be- feuchtet man die Bauch- und Brusthaut mit Sublimatlösung tüchtig, um das Umherspritzen der Haare beim Durchtrennen der Haut zu vermeiden oder mit Xylol, um auch etwaiges Ungeziefer zu töten, oder man rasiert von der eingeseiften Haut die Haare ab ; auch Abbrennen der Haare vor dem Anfeuchten ist zweckmässig. Vögel rupft man an Brust und Bauch und feuchtet die Haut darauf an. Dann wird die Haut vom Hals bis zur Symphyse mit sterilisierten (s. S. 6 U. 7 sub 1, 2, 3) Instrumenten in der Mittellinie durchtrennt und nach beiden Seiten bis auf die Innenseite der Beine hin abpräpariert und zurückgeschlagen. Abbrennen der freigelegten Muskulatur zur Beseitigung darauf gefallener Haare. Nunmehr durchtrennt man mit frisch sterilisierten Instrumenten eine hochgehobene Falte der Bauchmuskulatur unterhalb des Proc. xiphoideus, schlitzt die Bauchmuskulatur mit der nach oben gekehrten Messer- schneide in der Mittellinie oder noch besser mehr nach der rechten Körperseite des Tieres zu auf, löst sie von den Rippen- bögen und schlägt die Muskellappen nach beiden Seiten aus- einander, worauf man sie zweckmässig mit Stecknadeln, über den zurückgeklappten Hautlappen befestigt. Den nach der linken Seite des Tieres fallenden Muskellappen macht man deshalb grösser als den rechten, damit die später hervorzu- ziehende Milz, dieses bei den meisten Infektionskrankheiten so wichtige Organ, auf ihm ruhen kann und durch ihn vor Ver- unreinigungen von der Haut her geschützt ist. Bei Ratten und Mäusen zerreisst man die Bauchmuskulatur mit zwei Pin- zetten anstatt sie zu durchschneiden. Nach Besichtigung der Organe der Bauchhöhle und Anlage der gewünschten Kulturen aus ihnen öffnet man die Brusthöhle, indem man von unten her anfangend die Rippen ein Stück seitwärts vom Sternum beiderseits mit steriler Schere durchschneidet; dann zieht man den Processus xiphoideus in die Höhe und klappt Abel, Taschenbuch, 12. Aufl. 8 — 114 — an ihm nach Ablösung des Diaphragma das Sternum mit den daran haftenden Rippenpartien nach oben, so dass die Organe der Brusthöhle freiliegen. Man brenne jedesmal die Instrumente sorgfältig ab oder wechsle sie, sobald man glaubt, dass sie mit irgend etwas nicht gewolltem in Berührung gekommen sind. Lege nie gebrauchte Instrumente ohne sie vorher abzu- brennen aus der Hand! Organe, aus denen man Kulturen anlegen will (vgl. auch S. 34 Abs. 2), ritzt man mit einem spitzen sterilen In- strument an; mit der Platinöse geht man dann durch den Ritz ins Innere des Organes ein und sät die an der Nadel haften- den Organteilchen sofort aus. Muss man annehmen, dass die Oberfläche des Organes verunreinigt worden ist, so verschorfe man sie zuerst durch Auflegen einer heissen Messerklinge und verfahre dann wie angegeben. Will man grössere Stückchen aussäen, so schneidet man sie mit steriler Schere ab und . nimmt sie mit noch heisser Platinöse, an der sie leichter haften, auf. Harte Knoten (z. B. in tuberkulösen Organen) schneidet man mit steriler Schere heraus, zerquetscht sie zwischen zwei sterilen (S. 6 sub 1) Objektträgern oder Skal- pellen und bringt Stückchen auf Nährböden und Deckgläschen. Sollen die Aussaaten erst später erfolgen, so schneidet man Stücke der Organe steril ab und legt sie in sterile Doppelschälchen (jedes Organ für sich !). Stets bakterienhaltige Organe, wie der Darm, dürfen erst zu allerletzt, nachdem für Aussaaten aus den andern Organen Sorge getragen worden ist, geöffnet werden. Man beachte bei der Sektion stets den Zustand der Impfstelle ! Zur Herstellung mikroskopischer Präparate reisst man mit der Pinzette Gewebsstückchen ab, verreibt sie auf dem Deckglase und färbt dann (s. S. 33 ff). Konservierung von Gewebsstücken zur Untersuchung in Schnitten s. S. 36 u. 38 Nach Beendigung der Untersuchung wird das Kadaver in einem Ofen (Kesselfeuerung) verbrannt oder in Pergament- papier eingehüllt vergraben oder in ein Gefäss mit concentr. H2SO4 geworfen, worin es sich auflöst, oder im Dampf je nach Art der Infektionskeime 1 — 4 Stdn. gekocht und dem Abdecker übergeben; das Sezierbrett wird mit 1 — 2°/ooigem Sublimat -\- 3% HCl abgewaschen ; die Pfriemen etc. werden abgebrannt. - 115 - X. Konservierungsmethoden für Präparate, Kulturen und Tierorgane. A. Präparate. Hängende Tropfen kann man lange Zeit konservieren, doch tritt dabei eventuell Weiterentwickelung und schliess- lich Zerfall der Mikroorganismen ein. Will man ein be- stimmtes Entwickelungsstadium festhalten, so nimmt man das Deckglas ab, setzt zu dem Tropfen oder an eine Ecke des Deckglases ein Tröpfchen Formalin oder eine Spur 2°/oiger Osmiumsäure und bringt das Deckglas wieder in seine Lage. Konservierung gefärbter Präparate s. S. 35 u. 39. Schimmelpilze und Hefen bewahrt man ungefärbt am besten in Glyzerin gelatine (Glyzerin 7, Aqua 6, Gela- tine 1, l°/0ige Karbolsäure 1, zusammen erwärmt und fil- triert). Umranden mit Lack. B. Kulturen. Fortzüchtung von Kulturen und Aufbewahrung lebenden Bakterienmaterials s. S. 22 — 23. Will man Kulturen, die ein bestimmtes charakteristisches Entwickelungsstadium aufzeigen (z. B. Gelatinestichkulturen von Choleravibrionen mit dem typischen ,, Luftbläschen" an der Oberfläche) zu Demonstrationszwecken aufbewähren, so tötet man sie zunächst durch Formaldehyddämpfe ab. Bei Kulturen im Röhrchen bringt man dazu auf das untere En^e des Wattebausches einige Tropfen Formalin, setzt den Bausch wieder auf, verschliesst das Röhrchen mit einer Gummikappe und lässt es mindestens 24 Stunden stehen. (Ist die Kultur in Gel. angelegt und hat diese verflüssigt, so lange stehen lassen, bis der Nährboden unter der Wirkung des Formaldehyd wieder fest geworden ist!) Dann kann man in verschiedener Weise verfahren, nämlich 1. Man kann das Röhrchen, so wie es ist, dauernd auf- bewahren. Bedingung: Fester Schluss der Gummikappe, sonst trocknet die Kultur allmählich ein. 2. Man lüftet die Gummikappe, schiebt den Wattebausch etwas tiefer in das Röhrchen, giesst eine dicke Schicht flüssig — 116 — gemachten Paraffines auf ihn und lässt das Paraffin erstarren. Nachfüllen von Paraffin, wenn Sprünge darin auftreten. 