MEMOIRES MUSÉUM NATIONAL D’HISTOIRE NATURELLE NOUVELLE SÉRIE Série B, Botanique TOME II FASCICULE UNIQUE D r Charles SANNIÉ et M m ” Henriette SAUVAIN. LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS Anthocyannes et Flavones PARIS ÉDITIONS DU MUSÉUM 36, rue Geoffroy-Saint-Hilaire (V*) 1952 Prix : 1200 fr. 'toiirce . Mt'ttUlrPorii ; • ■. MI JHI l PâN.\ MÉMOIRES DU MUSÉUM NATIONAL D'HISTOIRE NATURELLE Source : MNHN, Paris 9 c Z' i Æ ■) MÉMOIRES DU MUSÉUM NATIONAL D’HISTOIRE NATURELLE Série B, Botanique TOME II D' Charles SANNIÉ et M" Henriette SAUVAIN. LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS Anthocyannes et Flavones PARIS ÉDITIONS DU MUSÉUM 36, rue GeotTroy-Saint-Hilaire (V«) 1952 Source : MNHN, Paris Source : MNHN, Paris MEMOIRES DU MUSEUM NATIONAL D'HISTOIRE NATURELLE Série B. Botanique. Tome II, fascicule unique. — Pages 1 à 257. LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS Anfhocyonnes et Flavones, par le D r Charles Saxxié, Professeur au Muséum Xulionul il’Histoire Naturelle et M""' Henriette Sauvai N, Pharmacien. L’infinie variété des couleurs des fleurs a toujours été pour l’homme une cause d’émerveillement. De tout temps il s’est appliqué à cultiver pour son agrément d’innombrables espèces, et les poètes ont chanté la radieuse beauté des fleurs, « belles comme le rire de l’été ». Puis, relevant Je défi de la nature à la science, des chercheurs se préoccupèrent de mieux connaître la structure de ces couleurs, et ils entreprirent l’étude chimique des substances qui donnent aux fleurs leur éblouissante variété. L’immense intérêt pratique des matières colorantes organiques fut un facteur prédominant dans ces recherches. Depuis fort longtemps, de nombreux pigments isolés des végétaux étaient utilisés en teinture. Mais les progrès de la Chimie organique furent si rapides et si pro¬ fonds que l’on ne tarda pas, et souvent avec avantage, à remplacer les produits naturels par les dérivés synthétiques correspondants. On fut donc amené à déterminer avec exactitude la constitution chimique de ces pigments, afin de pouvoir les reproduire par synthèse. L’exemple le plus classique est celui de l’indigo, extrait de Légu¬ mineuses Papillionacées appartenant au genre Indigofera, et dont l’em¬ ploi remonte aux plus anciennes dynasties égyptiennes ; malgré la con¬ currence du produit synthétique, il est du reste encore cultivé et em¬ ployé en teinture. Actuellement, on connait à peu près complètement la structure de la plupart des colorants végétaux, ou tout au moins des plus impor- Mémoires du Muséum, Botanique, t. II. 1 Source : MNHN, Paris CH. S AN XI fi KT H. SAUVAIX. tants ; un grand nombre du reste ont été synthétisés au laboratoire, ce qui a permis de confirmer leur constitution. A la lumière de ces connaissances chimiques, on a pu constater un fait bien imprévisible u priori : la différence fondamentale qui existe entre les édifices chimiques des pigments végétaux et ceux des pig¬ ments animaux. Cette différence, comme nous allons le voir, est si caractéristique que l’on peut la considérer, à quelques exceptions près, comme une règle quasi-absolue. Les pigments animaux sont essentiellement constitués par des déri¬ vés porphyriques, dont le type est l’hémoglobine, et que l’on retrouve dans les divers colorants des sangs des animaux inférieurs, dans les pigments biliaires, dans les colorants des coquilles de mollusques ou des œufs de certains oiseaux. A côté de ces porphyrines, et d’une im¬ portance aussi grande au point de vue de la pigmentation, on trouve les mélanines, substances noires dont la constitution est encore incon¬ nue et qui dérivent par oxydation et condensation de certains acides aminés à noyaux phénoliques ou de leurs dérivés. Chez les Invertébrés et chez beaucoup de Vertébrés inférieurs, Céphalodes, Poissons, Batra¬ ciens et Reptiles, Insectes, des couleurs blanches ou jaunes sont sou¬ vent constituées par des dérivés puriques ou pyrimidiques (pigments puriques ou ptéridiniques). En outre, dans toute la série animale, on trouve des pigments caroténoïdes, qui colorent la plupart des cellules, et surtout les cellules à graisse, en rouge ou en jaune. A côté de ces quatre grands groupes : pigments porphyriques, pu¬ riques, mélaniques et caroténoïdes, il existe, surtout chez les Insectes et les Oiseaux, des processus de pigmentation purement physiques, formant ce que l'on appelle les couleurs de structure : c’est à elles que sont dûs les éclatants coloris, de teintes si variées, des ailes des papil¬ lons et des plumes d’oiseaux. Elles sont dûes soit à la réflexion simple de la lumière sur des bulles d’air incluses dans les tissus, soit à des irisations causées par des phénomènes d’interférence par lames min¬ ces (coquilles des mollusques, plumes du Paon), soit enfin à des phé¬ nomènes de diffraction par milieux troubles (cérulescence). Enfin il faut citer la présence, chez quelques animaux, de pigments spéciaux dont certains ont même été utilisés en teinture (cochenille de Coccus cacti coccineleferi, kerines de Lecanium ilicis, etc.., pourpre des anciens extrait de divers Gastéropodes, indoxyle et indigurie de certaines urines, etc...), ainsi que des colorants du groupe des flavines, auquel appartient la vitamine B 2 . . Par opposition à cette pauvreté relative des types de pigments animaux, on trouve chez les végétaux une gamme beaucoup plus éten¬ due, plus variée et plus riche. Quelques-uns de ces types (mais bien peu) sont communs aux animaux et aux végétaux. Les plus importants sont, de beaucoup, les caroténoïdes, universellement répandus aussi bien chez les plantes que chez les animaux. A vrai dire, beaucoup de caroténoïdes sont apportés aux animaux par leur alimentation végé¬ tale ; quelques-uns cependant paraissent synthétisés par l’animal. Appartiennent aussi au règne animal et végétal les pigments té- Source : MNHN, Paris UES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. trapyrroliques. Mais, dans ce cas, les dérives végétaux sont tout diffé¬ rents des pigments animaux, aussi bien par les détails de leur consti¬ tution que par leur couleur, et surtout par leur rôle physiologique. Si l’on a retrouvé, récemment, des pigments hémoglobiniqués chez les végétaux, l’existence de la chlorophylle chez les animaux, autrement que sous forme d’apport alimentaire, est très contestée. Nous