3. Man entfernt die Gummikappe, legt auf die Rohr- mündung ein diese genau verschliessendes rundes Deckgläschen, bepinselt Rohrmündung und Deckglas dick mit Glyzerin- gelatine (s. S. 115 A, statt Karbolsäure kann 1 °/0 Sublimat zugesetzt sein!), lässt antrocknen und überzieht mit Lack. 4. Man erhitzt eine leicht schmelzende Metalllegierung (Rosesches Metall, fusible metal) mit dem Bunsenbrenner und lässt Tropfen davon aus 1/4 — 1/2m Höhe auf eine Glas- platte fallen. Die aus solch einem Tropfen dabei entstehende flache Metallscheibe legt man nach Entfernung der Gummi- kappe auf die Röhrchenmündung, drückt die überstehenden Ränder fest ans Glas und bringt sie durch langsames Drehen in der Bunscnflamme zum luftdichten Anlegen. 5. Man entfernt Gummikappe und Wattebausch und schmilzt das Röhrchen etwas unterhalb der Mündungen zu. Vorsicht, dass der Nährboden beim Erhitzen des Glases nicht leidet ! NB. Röhrchen, die Kondenswasser enthalten, bewahre man stets in senkrechter Stellung auf; oder man giesst oder saugt mit Glaskapillare vor der Formalinbahandlung das Wasser vorsichtig ab. Kulturen in Schälchen kann man auf folgende Weise konservieren: 1. Man bringt ein paar Tropfen Formalin auf den Deckel und lässt 24 Stdn. stehen. (Wenn angängig, Schälchen um- gekehrt aufstellen, damit das Formalin nicht auf den Nähr- boden tropft; sonst befestigt man mit Wachs ein Stück Fliess- papier an der Deckelinnenseite und befeuchtet es mit Formalin). Dann entfernt man das Formalin (falls es nicht schon ver- dunstet ist) und legt ein breites Gummiband um den Rand der Schale. 2. Man kultiviert in Schälchen mit überfassendem, aufge- schliffenen Deckel , behandelt wie bei 1. mit Formalin und dichtet schliesslich den Berührungsring beider Schälchenhälften mit Paraffin. 3. Man kultiviert in flachen Kolben von der Form plattgedrückter Reagenzgläser etc. (käuflich) und behandelt sie wie Röhrchen (vgl. S. 115). Stücke von Agar- oder Gelatineplatten kann man folgendermassen konservieren : - 117 - 1. Behandeln der Platte mit Formaldehyd ähnlich wie oben angegeben. Vorsichtiges Umschneiden und Loslösen der zu konservierenden Teile, Übertragung auf Objektträger (ev. Trocknen über H2SO4, bis nur eine dünne Schicht übrig ist), Bedecken mit Glyzerin und Deckglas, Umranden mit Asphalt- lack. Aussehen der Kolonien leidet. Nur für Agarplatten gut brauchbar. 2. Anlage der Platte auf einem Deckglase , nach Ent- wicklung Trocknen im Exsikkator über H2SO4, Färben wie ein Trockenpräparat, trocknen und in Kanadabalsam konser- vieren (nicht zur Betrachtung der Kolonien selbst, aber zum Studium der Bakterienlagerung in den Kol. geeignet). C. Tierorgane für Demonstrationszwecke. 1. Einlegen der Organe bis zur völligen Entfärbung in folg. Lösung: Aq. comm. 4000, Formalin 800, Kai. acet. 85, Kai. nitric. 45. 2. Einlegen nach Ablaufenlassen in 80°/oigen Alkohol, bis die natürlichen Farben wiedergekehrt sind. 3. Aufbewahren in folg. Lösung dauernd : Aq. dest. 900e Glyzerin 300, Kai. acet. 200. Register. Seite Abbe, Beleuchtungsapparat, Einstellung desselben . . 3 Abschlaggläser 105 Agar, als Nährboden . . .11 Glyzerinagar . . . . 13 Blutbestrichenes . . 66, 92 mit Blutzusatz . 66, 91, 102 für Wasseruntersuch. . 107 Vorzüge und Nachteile 21 -plattenherstellung . . 20 s. auch Blutserum Agglutination bei Typhus ,, bei Cholera . ,, bei Ruhr . ,, bei Meningo- kokken ,, bei Rotz . . . Aktinomyces Alkalialbuminatgelatine , . -agar . . . Alkalibildung, Untersuch, auf Alkalisierung von Nährböden Amöben Anaerobien, Kultur ders. . ,, Nährboden für . Anilinwasserfarblösungen . Anisölgefrierschnitte .... Anreicherung s. Tuberkelb., Typhusb., Choleravibr. Arsennachweis ...... 96 Ascitesnährböden . .15, 16 u. 92 Assmannsche Färbung ... 44 Aufbewahren von Kulturen 23, 115 ,, von Organstücken 117 ,, von Präparaten . 35 Aufkleben von Gewebsstücken 37 Aussaat, fraktionierte ... 23 Ausstrichpräparate .... 33 Austrocknen, Resistenz von Bakt. gegen 32 Bakterienfilter .... 7 Bakterien grosse, Bestimmung 36 Bakterienstoffwechselprodukte, Filtration 33 Bakterienzahl, Bestimmung in Platten . . .105 Bestimmung in Impfmaterial etc. . . .111 72, 77 . 86 . 81 . 90 . 61 . 93 . 87 . 63 29 Seite Barsiekowsche Nährböden 68, 81 Beleuchtung bei mikroskopi sehen Untersuchungen Beleuchtungsapparat, Abbe' scher, Einstellung ... 3 Bierwürze-Nährböden ... 94 Blücherscher Kulturapparat . 27 Blutagar . . 66, 91, 92, 99, 102 Blutentnahme ..... 101 Blutparasiten, s. Malaria usw. Blutpräparate 102 Blutserum 14 Agar 16 ,. Agar nach Tochter- 63 15 91 14 108 28 51 ,, Löfflersches , ,, Menschliches ,, als Nährboden . ,, Siehe auch Serum- reaktion. Bodenuntersuchung .... Botkinscher Kulturappara.t . Bouillon als Nährboden Brot als Nährboden ... Bubonenpest, Bazillen . . . Bunges Geisseifärbung . Carbolf arblösungen . 41, 42 Celloidineinbettung .... 37 ,, Schnellmethode 39 Choleradiagnose . . . . . 83 Cholerarotreaktion . . . 31, 82 Choleravibrionen 82 ,, Isolierung aus Wasser . 84 Chromatinfärbung .... 98 Claudiussche Färbung . . .47 Coffeinnährboden .... 76 Colonbazillus 82 Czaplewskis Glyzerinfuchsin . 41 Dampfdesinfektion . . 6 Deckgläschen, Reinigung . . 5 Deckglaskulturen 117 ,, S. auch Hängen- der Tropfen als Kulturapparat. Deckglaspräparate, Herstel- lung derselben . 33 — 119 Seite Deckglaspräparate, Färb. ders. 33 Konservierung ders. 35 Desinfektion 6 ,, von Kulturen . . 8 ,, der Hände ... 8 ,, der Impfstelle beim Tierversuch . . . 109 ,, von Tierkadavern . 114 Desinfektionsmittel, Prüfung . 33 Devckesche Alkalialbuminat- gelatine 87 Deyckesches desgl. Agar Diphtheriebazillen . . . . Diphtheriediagnose . von Drigalski - Conradi - Nähr- bode 63 02 6-2 75 Doppelschälchen 20 Dunkelfeldbeleuchtung ... 4 Dysenteriebazillen .... 80 Eier, als Nährboden ... 16 Einbetten von Gewebstücken zum Schneiden .... 37 Eiterentnahme 103 Eiweissfreie Nährlösung ("nach Uschinsky-C. Fraenkel) . 18 Endoscher Nährboden ... 76 Erhaltung von Kulturen . . 23 Erhitzen, Resistenz gegen . 32 van Ermengemsche Geissei- färbung 52 Fäzesuntersuchung . . 104 Färbung von Deckglaspräpa- raten, Allgemeines . 33 von Schnittpräparaten Allgemeines ... 36 nach Loeffler ... 42 nach R. Pfeiffer . . 42 nach Kühne-Pregl . 42 nach Nicolies Tannin- methode 43 NicollesThioninmeth. 43 nach Giemsa . . 98, 99 nach Gram . , 44 nach Gram-Günther . 