voyons ici la nature utiliser, pour des fins tout à fait différentes, des compo¬ sés de constitution chimique relativement apparentée, ayant le même noyau fondamental complexe, le noyau tétrapyrrolique. Sous forme de chlorophylle, c’est lui qui donne au règne végétal, et plus particulière¬ ment aux végétaux supérieurs, leur autonomie vis-à-vis du milieu exté¬ rieur et leur étonnant pouvoir de synthèse. Sous forme d’hémoglobi¬ nes ou de pigments du même type, c’est lui qui assure aux animaux l’indépendance de leur milieu intérieur en permettant la fixité de sa teneur en oxygène, le transport de cet oxygène, et son utilisation par les cellules. Et, à la limite, nous voyons avec les cytochromes les pro¬ cessus oxydatifs de la cellule dépendre de ces mêmes noyaux, com¬ muns alors aux animaux et aux végétaux et universellement répandus. On retrouve aussi, parmi les pigments communs aux deux règnes, les flavines de la vitamine Bj et quelques rares anthraquinones (acide carminique de la cochenille par exemple). Mais tous les autres pig¬ ments végétaux, qui colorent si vivement les fleurs, les feuilles pour¬ pres et les fruits, sont spécifiques du règne végétal. Ces colorants appartiennent soit au groupe du benzopyranne (an- thocyannes et flavones) ou à des groupes voisins (xanthones, etc...), soit à celui de l’anthraquinone, soit enfin, pour des végétaux infé¬ rieurs, à des groupes très particuliers (pigments chromoprotéiques des algues, pigments des champignons dérivés de la benzôquinone ou de la diphénylbenzoquinone, de la phénanthrènequinone, de l’anthraqui- none, de la benzopvrone ou même de la phénazine). Nous nous sommes limités, dans ce travail, aux colorants végétaux qui donnent aux fleurs et aux fruits leurs couleurs éclatantes : les flavones et les anthocvannes. Ce sont, avec les caroténoïdes et la chlo¬ rophylle, les plus répandus et les plus importants. Nous exposerons successivement l'aspect chimique, puis l’intérêt physiologique de leur étude.; parmi les constituants végétaux, ils occupent la première place dans les recherches génétiques. Avant d’exposer ce que nous savons de ces pigments, il est néces¬ saire d’aborder la question de leur nomenclature. La plupart sont des glucosides, que l’on peut scinder par hydrolyse en glucides et aglvcone. Cet aglvcone, étant toujours de nature phénolique, devrait être caractérisé par la terminaison « ol ». De même les glucosides devraient l’être par la terminaison « oside ». C’est ainsi que nous devrions parler d’anthocyanols et d’anthocyanosides, de flavonols et de flavonolosides, et non, comme le font encore beaucoup trop d’auteurs, d’anthocyannes ou d’anthocyanines pour anthocvanosides, et d’anthocyanidines pour anthocyanols. Il est illogique de dire que l’apiine du persil est le glu- coside de l’apigénine ; on devrait, correctement, dire que l’apioside est un glucoside de l’apigénol. Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ ET H. SA U VA IX. Malheureusement presque tous les auteurs qui ont isolé ou syn¬ thétisé ces substances les désignent encore, malgré les règles formelles de la nomenclature de Genève, par leurs anciennes dénominations en «ine». Il en résulte une confusion totale entre les glucosides, leurs aglycones et parfois d’autres substances sans relations directes avec eux. Dans un mémoire sur les pigments anthocyaniques et flavoniques, il était difficile de rompre ouvertement avec de telles habitudes. C’est pourquoi nous avons décidé de conserver les noms en « ine » pour chacun des glucosides et de leurs aglycones. Par contre, nous avons adopté les termes d’anthccyanols à la place d’anthocyanidines, d’an- thoevanosides à la place d’anthoevanines, de flavones, flavonols, fla- vanones et flavanonols pour les aglycones flavoniques, et de flavono- Iosides, flavanonosides, etc... pour leurs glucosides. Le terme « antho- cyanne » et « flavone » sera toujours pris dans le sens très général de pigment anthocyanique ou flavonique, sans que cela préjuge en rien de la constitution même du pigment. Il est bien évident qu’une telle nomenclature se maintient seule¬ ment par habitude ; il faut espérer que la routine, responsable de ces appellations qui ne se justifient absolument pas, finira par disparaître un jour. Pour faciliter cette évolution, nous avons accolé à chaque nom commun, dans l’étude systématique de ces pigments, le nom dérivé conforme à la nomenclature de Genève. ARTICLES D’EXSEMBLE ET REVUES GÉNÉRALES. Blank (F.). — The anthocyanin pigments of plants. Botan. Rev., 13, 241- 317 (1947). Heu^ron (I.). — Dictionarv of orgariic conipounds, 3 vol.. Oxford Univer- sity Press, New-York (1946). Karrer (P.). — Traité de Chimie Organique, XVIII, 449-490 et 504-531 (1945). Masson, édit., PaTis. Klein (G.). — Handbuch der Pflanzenanalgse, II, 851-989 (1932). Springer, édit., Wien. Paris (R.) et Beauquesne (L.). — Ann. Pharm. franc., 8, 65-77, 148-153, 228-236, 322-342 (1950). Rabate (M.J.). — .7. Pharm. Chim., 17, (8" série), 433 et 474 (1933). Rao (P. S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 17, 119-141 (1943). Robinson (R.). — Naturivisxenschaften, 20, 360-70 et 612-18 (1932) Xature 135, 733 (1935) ; 137, 172-3 (1936). Steinegger (E.). — Pharm. Acta Helv., 23, 70-81 (1948). Wheldale-Onslow (M.). —• The anthocyanin pigments of plants, 1 vol. 315 p. (1925). Cambridge University Press. Source : MNHN, Paris I.KS COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. LOCALISATION ET DISTRIBUTION. Les pigments benzo-pyraniques sont extrêmement répandus dans tous les organes végétaux. Les dérivés flavoniques sont encore plus communs que les anthocyanosides, et si leur localisation et leur répar¬ tition anatomique ont été moins étudiées, c’est que la couleur très vive des pigments anthocyaniques a davantage attiré l’attention des botanistes et des horticulteurs. Les uns et les autres sont en général dissous dans le suc cellu¬ laire ; ils peuvent aussi être adsorbés par la membrane dans les tissus qui meurent ou se lignifient. Si leur concentration dans le suc cellu¬ laire devient grande, des cristaux se séparent parfois, ou bien les pig¬ ments forment des combinaisons d’adsorption avec les tanins ou les protéines cellulaires. Parfois enfin, le pigment se trouve en même temps à l’état dissous et sous forme de cristaux. La gelée suivie d’un dégel détermine dans l’orange la formation de cristaux d’hespéridine dans la pulpe et les autres tissus (Gary. 1935). La présence de cristaux de pigments dans les plantes in vivo est assez fréquente, et Gertz (1900) a dressé une liste des plantes dans lesquelles ils ont été signalés. On peut du reste, d’après Guillermond (1933), les faire apparaître artificiellement sur des coupes à l’aide de la méthode de Klein aux vapeurs d'acide chlorhydrique, dont nous parlerons plus loin. Dans ces conditions, les cristaux rouges de chlo¬ rure d’anthocyanoside se déposent contre les parois de la cellule. Même dans les cellules incolores, il existe parfois de petites quantités d’an- .thocyanols. Ainsi la llavone, dépourvue de tout groupe oxhydryle, apparaît chez Primnla sur la surface externe des tiges, des feuilles et de la capsule des graines sous forme d’une poussière légère (Rao et Sesha- dri, 1943). Blasimle (1947) donne à cette poussière le nom de « fa¬ rine », d’après son aspect ; l’extrait benzénique de cette farine contient 75 p. 100 de flavone. Dans Primnla denticnlain, une dihydroxyflavone est secrétée par la plante. De même la rutine, glucoside de la quercé- tine, se trouve dans un liquide qui exsude sous forme de minuscules gouttelettes de la tige de la tomate ( Lycoper&icum esculentum), mais non des feuilles (Blount, 1933). Histologiquement, la distribution des pigments est assez variable. Dans, les feuilles, ils sont diversement localisés suivant l’âge de la feuille, la saison, la variété de la plante, les atérations subies par les feuilles, l’attaque des insectes ou des champignons, et on en trouve dans tous les tissus, mais surtout dans l’épiderme selon Gertz. Au contraire, Parkin (1903) considère que c’est plutôt le mésophylle qui contient le plus souvent le pigment, sauf pour les anthocyanosides permanents des feuilles adultes, où la localisation est plus fréquente dans l’épiderme. Source : MNHN, Paris CH. S.AXX1Ê F.T H. SAUVAIX. Dans les tiges, le pigment se trouverait, soit dans l’épiderme, soit dans les cellules de la couche sous-épidermique. Dans la corolle des fleurs, les anthocyanosides sont le plus sou¬ vent localisés dans l’cpiderme, mais les couches plus profondes en contiennent parfois. Chatix (1861) a remarqué que lorsque les pétales sont épais, le pigment est réparti de préférence dans les tissus pro¬ fonds, alors que dans les pétales minces on le trouve dans l’épiderme. Dans certaines plantes (Laminm purpureum), les poils de la couche inférieure des pétales en contiennent aussi. Thichmann (1941) a trouvé dans les pétales de Viola tricolor de la quercitrine sous forme d’agré¬ gats de cristaux dendritiques, immédiatement après la mort des cel¬ lules, que celle-ci soit dûe à la température ou à la pénétration de poisons cellulaires (acides forts). Parfois le pigment peut apparaître dans des cellules méristéma- tiques, contenant une sorte de gel, où il est intimement uni à des tanins. Ces vacuoles filamenteuses, très particulières, ressemblent à des chondriosomes (Guili.kkmond). Les pigments contenus dans ces vacuoles sont presque insolubles dans le formol et peu solubles dans l’alcool. i | Dans les plantules de Ricin, Guillermond a signalé des pigments anthocyaniques et oxvflavoniques et des tanins dans les cellules épi¬ dermiques des cotylédons, dans certaines cellules isolées de l’épiderme de l’axe hypocotylé et dans de nombreuses cellules en files du paren¬ chyme de la racine. Dans Rubas fruticosus, il existerait dans chaque cellule deux catégories de vacuoles : — une grosse vacuole centrale, dans les cellules de l’épicarpe et les assises périphériques du mésocarpe, contenant des tanins et un pigment anthocyanique rouge ; — de petites vacuoles périphériques très nombreuses, sans tanin et avec un pigment bleu violacé, en partie cristallisé. La distribution histologique est donc extrêmement variable. Il en est de même pour l’état particulier du pigment dissous ou cristallisé, seul ou associé à des « co-pigments » qui, nous le verrons plus loin, peuvent modifier considérablement la couleur de la fleur. Répartition dans les organes végétaux. On trouve dans les feuilles, soit des traces de pigments antho¬ cyaniques, soit au contraire des quantités telles qu’elles donnent une pigmentation caractéristique et spécifique. Les pigments sont parfois localisés à la face inférieure des feuilles ; ainsi certaines feuilles aqua¬ tiques ont leur face aérienne verte et leur face inférieure violette. Dans d autres cas, le pigment se concentre en plages plus ou moins importantes, formant des taches brun foncé ou noires, la couleur noire résultant de la superposition des teintes de l’anthocyanoside rouge et de la chlorophylle verte. Source : MNHN, Paris I.KS COULEURS DES FLEURS BT DBS FRUITS. C’est encore à la localisation et à l’abondance des pigments antho- eyaniques et flavoniques qu’il faut attribuer les teintes si vives, de rouges et de bruns qui caractérisent la flore tropicale et subtropicale, pour les plantes des régions humides et ombragées. Mais, d’autre part, les plantes des régions sèches et ensoleillées produisent encore plus • d'anthocyanosides que celles poussant à l’ombre. En réalité, comme nous le verrons plus loin, les conditions de la formation des anthocya- nosides ne sont pas univoques. Dans les pays chauds, il s’agit d’un phénomène d’adaptation aux conditions climatériques, différent de celui qui, dans les pays tempérés, produit la coloration normale des plantes exposées au soleil. On trouve plus d’anthocyanosides dans les pétioles que dans les feuilles et il y en a dans presque toutes les tiges. Les écailles des bour¬ geons, les stipules en contiennent parfois. Ils peuvent aussi exister dans les racines et les tiges souterraines (Betterave,), localisés alors soit dans l’épiderme, soit dans les couches internes (Solarium tuberosmn). Il en est de même pour les racines aériennes ou aquatiques, exposées ou non à l’action des facteurs ex¬ ternes. Dans Allium Cepti, Schoor (19 6) en a signalé sous forme cristalline dans l’épiderme rouge des écailles rondes du bulbe. Enfin, dans les fleurs, ils se développent surtout dans les pétales et le périan- the, mais on les trouve aussi dans les carpelles et dans le style. Les anthocyanosides apparaissent encore dans les cellules du testa de certaines graines. Ainsi Alkksandrow et Aleksandrowa (1935) ont trouvé