45 nach Gram-Nicolle . 45 nach Weigerts Fibrin - methode 46 nach Claudius ... 47 mit Methylenblau-Eo- sin mischung . . 43, 44 von Tuberkelbazillen, Leprabaz. etc. s. diese Isolierte von Bakt. . 43 Kontrast- von Bakt. 43 von Sporen .... 49 Seite Färbung von Kapseln ... 48 ,,• von Geissein ... 50 Farblösungen, Herstellung ein- facher 40 ,, Herstell, verstärkter (alkal. Methylenblau, Karbolfuchsin, Ani- linfuchsin etc.) . . 41 Farbstoffe zur Bakt.-tärbung . 40 Favuspilze 96 Fibrinfärbung nach Weigert . 46 Fickers Typhusdiagnostikum . 80 ,, Hirnnährboden ... 55 Filtration, keimfreie ... 7 ,, von Nährböden s. diese Fischen von Kolonien ... 34 Fixierung von Ausstrichen . 34 Fleischextraktnährböden . . 12 Fleischwasser 8 ,, Verdünntes . . 11 Fluorescierende Baz. s. Bac. pyocyaneus 89 Fortzüchtung von Kulturen . 22 Fraktionierte Aussaat ... 23 ,, Sterilisation . . 7 Friedläudersche Pneumobaz. . 90 Fuchsinnährboden .... 76 Fucus crispus-Nährboden . . 97 Gallenkulturj 75 Gärungsvermögen von Bakt. Untersuchung auf . 28 Gehirnnährböden 55 Geisseifärbung 50 Gelatine als Nährboden . . 9 ,, m. höh. Schmelzpunkt 10 ,, für Wasseruntersuch. 12 für Cholera . . 83, 87 ,, für Typhus (v. Dri- galski-Conradi etc.) . 75 ,, Bierwürze .... 94 ,, Deyckesche Alkali- albuminatgelatine . . 87 -Platten 19 ,, Traubenzucker- . . 28 ,, Vorzüge u. Nachteile 21 Giemsasche Färbung ... 98 Giftbildung durch Bakt., Un- tersuchung auf .... 33 Glyzerin als Zusatz zu Nähr- böden 13 Glyzeringelatine z. Aufkleben 37 ,, z. Konservieren von Präparaten . . .115 Glyzerinkartoffeln .... 54 Gonokokken 91 — 120 Seite Gonokokken arme Sekrete . 93 Gramsche Färbung .... 44 ,, Modifikationen . 45 Gramsche Färbung, Prüfung v. Bakt. auf 'Verhalten gegen 46 ,, Verzeichnis der da- nach färbbaren und nichtfärbbarenBakt. 46 Grösse von Bakt., Messung . 36 Grubersche Serumreaktion . 72 Grünnährböden n. Loeffler . 77 Günthers Entfärbung bei Gram 45 Haemolyse 89 Händedesinfektion .... 8 Hängender Tropfen .... 1 Konservierung desselben 115 als Kulturapparat ... 3 Härten von Gewebstücken . 36 Hefen 94 Hessesche Nährböden . . 57, 107 Heunährböden 96 Heydenagar-Nährböden 57, 107 Hitze, Resistenz von Bakt. gegen 32 Hundswut 100 Hydrocelenflüssigkeit als Nähr- boden . . . 15, 16, 92 ,, zur Untersuchung . . 104 Immersion, Anwendung derselben 1 Immunisierung von Tieren 112 ferner s. Diphteriebaz., Typhusbaz . , Cholera Vi- brionen. Immunserum, Gewinnung von 112 s. ferner Diphteriebaz., Typhusbaz., Choleravibr. Immunserumreaktionen, siehe Serumreaktion. Impfmaterial, Dosieren dess. 111 Impfung v.Tieren, Methoden zur 109 Indolbildung, Untersuch, auf 31 Infektion, künstliche v. Tieren 109 Influenzabazillen 66 Jodjodkaliumlösung .... 44 Johnes Kapselfärbung ... 48 Kakaobutter z. Einbetten 38 Kapselfärbung 48 Karbolfarblösungen. . . 41, 42 Kartoffel als Nährboden . . 16 -Brei 17 ,, Kochsalz- .... 17 Keimfreie Filtration ... 7 Keuchhustenbaz. . . .67 Seite Klatschpräparate 22 Koch-Weeksche Baz. ... 67 Koffeinnährböden .... 76 Kolonien, Abimpfen von . . 21 Konservierungsmethoden für Kulturen . . . . .115. ,, für Präparate . . "115 Kühnes Karbolmethylenblau- färbung 42> Kultur 19 der Anaerobien ... 24 Fortzüchtung '. 22 d. fraktioniert! Aussaat 23 im hängenden Tropfen 24 Herstellung . ... 22 Plattenverfahren ... 19- im Stich und Strich . 22 im Tierkörper .... 24 Kulturmaterial, Erhaltung . . 23 Lackmus mölke . . . . 3Q Lackmusnährböden and. 68. 75, 81, 91 Leprabazillen . Lichtentwickelung von Bakt., Untersuchung auf . , . 32 Lichtquelle für Mikroskop . . 3. ,, künstliche desgl. . 4 Lithioncarmin '. . . ! '. '. 45 Loefflers Geisseifärbung . . 50, ., Grünnährboden . . 77 ,, Methylenblaulösung . 41 Lubarsch's Paraffineinbettung Luftuntersuchung ! Lyssa Malachitgrünnährböde Malariaparasiten .... Mannitnährböden . . . Mansonsche Färbung . May-Grünwalds-Färbung . Meningokokken .... Menschenblutserum . Methylenblau, Reduktion . Micrococcus catarrhalis Mikroskop Mikroskop s. auch Immersion Beleuchtung. ,, Reinigung dess. . 4 Milch als Nährboden ... 18 ,, serum s. Lackmusmolke. 30 Milzbrandbazillen .... 53 Milzbrandsporenfäden . . . 54r Nähragar, Nährbouillon, Nährgelatine siehe Agar, Bouillon Gelatine etc. Nährböden, s. Agar, Bouillon Gelatine u. s. w. 107 10a n 77 97 81 98 44 90 91 30 91 1 121 - Seite 18 {Jahrböden, Aufbewahrung ,, Einfüllen flüssiger in Röhrchen ,, Sterilisieren ders. ,, eiweissfreie Nasenrachensekretentnahme Nasensekretentnahme . Ncgrischc Körperchen . Neisserschc Färbung Neutralisation, s. Agar, Bouil- lon, Gelatine etc. ,, mit Phenolphthalein als Indikator . ,, Berechnung der Lö ,, sungen für . , . Neutralrotagar Nicollesche Methylenblau- tanninfärbung ,, Thioninfärbung . ,, Gramfärbung . Nitrosoindoireaktion . ,, von Vibrionen Nochtsche Färbung . Normalöse Nutrosenährböden . 68, 75 Objektträger, Färbung auf dem 36 Orceinfärbung 94 Orseillefärbung 94 Orseillenäbrböden .... 63 Öse, als Mass 111 Osmiumsäure zum Fixieren 34, 50 Paraffineinbettung . . 37 ,, Schnelleinbettung . 38 Paratyphusbaz 67 Pathogenität, Unters, auf s. Impfung 109 Penicilüum brevicaule ... 96 Pepton 9 Peptonisierung . # • 21 Pepton wasser 14 ,, konzentriertes . 14 Pestbazillen 88 Petruschkys Lackmusmolke . 30 Pfeiffersche Fuchsinfärbung . 42 ,, Serumreaktion . 69, 86 Pflaumenbrühenährböden . . 94 Phenolphthalein als Indikator 12 Phosphoreszenz von Kulturen, Untersuchung auf ... 32 Pick-Jacobsohnsche Färbung . 43 Pikrokarminlösung, Herstel- lung derselben .... 47 Pilze 95 Plazentarblut ...... 91 Seite 19 Plattenkultur verfahren Pneumobazillen Pneumokokken . • . . . 89 Polkörnchen 64 Polychromes Methylenblau . 62 Preglsche Färbung .... 42 Proteinochromreaktion ... 