dans la graine de Soja un pigment localisé dans l’épiderme du tissu palissadiquc. La paroi cellulaire était par endroits colorée en jaune ; cette coloration fut attribuée par les auteurs à un produit de décomposition de l’anthocyanoside qui serait un phlobaphène. L’ab¬ sence de coloration de la cellule elle-même serait dûe à la présence d’un isomère incolore du pigment anthocyanique. Dans Aegilops, l’anthocvanoside se trouve dans les cellules épi¬ dermiques et le tissu parenchymateux de la glume et dans l’enveloppe interne du grain. Des flavones coexistent avec le pigment anthocyani¬ que sous forme glucosidique dans les gltimes blanches, à l’état libre dans les variétés rouges et sous les deux formes dans les glumes noi¬ res. Les anthocyanosides n’apparaissent que dans les épis violets de l’orge, non dans les autres. Il n'v en a pas dans l’avoine (Lewicki, 1929). La même plante peut renfermer des anthocyanosides très divers. Ainsi, dans la Capucine, Roiunso.n et Robinson (1932) ont trouvé un dérivé de la pélargonidine dans les pétales de la fleur, un dérivé de la cyanidirie dans le calice et un dérivé de la delphinidine dans les feuilles. De même, le dahlia pourpre contient trois dérivés des prin¬ cipaux types. D’après Beau:, Price et Stuhüess (1941), les dérivés de la pélar¬ gonidine prédominent dans .les fleurs tropicales et subtropicales, alors que les dérivés de la delphinidine sont les plus communs dans les plantes alpines et dans celles des régions tempérées ; Gasgoigne, Ritc.hie et Whitk (1948) confirment cette distribution pour la flore Source : MNHN, Paris »:h SANNIÉ ET II. SAl’VAI australienne. Chez les espèces tropicales, les formes rouges sont plus résistantes que les bleues. Dans 32 espèces du genre Tulipa, on trouve de la pélargonidine, de la cyanidine et de la delphinidine, mais dans le sous-genre Leioste- mones il n’existe que de la pélargonidine et de la cyanidine, tandis que dans le sous-genre Eriostemones on île trouve que de la cyanidine et de la delphinidine. Les trois types d’anthocyanols coexistent dans la tulipe de jardin appartenant au genre Eriostemones, mais il s’agi¬ rait dans ce cas d’un effet de la sélection artificielle de mutants. La localisation des pigments est donc très variable, mais ils sont très répandus et peuvent apparaître dans tous les organes. Le rôle différent des anthocyanosides selon les plantes est assez curieux à signaler. Dans certaines, il est responsable de la coloration rouge des jeunes feuilles ; chez d’autres, du rougissement automnal de la feuille âgée, chez d’autres encore, il apparaît dans les deux cas. On sait que, dans certaines contrées, la forêt à l’époque de la pousse des jeunes feuilles est aussi flamboyante qu’elle l’est en France à l’automne. Bien que la coloration automnale des feuilles soit dûe, la plupart du temps, à l’apparition d’anthocyanosides, certaines feuilles, chez les Amentales en particulier, ne rougissent pas en cette saison ou deviennent jaunes ou brunes, sans traces d’anthocyanosides. Nous verrons, en étudiant les processus de formation des pig¬ ments,.que ceux-ci peuvent apparaître à la suite de traumatismes tels que les incisions, les piqûres d’insectes, par l’attaque des champignons, sous l’action des basses températures, ce qui expliquerait leur abon¬ dance dans les plantes alpines. Les pigments flavoniques et anthocyuniques se retrouvent dans tout le domaine des végétaux et apparaissent non seulement dans la fleur, mais dans d’autres parties de la plante. Des anthocyanosides existent dans les mousses (Herzfeldek, 1921) et dans certaines Fou¬ gères. Beale, Price et Sturgess (1941) ont signalé la présence d’un dérivé de la cyanidine dans les Conifères. Bien que certains aient pu penser le contraire, ces pigments n’existeraient pas dans les Algues, ni dans les microorganismes (Bac¬ téries). On n’en signale pas dans les Champignons ; cependant, Sen et Banerjea (1947) ont trouvé un dérivé flavonique dans Polystictus nmguineus. L’extraction chloroformique a fourni deux pigments, l’un rouge dont la nature n’est pas précisée, l’autre, jaune, qui s’apparen¬ terait aux flavones. D’autre part, il semble prouvé que des flavones existent dans le règne animal, provenant de la nourriture végétale absorbée par cer¬ tains animaux. Frankmn das Passos (1948) en a signalé parmi les pigments des ailes de papillons du genre Peneis ( Rhopalocera, Saty- ridae ). Okay (1947) affirme l’existence d’un pigment anthocyanique chez certains insectes, les Pentatomidés ( Nezara viridula, var. tor- quata, Palomena viridissima) . C’est un pigment bleu qui montre tou¬ tes les réactions des pigments anthocyaniques. Il est curieux de cons¬ tater qu’il se trouve à la fois dans l’hémolymphc et dans l’exosque- Source : MNHN, Paris UES COl’UEUUS DES FUEC'KS ET DES FRUITS. 9 lette, accompagné d’un pigment jaune (une xanthoplérine), ce qui donne au total une couleur verte à l’hémolymphe. Il semble possible dans cette éventualité que les Pentatomidés, qui sont phytophages, prennent aux plantes leurs pigments anthocyaniques avec leur noiiT- riture et les accumulent dans leur organisme. La bombichlorine trouvée dans le cocon vert du ver à soie appar¬ tiendrait au groupe des flavones. On pense que le pigment est absorbé par le ver avec les feuilles de mûrier, qu’il passe dans le sang, puis dans les glafldes séricigènes et qu’ainsi il se retrouve dans le cocon. Les pigments qui font l’objet de cette étude sont donc très répan¬ dus chez les végétaux, et c’est à eux que ces derniers doivent la richesse de leurs coloris. L’intérêt qu’ils présentent pour le botaniste et l’horticulteur justifie amplement les études qu’ils ont suscitées. Aleksanurov (V. G.) et Aleksanurova (ü. G.). Bull. Applied Botany, Genetics Plant Breeding (U.H.S.S.), Ser. 3, n" 4 (1934). ( Chem. Abstr., 29, 5149). Beale (G. H.), Price (J. H.) et Sturgess (Y. G.). Proc. Boy. Soc., 130, 113-126 (1941). Blasdale (W. C.). — J. Boy. Hort. Soc., 72, 240-5 (1947). Blount (B. K.). J. Chem. Soc., 1933, 1528. Chatix (A.). — Bull. Soc. Bol., 8, 22-23 (1801). Franklin oas Passos (C.). — Entomol. Xews, 59, 92-0 (1948). Gary (W. Y.). — Fia. Dept Ayr. Chem. Division, Mar. 1, 17-30 (1935). ( Chem■ Abstr., 29, 7517). Gascoigne (M.), Ritchif, (R ) et White (I). E.). — J. Proc. Boy. Soc. .V. S. Wales, 82, 44-70 (1948). Gertz (O.). .Studier ofver