31 Pseudodiphtheriebazillen Diphtheriebaz. . Pyämie, Blutuntersuch Pyocyaneus .... Pyrogallussäure Rachenbelag. Entnahme 103 Reaktion der Nährböden . ,, Efnstellung [s. Nähr bouillon) ,, der Nährböden, Ein Stellung mit Phenol- phthalein - Indikator ,, der Nährböden, Än- derung ders. durch Bakt. -Wachstum Rekurrensspirochäten Reduktionsvermögen der Bak- terien, Untersuch, auf Reicherts Spiegelkondensor . Reinkulturen, Anlage von ,, Gewinnung mitHilfe des Tierkörpers . Resistenz von Bakterien, Un- tersuchung auf . Ribbertsche Kapsel färbung . Rollröhrchen Romanowskysche Färbung Roseolen, Untersuch. . Rothbergers Neutralrotagar . Rotzbazillen Ruhrbazillen Sauerstoffbedürfnis von Bakt., Untersuchung auf Säurebildung, Untersuch, auf Schimmelpilze 95 Schnellhärtung 33 SchnittpTäparate, Herstellung 36 Schwefelwasserstoff bildung, Untersuchung auf . . Sektion von Versuchstieren Septikämie, Blutuntersuch. Serumreaktion für Typhusbaz nach Pfeiffer . ,, für Typhusbaz. nach Gruber . ,, für Typhusbaz. nach Widal 77 ,, für Choleravibrionen 86 02 SO 1- Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. über einfache Hilfsmittel zur Ausführung bakteriologischer Untersuchungen von Geh. Med.-Rat Dr. Rudolf Abel und Prof. Dr. M. Fieker. Zweite vermehrte und verbesserte Auflage. Taschenformat, karton. und durchschossen Mk. 1.20. Die Bakteriellen Nahrungsmittelvergiftungen. Von Oberstabsarzt Prof. Dr. A. Dieudonnö. (Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, VIII. 3./4. Heft). Einzelpreis Mk. 1.70. Die bakteriologische Frühdiagnose bei akuten Infektionskrankheiten. Von Priv.-Doz. Dr. Hermann Lüdke. (Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, VIII. 9. Heft.) Einzelpreis Mk. — .85. Immunität uno Immunsierung von Ob.-Stabsarzt Professor Dr. A. Dieudonnö. (Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, I. 8. Heft.) Einzelpreis Mk. —.75. Bedeutung der Bakteriologie in der Pathologie des Auges von Dozent Dr. P. Römer. (Würzburger Abhandlungen aus der prakt. Medizin, II. 2. Heft). Einzelpreis Mk. —.75. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Die Tierischen Parasiten des Mensehen. Ein Handbuch für Studierende u. Ärzte von Geh. Reg.-Rat Dr. Max Braun, o. ö. Professor für Zoologie und vergl. Anatomie und Direktor des Zoolog. Museums in Königsberg. Vierte verbesserte, durch einen Anhang erweiterte Auflage enthaltend-. Die Pathologie und Therapie der tierisch- parasitären Krankheiten von Dr. Otto Seifert, a. o. Professor der Universität Würzburg. 40 Bogen mit 325 Abbildungen. Preis brosch. Mk. 15.—, in Halbfranz, geb. Mk. 17. — . „Berl. klin. Wochenschrift": Wir rühmen an dem Braun'schen Buche Klarheit der Darstellung, Vollständigkeit und nie versagende Zu- verlässigkeit. Seifert hat die klin. Seite der Parasitologie in recht ge- schickter Weise geschildert. „Fortschritte der Medizin": Das Braun'sche Buch ist seit seinem Bestände als ein ebenso reichhaltiger wie verlässlicher Ratgeber auf dem Gebiete der menschlichen Parasitologie mit vollem Recht ange- sehen worden und wird dies in seiner neuen Auflage in erhöhtem Masse sein. gez. Vierodt. In Vorbereitung befindet sich : Leitfaden für parasitologische Untersuchungen für Studierende und Ärzte. Von Geh. R«g-Rat Dr. Max Braun, o. ö. Professor für Zoologie und vergl. Anatomie u. Direktor des Zool. Museums in Königsberg i. Pr. und Dr. M. Luhe, I. Assistent des Zool. Instituts in Königsberg i. Pr. ca. 12 Bogen mit zahlreichen Abbildungen. Preis brosch. ca. Mk. 5.50, gebd. ca. Mk. 6.—. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Bakteriologisch - chemisches Praktikum für Apotheker und Studierende. Kurze Anleitung zur Untersuchung von Harn, Blut, Auswurf, Magen- und Darminhait, sowie von Wasser, Milch, Butter und Margarine von Johannes Prescher und Viktor Rabs. Mit 14 Abbildungen, 2 Tafeln und 2 Tabellen. Preis brosch. Mk. 2.80, gebunden und durchschossen Mk. 3.60. Süddeutsche Apotheker -Zeitung: Auf kurzem Rahmen ist alles behandelt, was dem Apotheker (besonders dem Landapotheker) vom Arzt oder Publikum zur Untersuchung übergeben werden kann, und zu dessen Ausführung sich derselbe bisher meist teure Bücher und teure Apparate kaufen musste. Das Buch ist aus der Praxis für die Praxis geschrieben. Zentralblatt für innere Medizin: Diese Anlage des Buches lässt es auch zum täglichen Gebrauch des praktischen Arztes geeignet erscheinen, um so mehr, da jedes beim Wunsche schneller Orientierung hinderliche Beiwerk vermieden nnd ein leicht übersichtliches Register beigefügt ist. H i lf s b u c h für das Apothekenlaboratorium von Dr. Johannes Prescher und Viktor Rabs. Mit 73 Abbildungen und 1 Tabelle. Süddeutsche Apotheker «Zeitung: Die beiden Verfasser haben mit der Veröffentlichung dieses Buches der pharmazeutischen Jugend sowie auch dem Teil der Kollegen , der sich mit der Ausbildung von Lehrlingen befasst, einen nicht zu unterschätzenden Dienst erwiesen. Pharmazeutischer Reformer: Ein Handbuch, welches den Anfänger in unserem Berufe im allgemeinen Teile zunächst mit den einzelnen bei den chemischen Laboratoriums- Arbeiten erforderlichen Hantierungen, wie Kristallisation, Präzipitieren, Destillation, Sublimation, Filtration, Dekantieren etc. etc. vertraut macht, ihm hierbei die be- treffenden Apparate im Bilde vorführt und ihn zur Zusammenstellung der meisten Apparate anleitet. Das handliche Buch verdient, in die Reihe der Unterrichts- und Anleitungsbücher für Pharmazeuten einge- reiht zu werden. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Demnächst erscheint: Lehrbuch der Histologie "ndf de.r mikroskopischen ° Anatomie mit besonderer Berücksichtigung des menschlichen Körpers, einschliesslich der mikroskopischen Technik. Von Professor Dr. L. Szymonowicz. 2. neu bearbeitete und erweiterte Auflage unter Mitwirkung von Professor Dr. Rudolf Krause. Mit 60 Tafeln und zahl- reichen Abbildungen im Text. Preis br. Mk. 15. — , geb. Mk. 17. — . Trotz der Umfangvermehrung und der vielen neuen Illu- strationen wurde der Preis nicht erhöht. Kompendium der vergleich. Anatomie. Zum Gebrauch für Studierende der Medizin. Von Priv. - Doz. Dr. B. Rawitz. Mit 90 Abbildungen. Preis geb. Mk. 5.—. Die 20 Prüfungsautgaben der Allgemeinen Pathologie. Von Dr. M. Fränkel. Preis kart. Mk. 1.80. Anatom. Vorträge für das Staatsexamen. Von Dr. M. Fränkel. Teil I/1I. Histologie und Osteologie. Preis kart. Mk. 5. — . Teil III. Splanchnologie, 1. Band. ,, „ „ 3. — . Teil III. Splanchnologie, 2. Band. „ „ „ 2.—. Die zahnärztlichen Prüfungsaufgaben. Von Dr. M. Fränkel. Preis kart. Mk~~3.— . nnarafirtnciirtntio'An an der Leiche. Ein Leitfaden für UperdUOnbUDUngen Studierende. Von Professor Dr. E. Bennecke. Mit 108 Abbildungen. Preis geb. Mk. 4. — ^ Von der Kritik allgemein als ein ausserordentlich brauch- barer Leitfaden gerühmt und empfohlen. Grundriss der internen Therapie g£jj^d"; Von Dr. Wilh. Croner. Preis geb. M. 2.80. Kompendium der Physiologie ^^»trÄ Anlehnung an die Vorlesungen von weil. Geh. Rat. Prof. Dr. E. du Bois-Reymond bearbeitet von Dr. C. Mohr. Preis geb M. 3.—. Die histolog. Untersuchungsmethoden des Nervensystems. Von Dr. P. G. Bayon. Preis geb. M. 3.60. Ein brauchbares und übersichtliches Büchlein , welches die wichtigsten Vorschriften zur Herstellung mikroskopischer Präpa- rate des Nervensystems enthält. Gurt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Heiligkeiten 19Q8: Lehrbuch der spezifischen Diagnostik und Therapie der Tuberkulose für Studierende und Ärzte. Dr. B. Bandelier Dr. 0. Roepke, Oberarzt der Dr. Weicker'schen Dirigierendem Arzte der Eisen- Lungenhejlanstalten, GÖrbersdorf. bahn-Heilstätte Melsungen. Zweite, erweiterte und verbesserte Auflage. gr. 8°. ca. 11 Bg. mit 1 farbigen lith. Tafel, 19 Temperatur-Kurven auf 5 lith. Talein und 4 Abbild im Text. Preis br. ca. M. 5. — , geb. ca. M. 6. — . &<^ Die 1. Auflage dieses erfolgreichen Buches, das demnächst auch in englischer und russischer Sprache erscheint, war binnen J) Mo- naten vergriffen. Die neue Ü$. Auflage trägt den wichtigen Ergebnissen der Tuberkulose- Forschung des verflossenen Jahres bereits Rechnung durch eine Erweiterung des diagnostischen Teils, der durch eine farbige Tafel mit 4 Textillustrationen bereichert wurde, Ergänzung der Therapie nach dem neuesten Stande der Forschungen. Hier wurde eine weitere Kurve zur besseren Er- läuterung angefügt. Die Hochflut der Publikationen, die sich an die Entdeckung der Kutan- und Ophthalmoreaktion knüpften, machen es dem prakt. Arzt kaum möglich, sich in dem Chaos der verschiedenen Ansichten zu- rechtzufinden, daher dürfte die neue Auflage dieses Buches, welches bereits praktische Folgerungen aus den einschlägigen Versuchs- ergebnissen zieht, hochwillkommen sein und ein3 gleich gute Auf- nahme finden wie die 1. Auflage, über die wie folgt geurteilt wurde: ,, Medizinische Klinik" : Dieses Buch wird vielen will- kommen sein , da es so genaue Vorschriften über die Technik der spezifischen, diagnostischen und therapetitischen Methoden gibt , dass sich mit Leichtigkeit darnach arbeiten lässt. Es sind alle bisher be- kannten Tuberkuline und sonstigen Mittel berücksichtigt. Im Vorder- grund steht natürlich die heute vorwiegend geübte milde, reaktions- lose Tuber kulintherapie. Die Ausstattung ist vorzüglich. gez. Gerhartz. Die Ophthalmo- und Kutan-Diagnose der TllhiPrl^nln^P (kutane und konjunktivale Tuberkulin-Reak- x uuciAuiuac t.on nach v Pirquet und Wolff-Eisner) nebst Besprechung der klinischen Methoden zur Früh - Diagnose der Lungen-Tuberkulose. Von Dr. Wolff-Eisner-Berlin. Mit einem Vorwort von Prof. Dr. H. Senator, 2 lith. Tafeln, 1 1 Kurventafeln und 15 Abbildungen im Text. Preis brosch. Mk. 6.—, geb. Mk. 7. — . Unstreitig die wertvollste Arbeit über die vielgeübte Ophthalmo- und Kutandiagnose von dem bekannten Entdecker der Ophthalmo- reaktion. „Mediz Klinik." Die Krankheiten der Nasenscheidewand und ihre Behandlung, ^^rt^o^ Nasen- und Halskrankheiten. Mit 8 Tafeln und 36 Abbildungen im Text. Preis brosch. Mk. 7.—, geb. Mk. 8. — . Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Wenigkeiten 1908: Ärztliche Beredsamkeit. Von Dr. med. Henry Hughes, Arzt in Bad Soden. Preis brosch. Mk. 1. — . Das Büchlein will den Ärzten zeigen , in welcher Form sich der ärztliche Rat bewegen soll, oft gar keine leichte Aufgabe, wes- halb es besonders jüngeren Herren vielleicht manchmal aus der Ver- legenheit helfen wird. Medizinische Logik. Kritik der ärztlichen Erkenntnis von Dr. Wladimir Bieganski. Deutsch von Dr. Fabian. Preis brosch. ca. Mk. 6.—, geb. ca. Mk. 7. — . Die deutsche Bearbeitung dieser wertvollen Arbeit wurde nach der 2. polnischen Original-Auflage vorgenommen und darf wohl auf grösstes Interesse der deutschen Äiztewelt rechnen, nachdem in dem verhältnismässig kleinen polnischen Sprachgebiet die Nachfrage so rege war, dass eine 2. Auflage notwendig geworden ist. Der menschliche Körper in Sage, Brauch und Sprichwort. — Foikloristische Skizzen = uon Professor Karl Knortz. ca. 14 Bogen. Preis ca. Mk. 3.50. Inhalt: Der Kopf — Kopf und Barthaar. — Das Gesicht. — Das Auge. — Das Ohr. — Die Nase. — Mund, Zunge, Zähne. — Arm, Hand und Fuss. — Rücken, Bauch und Fuss. — Die Knochen. — Das Blut. Der bekannte deutsch- amerikanische Schriftsteller hat hier ein äusserst reichhaltiges Material zusammengetragen, das eine reiche Fund- grube für die Volkskunde bietet. Aber auch sonst wird jeder Gebildete, insbesondere der Arzt, diese interessante Zusammenstellung der Volks- sitten und Gebräuche gerne lesen. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Hellende Strahlen. Arbeiten über die Grundlagen und die praktische Ausübung der Strahlen- therapie. (X-Strahlung, Lichtstrahlung und Radioaktivität, (Gesam- melte Aufsätze von Ingenieur Friedrich Dessauer. Mit 7 Ab- bildungen. Preis brosch. Mk. 2.50, geb. Mk. 3.20. Röntgenologisches Hilfsbuch. J^*™^ v°ne Grundlagen und die wichtigsten Hilfsmethoden des Röntgenver- fahrens. Mit einem Anhang über Radioaktivität von Ingenieur Friedrich Dessauer. Mit 33 Abildungen. Preis brosch. Mk. 3.50, geb. Mk. 4.50. Diagnose und Therapie der Anämien. Nach funktionellen Gesichtspunkten „auf Grundlage qualitativer Blutuntersuchungen. Besonders für Ärzte und Studierende. Be- arbeitet von Dr. Joseph Arneth, Privatdozent an der Kgl. Uni- versität Würzburg. Mit 15 lithogr. Tafeln. Preis brosch. M. 9.—. (Für Abonnenten der Würzburger Abhandlungen Vorzugspreis Mk. 7.