Anthocyan, Akademisk Afhandkin. Land. 410 p. (1900) (in Wheldale-Onslow, ‘p. 210). Guillermond (A.). — C. B. Soc. Biol., 112, 048 (1933) ; 113, 270-2 (1933). Herzfelder (H.). — Beih. Bot. Zbl., 38, 355-400 (1921) (in Blank, p. 259). Klein (G.). — Handbuch der Pflanzen Analyse, II, 941-03 (1932), Springer, edit., Wien. Lewicki (S.). — Mem. inst. natl. polonais écon. rurale Pulawy, 10, 293-330 (1929) (Chem. Abstr., 27, 5097). Okay (S.). — Bev. fac. sci. Univ. lstambnl, B-12, 89-100 (1947) (Chem. Abstr., 42, 2684). Parkin (J.). — Bep.Jirit. Ass. London, 802 (1903) (in Wheldale-Onslow, p. 217). Rao (P. S.) et Seshadri (T. R.). — Proc, ludion Acad. Sci., 17, 120-141 (1943). Robinson (G. M.) et Robinson (R,). — Biochefn. J., 26, 1647-1664 (1932). Schorr (L.). — Z. wiss. Mikroscop., 52, 369-79 (1936). Sen (N. K.) et Banerjea (P. R.). — J. Ind. Chem. Soc., Ind. et News, 10, 53 (1947). Teichmann (K.). Mikrochernie ver. Mikrochim. Acta, 29, 194-205 (1941). Source : MNHN, Paris 10 CH. SAXNIÊ ET II. SAIVAI.V ISOLEMENT ET PRÉPARATION. La première étape dans l’étude des pigments anthocyaniques et flavoniques est évidemment leur isolement et leur purification. Bien souvent, l’une et l’autre sont difficiles, et le premier effort des phyto- chimistes qui les ont étudiés a consisté à mettre au point des procédés d’extraction donnant un rendement convenable, et surtout permettant d’obtenir ces pigments aussi purs que possible. Les difficultés qui ont dû être surmontées proviennent de ce que les pigments sont des mélanges d’aglycone et de glucoside, ou de plu¬ sieurs glucosides différents, mais extrêmement proches par leur cons¬ titution et leurs réactions chimiques. Or, il n’existe pas de méthodes générales pour l’isolement des glucosides ; d’autre part, l’emploi des techniques courantes de la chimie organique : cristallisations frac¬ tionnées, précipitation sous forme de sels, etc... apparaissait insuffi¬ samment efficace. Ce n’est que par la mise au point et l’utilisation de techniques nouvelles que l’on est parvenu, dans ces vingt dernières années, à obtenir les pigments des fleurs sous forme pure et chimique¬ ment définie. Pigments flavoniques. D’une manière générale, les pigments flavoniques sont plus faciles à isoler et à obtenir purs que les pigments anthocyaniques ; aussi leur isolement et leur purification a donné lieu à un nombre bien moindre de recherches systématiques. Le plus souvent, on les obtient par l’em¬ ploi successif de divers solvants. Il faut tout d’abord se débarrasser des huiles essentielles, de la chlorophylle, des tanins ; on y parvient par un traitement à l’éther ou un mélange éther-alcool méthylique, ou par le sulfure de carbone. L’extrait alcoolique obtenu après enlèvement de la chlorophylle est, soit traité à l’acétate de plomb, soit précipité par l’éther de pétrole. Naturellement, le traitement sera différent suivant la nature du dérivé flavonique étudié : flavone, flavonol, flavanone ou glucosides de ces pig¬ ments. Les quelques exemples ci-dessous précisent les différents types de techniques employées. La tambuline (Bosh et Bose; 1939) se trouve sous forme de flavo¬ nol dans le fruit de Zanthoxytum acanthopodium. Les fruits pulvé¬ risés grossièrement sont mis à macérer dans de l’alcool éthylique à 95°. Après concentration, l’extrait est versé dans 500 cm 3 d’éther de pétrole qui sépare un précipité d’aspect goudronneux. Celui-ci est traité par l’alcool, d’où la tambuline cristallise en cristaux jaunes Source : MNHN, Paris COn.El'KS DES F1.EI HS ET DES EIU'ITS. (ju’on lave à l’alcool et qu’on fait recristalliser d’un mélange d’acétone et d’acide acétique. Szent-Gyohgyi (1938) prépare la citrine (mélange d’hespéridine et d’ériodictyol) en s'appuyant sur la solubilité des llavanones dans les solutions acides de sels de plomb, leur précipitation par le plomb en solution neutre, et sur la précipitation des sels de sodium et de potas¬ sium à partir d’alcool contenant un peu d’eau en ajoutant de la soude ou de la potasse. Il obtient ainsi 2 litres de solution de citrine à 2,5 p. 100 et 15 g de citrine insoluble à partir de 100 kg de citrons. L’isolement des glucosides directement à partir de la plante uti¬ lise des techniques différentes. Ainsi Tseng et Yr (193(5) ont obtenu Vhespéridine de l’écorce de Citrus séché, extraite avec l’éther et l’alcool méthylique pour enlever les huiles essentielles, la chlorophylle et les tanins. Le résidu est extrait à l’alcool méthylique chaud pendant trois semaines, les impuretés sont éliminées de l’extrait par une solution méthylalcoolique saturée d’acétate neutre de plomb. Le plomb est enlevé par l’hydrogène sulfuré dans le filtrat, puis celui-ci est concentré dans le vide et il se sépare une grande quantité de cristaux blancs. Après purification par recris¬ tallisation à partir de l’alcool, on obtient l’hespéridine pure, qui par hydrolyse avec l’acide sulfurique dilué donne Phespérétine, llavanone qui est l’aglycone de ce glucoside. L’hi/périne, glucoside à flavonol d’Hypericum perforcitum, est obtenu (Jerzmanovska, 1937) en faisant tout d’abord l’extraction à partir de la plante sèche broyée (330 g), par macération dans un litre d’alcool à 90° pendant trois heures ; puis par une deuxième macéra¬ tion de deux heures dans 800 cm 3 d’alcool. L’extrait est évaporé dans le vide jusqu’à 150 cm 3 ; on ajoute de l’eau et on élimine la chloro¬ phylle par le sulfure de carbone. La solution hydroalcoolique est traitée par deux volumes d’éther qui sépare un liquide goudronneux. On évapore alors la solution éthéro-alcoolique dans le vide, et le résidu est traité par l’acétone. Il se forme un précipité gris jaune d’hypérine brute que l’on fait recristalliser à partir de l’eau en un produit jaune clair, en aiguilles, contenant 1,5, 2,3 ou 3,5 mol. d’eau. Un traitement analogue a permis à Charaux et Rabate (1935) d’extraire l’hétéroside de Sophorn japonicn. Les fruits sont pressés et épuisés par l’alcool à 80“ à l’ébullition pendant vingt minutes. Après filtration, on concentre en éliminant l’alcool ; l’addition à la solution tiède d’un égal volume d’éther provoque une cristallisation de sopho- ricoside brut, que l’on purifie dans l’alcool à 95°. Enfin, il peut être intéressant d’indiquer la technique employée pour la préparation du rutinose, biose lié au flavonol quercétine, à partir de la rutine qui en est le