—). Die Schönheitspflege ™ *;™.,^ SÄÄ Preis Mk. .1.80 Enthält eine Fülle wertvoller Ratschläge und Anweisungen. „Zentralbl. f, inn. Med.". Die Impotenz des Mannes. ^st*J^!ot lowski. Preis Mk. 1.80 „Dem klinischen Studium dieser ernst zu nehfnenden Ange- legenkeit stehen unüberwindliche Schwier igkeiten entgegen , der Arzt ist daher darauf angewiesen, seine einschlägigen Kenntnisse aus Bückern zu erlangen. Das vorstehende Werkchen enthält in dieser Beziehung eine Fälle von Winken usw. „Prager med. Wochenschrift". Die Behandlung der Gonorrhoe d. Mannes. Für Arzte* und Studierende dargestellt von Spezialarzt Dr. Or- lowski. Mit 22 Abbildungen im Text. Preis Mk. 2.50. Eine erschöpfende Darstellung der Gonorrhoe - Therapie beim Manne. „St. Petersb. med. Wochenschr." Hip ^T7n*hi1i« Laienverständlich erklärt von Spezialarzt Dr. Or- uie ssypnins. lowski Preis 90 Pfg< Flor» TVi-r\T\£»f Laienverständlich erklärt von Spezialarzt Dr. Or- uer l ripper. lowski Preis 90 Pfg< Die GeSChlechtSSChwäche. Laienverständlich erklärt von Spezialarzt Dr. Or- lowski. Preis 90 Pfg. }Qt$ „Eine Quelle der Belehrung und Beruhigicng für den von Sorgen gequälten Patienten" . „Therap. Monatshefte." Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Kompendium der ärztlichen Technik mit besonderer Berücksichtigung der Therapie von Dr. F. Schilling-Leipzig. Zweite umgearb. u. vermehrte Auflage. Mit 460 Abb. Preis Mk. 10.—. Schmidt's Jahrbücher: Dieses bereits durch seine 1. Auflage bekannte Buch überrascht in der neuen Ausgabe durch die Reichhaltig- keit seines Stoffes; trotz zahlreicher Ergänzungen und Erweiterungen wusste Seh. doch den Rahmen eines Kompendiums zu wahren und die Übersichtlichkeit zu erhalten. Wo der Text etwas allzukurz wegkommt, lullt eine Abbildung die Lücke zum Verständnis aus. ... In jedem Kapitel tritt das Bestreben hervor, dem Praktiker zu zeigen, wie er die Technik seinem therapeutischen Handeln nutzbar machen kann. Und die grosse Sorgfalt, die Seh. auf das therapeutische Moment legt, macht das Buch für den prakt. Arzt wertvoll. Kompendium der Hautkrankheiten einschliesslich der Syphilide und einer kurzen Kosmetik. Für Studierende und Ärzte. Von Dr. S. Jessner in Königsberg i. Pr. Dritte umgearbeitete und sehr erweiterte Auflage. Geb. Mk. 7.—. Schmidt's Jahrbücher: Das namentlich bei den praktischen Ärzten sehr beliebte Buch erscheint bereits in 3. Auflage. Neben der sorgfältig behandelten Differential - Diagnose ist es besonders das Kapitel ,,Ther apie " , das das Buch für den praktischen Arzt so wertvoll macht. Prager Mediz. Wochenschrift: Es dürfte nicht leicht möglich sein, auf dem knappen Raum von wenig mehr als 300 Seiten das für den ausübenden Arzt belangreiche dermatologische Wissen besser zur Darstellung zu bringen, als es dem Autor gelungen ist. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Kurzgefasste Arzneimittellehre. Ein Repertorium für Studierende von Dr. M. Fränkel-Berlin. 1906. — Preis Mk. 4.—. Pharmazeut. Zeitg. : Anerkannt rouss werden, dass der Herr Verfasser in geschickter Weise es verstanden hat , seinen Lesern eine zweckmässige Abfassung ärztlicher Verordnungen beizubringen und ihnen die Wirkungen und verschiedenen Anwendungsweisen der wichtigeren Arzneimittel in übersichtlicher und bequemer Art ins Gedächtnis zurück- zurufen. Auch die tabellarischen Mitteilungen über die Gifte und Gegen- gifte dürfen prakt. Wert beanspruchen, ebenso die als Anhang beigefügte grosse Anzahl erprobter Rezeptformeln. Die Arzneimittel der heut, Medizin mit therapeutischen Notizen zusammengestellt für prakt. Arzte und Studierende der Medizin. 10. Auflage bearbeitet von Dr. Otto DomblÜth. Preis gebunden Mk. 7.60. (Taschenformat.) (Die 1. — 7. Auflage war bearbeitet von Dr. O. Roth und Med. -Rat Dr. Gr. Schmitt.) Die 10. Auflage ist wieder gründlich umgearbeitet, um ca. 100 Seiten vermehrt, berücksichtigt die neue Reichsarzneitaxe und erbringt also den Beweis, dass das Buch der modernen Entwickelung der Arzneimittel- lehre auf dem Fusse folgt. Allg. Wiener med. Ztg. : Alles in allem ein recht handliches Vademecum , das auf keinem Ordination stische fehlen sollte. Vademecum der Geburtshilfe für Studierende und Ärzte von Prof. Dr. Max Lange. Dritte Auflage. — Mit 118 Abbildungen. — Preis geb. Mk. 4.50. Zentralblatt für Gynäkologie: Es gibt kein anderes Vademecum der Geburtshilfe, in dem so viel drin steht, in dem die praktischen Ratschläge und alle therapeu- tischen Massnahmen so genau und so präzise beschrieben sind. Der Praktiker wünscht ganz klare Vorschriften, an die er sich halten kann. Er wird in dem L. 'sehen Vademecum In dieser Beziehung eine bessere Stütze haben als an manchem Lehrbuch. wwm Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Sexualpsychologische Studien von Havelock E 1 1 i S * Havelock Ellis ist als ernster und eifriger Forscher * auf dem Gebiete der sexuellen Psychologie nur zu gut bekannt. Seine Werke erfreuen sich des regsten Interesses aller derer, die an der psychologischen Durchforschung des Sexual- lebens Anteil nehmen. Folgende Bände erschienen in meinem Verlag: Die krankhaft. Geschlechtsempfin« flflljlpfßjl ^ dissociativer Grundjage. J/on Havelock. geb. M. 5.- Ellis, deutsch von Dr. Ernst Jentsch. Brosch. Geschlechtstrieb und Schamgefühl. Von Dr. Havel. Ellis. Autoris. Übersetzung mit Unter- stützung von Dr. med. M. Kutscher besorgt von JT. E. Kötscher. 3. umgearbeitete Auflage. Brosch. M. 5. - , geb. M. 6.—. Die Gattenwahl beim Menschen ™c{- sieht auf Sinnesphysiologie u. allgemeine Biologie. Von Have- lock Ellis. Autorisierte deutsche Ausgabe besorgt von Dr. Hans JHLnrella. Broschiert M. 4.—, geb. M. 5.— . Das Geschlechtsgefühl. vEäaveiock eihs6 Autor, deutsch. Ausgabe besorgt von Dr. Hans Kurella. Brosch. M. 4— , geb. M. 5.—. Mann linrf Woitl zwei grundlegende Naturprinzipien. 1T1C11111 UHU FJUCIU, Ejne seXualphilosoph. Untersuchung von Dr. E. von Szöllösy. Broschiert M. 2. — . ^T* Allen Aerzten, deren Interesse über das handwerksmässige ihres Berufs hinausgeht, sei das Werk bestens empfohlen. ,,Aerztl. Mitteilungen aus Steiermark". Vergl, Psychologie d. Geschlechter. Experimentelle Untersuchungen der normalen Geistesfähigkeiten bei Mann und Weib von Helen Bratford Thompson, Ph. D. Autorisierte Übersetzung von J. E. Kötscher. Brosch. IUI. 3.50, gebunden M 4.20. DaS Weib in antnroP°l°g- Betrachtung. Von Dr. Osfear ^"^ Schnitze, Professor der Anatomie in Würzburg. Mit 11 Abbildungen. Broschiert M. 2.20. THopti linrl THpaIo Grundriss einer Weltauffassung lUeeil U11U lUtailg. yon Henry Hughes. Brosch. M. I.-. $g^* Eine kurze, laienverständliche Einführung in die Philo- sophie, von einem Arzte geschrieben. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Einführung in das Wesen der Magen-, Darm- und Konstitutions- Krankheiten und in die Grundsätze ihrer Behandlung. Von Dr. O. Graul. Zweite vermehrte Aufiage 1908. Brosch. Mk. 3.50, geb. Mk. 4.30 Die Therapie der Magen-, Darm- u. Kon- stitutions-Krankheiten. Eir\ Leitfa.dens für Studie- rende und Arzte. Von I>r. Gaston Graul. Brosch. Mk. 3.60, geb. Mk. 4.50. Anleitung zur Diagnostik der Magen-, Darm- und Konstitutions-Krankheiten. Ein Leitfaden für Studierende und Arzte. Mit 1 Tafel und 4 Ab- bildungen im Text. Von I>r. Ga*tou Graul. Brosch. Mk. 4 50, geb Mk. 5 — U^?" Die Graul'sche Darstellung- der Magen- , Darm- und Kon- stitutionskrankheiten bietet in knapper Fassung ein vollständiges Hand- buch des Spezialfaches und hat von der Fachpresse eine ausgezeichnete Beurteilung erfahren. Durch die eben erschienene 2. Auflage der „Einführung" entspricht das Werk jetzt wieder den neuesten For- schungsergebnissen. Die physikalisch-diätische Therapie in der ärztlichen Praxis. Yonf DrH med- Bernh. Presch, Arzt in Hannover. Preis brosch. Mk. 13.—, in Halbfranz geb. Mk. 15.—. Stoffwechselpsychosen. Dfieff SlörunJ£?c d,!s SauT ~ J stongaswechsels im mensch- lichen Organismus. Von Dr. W. Ewald. Preis brosch. Mk. 1.50. Behandelt zum erstenmale die Bedeutung von Stoffwechselstörungen für das Zustandekommen von Geisteskrankheiten. Die Simulation von Geisteskrankheiten. Mit einem* Anhang : Die Geisteskrankheiten in den Gefängnissen. Von Prof. Dr. P. Penta. Autoris. Übersetzung von Rud. Ganter. Preis brosch. Mk. 3.50. Die nervöse Schlaflosigkeit und ihre Be- rianHIiincr Von I>r. R. Traugott. Nervenarzt in iiaiiuimiS. Breslau. 2. Auflape. Broschiert M. 1.50. Die direkte Besichtigung der Speiseröhre. rSor\t-*Via crrkc'b'r^r^i/a Ein Lehrbuch für den Praktiker von VJSOpnagOSKOpie. Professor Dr. HugoStarck, Heidel- berg. Mit 3 farbigen Tafeln und 20 Abbildungen. Preis Mk. 7.—, geb. Mk. 8.—. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Diätvorschriften iflr Gesunde und JZl*ar%\l£> i_>H*>l* 7\-rf- von Dr. J. Borntraeger, IVrctllKe Jl^U^r Hfl Regierungs. und Medizinalrat. Fünfte verbesserte und errweiterte Auflage. Perforierter Block in Brieftaschenformat. Preis komplett Kl. 2.50. Für den vielbeschäftigten Arzt, dem die Abgabe einer gedruckten Anweisung ausführliche Auseinandersetzungen erspart. Wir können dieses sehr bequeme Hilfsmittel angelegentlichst empfehlen. ,,Ärztl. Korresp.-Bl. Niedersachsens. ." Einzelblocks zur Ergänzung zu massigen Preisen. Diätetisches Kochbuch ÄÄ^S lieh verbesserte und vermehrte Auflage. Preis gebunden Hl. 5.40. Ein zuverl. Hellverfahren bei asiat. Cholera und bei schweren iniekt, Brechdurchfällen und über die Bedeutuns des Dl «S*-"**"* ^llldll^ll Boius (Kaolins) bei derBehand- lung gewisser Bakterienkrankheiten von Dr. Julius Stumpf. Mit 1 Tafel. Preis brosch. Mk. 1.90. Populär-Psychiatrie des Sokrates redi- mJiimc Von I>r. H. S«»liäfer, Oberarzt der Irrenanstalt ______ Friedrichsberg in Hamburg. Brosch M. 2.50. %jt$"Das ,,Korrespondenblatt der Ärztl. Vereine Sachsens1' schreibt über das Buch: Ein prächtiges Büchlein, dem man nicht nur in den Kreisen der Laien, sondern auch in denen der Ärzte Verbreitung wünschen möchte. fiO'Siliri-it* \ra>TVa>n Ärztliche Belehrungen für Nerven- lUSSUllUIS rmsrVISll. kranRe un(J NerVenschwache von I>r. med. Otto Dornbliitli, Nervenarzt in Wiesbaden. Vierte vermehrte und verbesserte Auflage. Preis brosch. M. 2. — , gebd. M. 2.50. ^P* Ein wahrer Trost für alle, die unter dem Joch rebellischer Nerven seufzen. ,, Deutsches Offiziersblatt". Vademecum d. weiblichen Gesund- V|_>if-^r_f1_>cy_> Ausgewählte Kapitel in Einzel- Darstel- H^liapil^^. lungen von Sanitätsrat I>r. Ii. Fürst in Berlin. 2. vermehrte und verbesserte Auflage. Geschmackvoll kartoniert M. 1.90. 53^* Neben Winken und Ratschlägen, was die Frau zu tun hat, um gestind zu bleiben, weist Fürst darauf hin, was sie ver- meiden muss und wann sie ärztl. Beistand einholen soll. Wir können das Buch bestens empfehlen. „Allg. Wiener med. Zeitung". Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Dr. Jessner's Dermatologische Vorträge für Praktiker. Heft 1. Des Haarschwunds Ursachen und Behandlung. 5. verbesserte Auflage. Mk. —.80. Heft 2. Die Akne (A. vulgaris, A. rosacea etc.) und ihre Be- handlung. 3. Auflage. Mk. —.70. Heft 3/4. Juckende Hautleiden. Allgemeine und spez. Pathologie und Therapie des Hautjuckens. Pruritus simplex. Urti- caria. Prurigo Hebrae. Skabies. Pediculosis etc. 3. Auf- lage. Mk. 2.—. Heft 5. Die innere Behandlung von Hautleiden. 2. Auflage. Mk. -.75. Heft 6. Die kosmetische und therapeutische Bedeutung der Seife. 2. Auflage. Mk. —.90. Heft 7. Die ambulante Behandlung chronischer Unter- schenkelgeschwüre. 3. Auflage. Mk. —.90. Dermatologische Heilmittel. 2. Auflage. Mk. 1.50. Die Hautleiden kleiner Kinder. 2. Aufl. Mk —.90. Bartflechten und Flechten im Bart. 2. Aufl. Mk. —.70. Die Syphilide. I. Teil: Diagnose. Mk. 1.20. Die Syphilide. II. Teil: Therapie. Mk. 1.20. Die Schuppenflechte (Psoriasis vulgaris.) 2. Aufl. Mk. -.70. Diagnose u. Therapie des Ekzems. I. Teil: Diagnose Mk. —.80. Salben und Pasten mit besonderer Berücksichtigung des Mitin. Mk. -.60. Heft 16. Diagnose u. Therapie des Ekzems. II. Teil: Therapie Mk. 1.50. Heft 17. Kosmetische Hautleiden (Hautverfärbungen, Warzen, Hyperhvdrosis etc.). 2. Aufl. Mk. 2.—, geb. Sep.-Ausg. M£. 2.50. Heft 18. Kokkogene Hautleiden (Furunkel, Erysipel etc.) Mk. 1.80. In Vorbereitung: Heft 19/20. Diagnose und Therapie der Gonorrhoe, ca. Mk. 3.—. Aitcb in zwei Bänden erhältlich: I. Band (Heft 1 — 10), mit Sachregister : brosch. Mk. 9.—, gebd. Mk. 10 50. II Band (Heft 1 1 -18), mit Sachregister : brosch. Mk.9 50, gebd. Mk. II.—. Einbanddecken hierzu ä Mk. 1. — . Für Besitzer der Heftausgate liefere ich Bandtitel und Sachregister auch apart ä 30 Pfg. pro Band. Zur Komplettierung der Bände müssen allerdings die neuesten Auflagen der Hefte angeschafft werden. — — — Die Reihe wird fortgesetzt. — — — — — Heft 8. Heft 9. Heft 10. Heft 1 1. Heft 12. Heft 13. Heft 14. Heft 15. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Würzburger Abhandlungen aus dem Gesamtgebiet der praktischen Medizin. Unter Mitwirkung zahlreicher Gelehrten herausgegeben von Prof. Dr. Joh. Müller und Prof. Dr. Otto Seifert. Einzelpreis der Bde. I— VII pro Heft 75Pf., ab Bd. VIII 85 Pfg., 12 Hefte = 1 Band kosten im Abonnement nur Mk. 7.50. Jährlich erscheinen 12 Hefte. Jede Arb. kann auch einzeln bez. werden. Inhalt des VI. Bandes: Klatt, Traumatische Entstehung innerer Krankheiten. Wegele, Fortschr. in d. Diagn. u. Therapied. Magen-Darmerkrank. Riedinger, Schlottergelenke. Sommer, Ischias. Hödlmoser, Rückfallfieber. Manninger, Heilung lokaler Infek- tionen mittels Hyperämie. Inhalt des VII. Bandes Stadler, Aseptische Operationen im Privathaus Borst, Geschwülste. (Doppelheft.) Klatt, Gelenkrheumatismus. v. Boltenstern, Morbus Basedowii. Jessen, Indikationen und Kontra- indikationen des Hochgebirges. Rosenberger, Kohlehydrate im menschlichen Urin. Goldberg, Blutungen d. Harnwege. Lüdke, Verwertung des Alttuber- kulins in der internen Praxis. Hasslauer, Das Gehörorgan und Infektionskrankh. (Doppelheft.) Böckelmann, Epilepsie. Gerhardt, Neuere Gesichtspunkte für Diagnose und Therapie der Nierenkrankheiten. Kehrer, Der plazentare Stoffaus- tausch in seiner physiol. u. path. Bedeutung. (Doppelheft.) Schlagintweit. Über Cystitis. Graul, Über Diabetes mellitus. Vulpius und Ewald, Einfluss des Trauma bei Rückenmarks- u-.id Gehirn-Krankheiten. Inhalt des neuesten VIII. Bandes: Bollenhagen, Schwangerschaft und Tuberkulose. Siegert, Chorea minor (Veitstanz). Dieudonne, Bakterielle Nahrungsmittelvergiftungen. Gutmann, Die Rachitis. Kisch, Fettleibigkeit und Fettsucht. Ladenburger, Talma'sche Operation. Veckenstedt, Der Kopfschmerz als häufige Folge von Nasenleiden nnd seine Diagnose. Lüdke, Bakteriol. Frühdiagnose bei akuten Infektionskrankheiten. Schwarz, Diagnose und Therapie der Choleli hiasis. Offergeid, Ovarialkarzinom. Fränkel, Bedeutung der Langerhans'schen Inseln. Besonders empfehlenswert ist ein Abonnement: Dasselbe verbilligt die Anschaffung ganz wesentlich und führt mit der Zeit zu einem äusserst reichhaltigen Nachschlage - Material , das eine ganze Handbibliothek ersetzt, Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Würzburger Abhandlungen aus dem Gesamtgebiet der praktischen Medizin. Inhalt der früheren Bände: Ba nd I. Seifert, Nebenwirkungen d. Arznei- mittel I. Müller, Gallensteinkrankheit. Hoffa, Blutige Operation der Hüft- gelenksluxation. Sobotta, Doppel miss)bildungen. Wevgandt, Neurasthenie. Sommer, Säuglingsernährung. Rosenberger, Blinddarmentzündg. Dieudonne, Immunität und Immu- nisierung. Spiegelberg, Krankheiten d. Mun- des u. der Zähne im Kindesalter. Kirchner. Verletzungen d. Ohres. Riedinger, Empyeme. Strauss, Diätbehandlung Magen- kranker. Band II. v. Franque. Uterusruptur. Römer, Bakteriologie des Auges. Nieberdmg , Versiofiexionen des Uterus. Boltenstern, Bösart. Geschwülste. Spiegelberg, Krämpfe im Kindes- alter. Bayer. Darmstenose. Schenck. Bedeutung d. Neuronen- lehre für die Nervenphysiologie. Strauss, Gicht. Riedinger, Beinbrüche. Hofmeier, Fibromyome. Spiegelberg, Kehlkopfstenosen im Kindesalter. Jessen, Einführung in die moderne Zahnheilkunde. Band III. Trumpp, Magen-Darmkrankheiten im Kindesalter. Gerhardt. Herzmuskelerkrankgn. Brieger, Otog. Erkrank, der Hirn- häute. Bollenhagen, Anwend. des Kol- peurynters. Boltenstern , Behandlung innerer Blutungen. Burckhard, Blutungen n. d. Geburt. Schmidt, Bronchialasthma. Starck, Erkrank, d. Speiseröhre. (Doppelheft.) Burkhardt, Chirurg. Eingreifen bei Verletzungen des Magens. Maas, Taubstummh. u.Hörstummh. Hoffa, Gelenktuberkulose im kind- lichen Lebensalter. Band IV. Schmitt, Erkrankgn . d . Mastdarmes. Rostoski, Serumdiagnostik. Stein, Meteorismus gastro-intest. Geigel, Sklerose u. Atherom der Arterien. Rose, Die Zuckergussleber. Wevgandt. Verhütung der Geistes- krankheiten. Dieudonne. Hygien. Massregeln bei ansteck. Krankheiten. (Doppelh.) v. Boltenstern, Darmverschluss. H asslauer, Hyster. Stimmstörungen. Polano. Magenkrebs in seiner Be- ziehung zur Geburtshilfe. Neter, Chronische Stuhlverstopfung im Kindesalter. Band V. Seifert, Neben Wirkungen der Arznei- mittel II Schilling, Wurmfortsatz, | Doppelh.) Neter. Hämorrhagische Erkran- kungen im Kindesalter. Clemm, Magengeschwür.' Doppelh.) Geigel, Die neuen Strahlen in der Therapie. Maas, Entwickelung d. Sprache des Kindes. Graul, Nerv. Dyspepsie d Magens. Reinhardt, Malaria. iDoppeihj Katz, Erkrankungen der Zungen- mandel. Curt Kabitzsch (A. Stuber's Verlag), Würzburg. Taschenbuch der Therapie1 mit besonderer Berücksichtigung der Therapie an den Berliner, Wiener u. a. Deutschen Kliniken. Herausgegeben von Dr. M. T. Sehnirer, Herausgeber der deutschen klinisch-therapeut. Wochenschrift. 4. Ausgabe 1908. 387 Seiten, Preis geb. nur Mk. 2.—. Die 5. Ausgabe 1909 erscheint im ^Oktober 1908. Ein inhaltreiches Vademecum, das bequem in der Tasche des Arztes Platz hat. ,,Mediz. Klinik". Der in knappe Form zusammengedrängte reiche Inhalt macht das Werk zu einem förmlichen Nachschi ag-ebüchlein, in dem man sozusagen über alles Auskunft erhält, was der Arzt im täglichen Leben braucht. Die neuen Errungenschaften sind sorgfältig berücksichtigt. „Württ. ärztl. Korrespondenzblatt". Ärztliche Buchführung nach Dp. med. G. Hirschfeld bestehend aus: 1 Haupt- oder Jahresbueh, 4° Format, mit Register, dauerhaft gebunden Mk. 3.— und Monatsheften, Taschenformat mit Register ä 60 Pf. je nach Umfang der Praxis für 1 oder 2 Monate ausreichend. Probehefte gerne zu Diensten. gj^* Die Einrichtung in Registerform macht das zeitraubende Regi- strieren unnötig, ermöglicht aber trotzdem das sofortige Auffinden jedes einzelnen Postens und Krankheitsfalles. Raum zu Notizen über Diagnose etc. ist vorhanden. Bad Brücke na u. Seine Kurmittel und seine Umgebung. Neuer Führer für Kranke und Gesunde von Hofrat Dr. Felix Sehlagintweit. Mit zahlreichen Illustrationen, der Ravenstein'schen Rhönkarte und einem Anhang: Kleine Automobilrundfahrten in der Rhön. Elegant brosch. Mk. 1.20. Geschichte der Laryngologie in Würzburg. Von Prof. Dr. 0. Seifert. Mit 1 Abbild, und zahlreichen Tabellen im Text. Preis brosch. Mk. 3.50. Enthält u. a. die in Würzburg gebräuchliche Lehrmethode ; für ehemalige Studierende dieses Faches an der Würzburger Universität von beson- derem Interesse. 6753944 Illlllll 3 1378 00675 3944