rhamnoglucoside (Zemplen et Gerecs, 1938). La séparation se fait par hydrolyse au moyen d’acide acétique dilué, bien que le biose lui-même subisse une hydrolyse lente. La rutine est chauffée à l’ébullition à reflux pendant six heures avec 150 cm 3 d’acide acétique à 10 p. 100 dans lequel elle se dissout lente- Source : MNHN, Paris nient. On dilue la solution avec 150 cm' 1 d’eau et on laisse au repos toute une nuit dans la glace. On filtre pour séparer la partie solide (3,2 g). La liqueur-mère est agitée à la température du laboratoire avec du charbon de bois et le filtrat est évaporé dans le vide jusqu’à siccité. Le résidu, dissous dans 50 cm 3 d’eau chaude, est agité de nou¬ veau avec du charbon de bois, puis on chauffe une heure au bain- marie avec 5 cm 3 d’anhydride acétique et 1 g d’acétate de sodium. On fait cristalliser le dérivé acétylé à partir de l’alcool méthylique. Il ne reste qu’à désacétyler le P-heptaacétylrutinose obtenu. L’extraction de la rutinc à partir «lu tabac utilise la percolation avec de l’alcool. On distille ce dernier sous pression réduite et la masse résiduelle est extraite avec de l’eau distillée bouillante. Les extraits aqueux sont mélangés et filtrés. Des cristaux de rutine, sous forme d’aiguilles microscopiques, se déposent lentement. On purifie par recristallisation à partir de l’eau bouillante (Couch et Krewson, 1944), (Couch, Krewson et Naghski). Le procédé d’extraction à partir du sarrasin est à peu près identique (Eskkw, (1948), Couch, Krewson et Naghski (1947). Mascre et Paris (1936), pour extraire la rutine de la Rue, épuisent la plante desséchée au Soxhlet par l’éther aqueux ; le ruto- side se précipite à la surface de séparation des deux liquides. Ils le purifient en versant sa solution pyridinique dans vingt fois son poids d’eau distillée ; on obtient ainsi des cristaux jaunes pâles. Dussy et Sannié (1947) ont préparé le rhamnoflauonoside des feuilles d’Erythrophleum guimense en traitant 200 g de feuilles sèches à trois reprises par-l’alcool à 95° bouillant. L’extrait concentre à sec (30 g) est repris par 200 cm 3 d’eau, la solution aqueuse agitée deux fois avec de l’éther et évaporée à sec. L’extrait (20 g) est repris par 50 cm 3 d’alcool méthylique, et l’addition d’une grande quantité d’éther (950 cm 3 ) provoque la formation d’un précipité qui est éliminé. On évapore à sec, reprend par le méthanol et précipite à nouveau d’autres impuretés par l’éther. La solution éthérée est évaporée, l’extrait repris par 50 à 60 cm 3 d’alcool à 95°, la chlorophylle précipitée par un égal volume d’eau. Par évaporation lente de la solution alcoolique, il se fait un précipité résineux qui est éliminé, puis des cristaux jaunes se déposent lentement, que l’on purifie par recristallisation de l’eau. Rendement 0,8 g par kilog de feuilles sèches. Pour préparer le citrifolioside, glucoside flavanonique de Citrus trifoliata L., Sannié et Sosa (1949) traitent chaque partie du fruit (100 g), à deux reprises, par 500 cm 3 d’alcool à 90° bouillant, chas¬ sent l’alcool sous vide à 50° et éliminent la plupart des impuretés en agitant le résidu aqueux (20 cm 3 ) avec de l’éther. Le glucoside com¬ mence à cristalliser de cette solution aqueuse au bout de 24 heures. On le purifie par recristallisation de l’eau, puis de l’alcool méthylique absolu. La purification des extraits de plantes peut être faite, en partie tout au moins, par l’emploi de levure de bière haute qui attaque les oses fermentescibles en respectant les hétérosides. Rabaté et Dussy Source : MNHN, Paris (1936-1938) sont ainsi parvenus à isoler le rutoside et le sophora- flavonoloside des eaux mères de la préparation du sophoricoside. La méthode chromatographique, que nous étudierons plus com¬ plètement à propos de l’isolement des anthocyanosides, a été appliquée aussi à celui des llavones. Dès 1938, Robezkiecks l’avait employé pour caractériser les flavonosides de la citrine ; elle avait permis à M" r Beauquesne (1947) d’isoler sur alumine le flavanoside de Siuartzia madagascariensis. De même Khohana et Motiwala (1948) ont séparé la calycoptérine des autres pigments extraits de Cnlycopteris flori- bunda. Les solutions benzéniques des extraits de feuilles ont été chro- matographiés sur divers adsorbants : carbonate de soude, charbon activé, cendre de bois, magnésie et alumine activée ; les résultats les meilleurs furent obtenus avec ces deux dernières substances. Les pigments anthocyaniques. L’isolement et surtout la purification des substances de ce groupe sont particulièrement ardues, et ce n’est qu’avec l’aide de techniques originales que l’on est parvenu à obtenir des résultats satisfaisants. Ces techniques sont celles du coefficient de partage dans des solvants non miscibles, mise au point et utilisée par Rosenheim, Willstater et ses collaborateurs puis Robinson et son école, et la chromatographie employée surtout par Karreh et ses élèves. La première technique convient particulièrement bien à l’isole¬ ment des anthocyanosides différents, coexistant dans une même plante. Elle permet aussi d’identifier les constituants des mélanges d’anthocyanosides et d’anthocyanols. La chromatographie a permis d’isoler avec une relative facilité et dans un grand état de pureté les pigments à partir de mélanges com¬ plexes d’anthocyanosides naturels. Extraction. Dans les recherches anciennes sur les anthocyanosides, on pré¬ cipitait ces pigments par l’acétate de plomb, dans les extraits obtenus après macération ; on décomposait les sels de plomb par l’hydrogène: sulfuré ou le sulfate de sodium et on précipitait finalement le pigment de sa solution alcoolique par l’éther. Cette méthode est encore parfois employée, pour l’extraction des anthocyanosides des oranges par exemple (Patane, 1948). Notons que dès 1860, Filhol avait utilisé, sans le savoir, le prin¬ cipe de la chromatographie actuelle. 11 ajouta de l’alumine à un extrait de fleurs de Verveine ; l’alumine devint jaune et le liquide sur¬ nageant retint une coloration pourpre. La plupart des méthodes d’extraction actuellement utilisées sont basées sur une observation de Wray, faite en 1670 et rapportée par Miss Wheldale Onslow. Cet auteur, ayant laissé tomber sur une Source : MNHN, Paris 14 CH. SANN'IÉ ET II. SAl’VAIX. fourmillière mise à nu des fleurs bleues de chicorée, vit les fourmis accourir et déposer sur les fleurs des gouttelettes d’un liquide, évidem¬ ment de l’acide formique. Aux endroits touchés par ce liquide, il se formait immédiatement des taches rouges. Le pigment bleu «les fleurs pouvait donc sé combiner avec les acides en donnant un dérivé rouge. Les anthocyanosides ont en effet un caractère amphotère. Avec les acides, on obtient «les sels d’oxonium insolubles ou peu solubles dans l’eau et l’alcool. Ces sels d’oxonium ont été étudiés en particulier par Bayer, Collie et Werner, puis Wii.lstatter rattacha les antho¬ cyanosides aux sels de flavylium (voir p. 44). Les procédés d’extraction de ces pigments utilisent précisément l’insolubilité de leurs sels avec les acides. Voici les principes généraux sur lesquels ils sont basés (Willstater, Robinson). Les organes frais, ou séchés et pulvérisés, sont mis à macérer dans de l’acide aci’tique pur ou dans de l’alcool méthylique chlor¬ hydrique, ou dans tout autre solvant analogue acidifié. L’extrait obtenu, d’aspect sirupeux, fortement coloré en rouge, est précipité par l’éther ; on répète à plusieurs reprises ces dissolutions et ces précipi¬ tations, au besoin en faisant varier le solvant. Les anthocyanosides sont ainsi obtenus dans un état de pureté relative. Pour les purifier davantage, on les fait cristalliser à l’état de picrate, en ajoutant une solution d’acide picrique à la solution du pigment dans l’acide chlor¬ hydrique aqueux ou hydroalcoolique, à une concentration convenable. Le picrate cristallise en général facilement ; on le reprend ensuite par l’acide chlorhydrique alcoolique et par l’éther pour le transformer en chlorure. C’est ainsi que Willstater isola de nombreux anthocyanosides : callistéphine, chrysanthémine, idœine, kéracyanine, inécocyanine, pæo- nine, malvine, pétunine, violanine. Ce dernier pigment est extrait de Viola tricolor avec un rendement de 24 p. 100, mais il est loin d'en être toujours ainsi et parfois le rendement est très faible. Il varie du reste dans de larges limites selon la quantité du pigment tjue contient la fleur étudiée, et suivant les difficultés d’extraction, très variables d’une plante à l’autre. Ainsi les pigments du bleuet et du coquelicot sont très difficiles à isoler, tandis que le rendement est excellent avec le dahlia rouge foncé, les chrysanthèmes et, comme nous venons de le dire, pour cer¬ taines violettes cultivées. Il est curieux de noter que certains horti¬ culteurs ont pu obtenir des variétés de fleurs de coloration très intense dont les pétales desséchés peuvent presque être considérés comme de l’anthocyanoside brut (Robinson, 1935). Les exemples ci-dessous montrent comment divers auteurs ont employé des procédés d’extraction légèrement différents les uns des autres. a) Isolement du pigment des fleurs d’Antirrhinum majus. — Ces fleurs contiennent un mélange d’anthocyanosides et de flavonosides. Voici comment Miss Wheldale Onslow sépare les uns des autres. On fait bouillir les fleurs fraîches avec de l’eau et on filtre. Les Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 15 anthocyanosides sont alors précipites sous forme de sels de plomb par l’acétate de plomb cristallisé ajouté à la solution chaude. On obtient des précipités de couleurs variées selon les fleurs employées. Après filtration, on décompose le sel de plomb par l’acide sulfurique à 5-10 p. 100. Le sulfate de plomb étant filtré, on obtient une solution rouge vif contenant tous les pigments sous forme de glucosides en solution diluée acide. On fait alors bouillir la solution avec un réfrigérant à reflux pendant plusieurs heures. Après cette hydrolyse, les aglycones moins solubles se séparent par refroidissement sous forme d’une poudre brun rouge ou pourpre. On les filtre, et après lavage et séchage ils sont broyés finement. On fait alors une extraction par l’éther à l’ébullition jusqu’à ce que celui-ci ne se colore plus en jaune. Les anthocyanols sont ainsi complètement séparés des pigments flavo- niques, solubles dans l’éther. Le résidu est repris par l’alcool absolu, filtré et ainsi débarrassé de toutes substances solubles dans l’alcool pouvant s’être formées pendant l'hydrolyse. La solution dans l’alcool absolu est évaporée complètement, puis versée dans un grand volume d’éther qui précipite les anthocyanols et laisse en solution toutes traces de flavones qui auraient pu subsister. On refait une extraction à l’éther dans ce même but. Il semble que, dans ce cas, la méthode de précipitation donne de bien meilleurs résultats au point de vue pureté ; si l’on emploie la méthode par cristallisation, des flavones peuvent syncristalliser avec les anthocyanols et passer inaperçues. Ce procédé constitue une méthode classique, et il a été utilisé par de nombreux auteurs avec quelques variantes. Ainsi Sakuma et Momose (1935) l’appliquent à l’extraction des substances colorantes de la canne à sucre, l’extrait étant obtenu par digestion pendant trois jours dans l’acide acétique glacial, puis agité avec de l’éther, précipité par l’acétate neutre de plomb à 10 p. 100, et le précipité décomposé par ébullition huit heures avec de l’acide sulfurique à 5 p. 100. Les tanins sont enlevés à l’eau bouillante. Chika Kuroda et Mizu Wada (1935) font l’extraction du chlorure de cyanine à partir des feuilles sèches de Shiso pulvérisées, avec de l’éther de pétrole, pour éliminer les pigments étrangers. On traite ensuite par l’alcool méthylique chlorhydrique. Le chlorure de cyanine est précipité par l’éther, mis en solution aqueuse et transformé en sel de plomb. Après décomposition de celui-ci, le pigment est traité par un alcali en atmosphère,d’hydrogène, puis on acidifie. L’isolement de la delphine de Salvia patens par Reynolds, Robinson et Scott Moncrieff (1934) est légèrement différent. Après obtention du sel de plomb, on dissout celui-ci dans l’acide acétique et on repré¬ cipite par l’éther. Le sel de plomb est décomposé par l’alcool méthy¬ lique, l’acide chlorhydrique et l’alcool propylique ; par addition d’éther, on précipite le chlorure. Le pigment complexe est hydrolysé par l’alcool méthylique chlorhydrique aqueux froid et, à partir de celui-ci, on fait cristalliser le pigment brut avec et sans addition d’alcool méthylique. Source : MNHN, Paris 16 CH. SANNIÊ ET H. SAUVAIX. b) Extraction des anthocyanosides des fleurs de Ribes sanguineuni (Nolan et Brady, 1936). Les fleurs sont épuisées par l’alcool éthylique à 0,6 p. 100 d’acide chlorhydrique. A l’extrait on ajoute une solution aqueuse d’acide chlo¬ rhydrique pour amener la concentration en acide chlorhydrique à 1,2 p. 100, puis de l’acide acétique glacial (2/3 du volume). Le pigment est précipité par addition de 2,5 volumes d’éther sec ; après élimination de la couche éthérée, on obtient une masse gélatineuse que l’on sèche et qui est redissoute dans de l’alcool méthylique chlorhydrique chaud, d’où l’on obtient l’anthocyanoside à peu près pur. Pour obtenir l’anthocyanol à partir de ce dernier, on l’hydrolyse par ébullition avec de l’acide chlorhydrique à 12 p. 100, et l’on identifie séparément les glucides par les méthodes classiques et l’aglycone par ses réactions colorées. Yamamoto (1934) extrait les pigments des fruits de mûres par l’acide chlorhydrique à 1 p. 100. L’extrait est neutralisé par la soude diluée, puis précipité par l’acétate basique de plomb, et le précipité traité par l’alcool méthylique à 7 p. 100 d’acide chlorhydrique, le pig¬ ment transformé en picrate pour le purifier, le picrate transformé en chlorure en le dissolvant dans un peu d’eau et en ajoutant 3 à 4 vo¬ lumes d’acide chlorhydrique concentré ; on abandonne ensuite plu¬ sieurs jours à la glacière. Le précipité violet est recristallisé dans l’alcool éthylique à 3 p. 100 d’acide chlorhydrique. c) Pigment du chou-rouge. — Il a été étudié par de nombreux au¬ teurs, en particulier par Willstaedt (1935) et par I. Chmielewska (1933). Willstaedt extrait 200 g de farine de chou avec 564 cm 3 d’alcool méthylique et 36 cm 3 d’acide chlorhydrique concentré. Le pigment se sépare à l’état sirupeux par addition de 560 cm 3 d’éther. On le lave avec de l’acétone et de l’éther, on le dissout dans l’eau, le neutralise avec de l’ammoniaque et y ajoute une solution de 5 g d’acide diohlo- ropicrique. Le lendemain, après addition de dichloropicrate d’ammo¬ niaque, la suspension est agitée plusieurs fois avec un mélange de deux partie d’ammoniaque et d’une partie d’acétophénone. Les extraits sont réunis, filtrés et additionnés de deux volumes d’éther absolu. Le pré¬ cipité d’anthocyanoside est filtré, dissous dans de l’alcool méthylique à 2,5 p. 100 d’acide chlorhydrique et purifié en répétant à plusieurs reprises la précipitation et la redissolution. Chmielewska (1933) traite un kg de chou rouge séché et pulvérisé par 2,5 litres d’alcool méthylique contenant 2 p. 100 d’acide chlorhy¬ drique pendant 16 à 18 heures, filtre le résidu et le lave avec un litre d’alcool méthylique à 1 p. 100 d’acide chlorhydrique. Le filtrat est trai¬ té par deux volumes d’éther, abandonné deux heures puis décanté. La masse rouge cerise foncé est dissoute dans l’alcool méthylique chaud et filtrée après vingt-quatre heures pour enlever les sels minéraux in¬ solubles, puis reprécipitée par addition de quatre volumes d’éther. Le précipité, dissous dans l’eau, est converti en sel de plomb insoluble par addition d’acétate neutre de plomb à 2 H 2 0. Le sel de plomb lavé à Source : MNHN, Paris LES COIT.EI'HS DES FLEURS ET DES FRUITS. l’alcool méthylique et séché à l’air est transformé en chlorure par dis¬ solution dans l’alcool méthylique à 3 p. 100 d’acide chlorhydrique, puis cristallisé à plusieurs reprises dans l’alcool méthylique chlorhydrique. La méthode que Willstater et Burdick ont utilisé pour isoler la callistéphine a été employée aussi par Dunc.an et Dustman (1936) pour obtenir le pigment de la « Winnesap Apple »». La peau du fruit est extraite pendant vingt-quatre heures par de l’alcool éthylique à 0,1 p. 100 d’acide chlorhydrique, la solution alcooli¬ que filtrée et la matière colorante précipitée dans le filtrat par l’acétate neutre de plomb. Après douze heures de repos, le précipité gélatineux gris-vert de sel de plomb est séparé, lavé à l’eau froide, séché à l’air sur le filtre puis traité par l’acide acétique glacial ; la matière colo¬ rante seule se dissout, à l’exclusion de beaucoup d’impuretés colorées. Du filtrat acétique rouge foncé, le pigment est précipité par deux volu¬ mes d’éther. On sépare par filtration le sel de plomb ainsi obtenu et on le décompose sur le filtre par un mélange de dix parties d’alcool propylique pour une partie d’alcool méthylique contenant 25 p. 100 d’acide chlorhydrique ; quelques impuretés restent non dissoutes. Le chlorure est précipité dans le filtrat alcoolique par addition de trois à quatre volumes d’éther, filtré, lavé à l’éther et redissous dans l’alcool éthylique à 0,1 p. 100 d’acide chlorhydrique. On répète cette purifica¬ tion par formation du sel de plomb qui est traité comme nous venons de le dire ; puis le chlorure est transformé en picrate en additionnant sa solution dans l’eau chaude d’une solution chaude d’acide picrique ; le picrate est encore transformé en chlorure par dissolution dans l’alcool méthylique à 5 p. 100 d’acide chlorhydrique et précipitation par quatre ou cinq volumes d’éther sec. Le chlorure rouge, amorphe, forme de longues aiguilles à reflets bronzés par lente évaporation de sa solution hydroalcoolique chlorhydrique. Il faut cinq cristallisations pour avoir un produit sans particules amorphes, et apparemment pur. On voit que tous ces procédés, qui s’appuient sur les mêmes prin¬ cipes, sont assez longs et compliqués. Malgré cela, on n’obtient ainsi que dès produits imparfaitement purifiés. C’est en cherchant à les sim¬ plifier et à les rendre plus efficaces que l’on a été conduit à mettre au point les deux autres méthodes que nous allons exposer maintenant avec quelques détails. La première, que l’on peut appeler méthode de partage entre des solvants non miscibles, a été mise au point et utilisée par Willstater et ses élèves, Zollinger (1916) et Schudel (1918), puis par la plupart des auteurs qui ont eu à étudier les anthoevanosides. Elle permet, non seulement de séparer avec succès les ànthocyanols des anthocyanosi- des et de décomposer ceux-ci en leurs constituants, mais aussi de sépa¬ rer les monoglucosides des diglucosides et des anthocyanols, ce qui a constitué une étape importante dans la classification de ces pigments selon leur nature. La méthode de partage a permis aussi de reconnaî¬ tre le degré d’homogénéité de ces pigments et nous verrons combien, grâce à elle, les travaux de Lévy et Robinson (1931) en particulier ont éclairci la constitution des anthoevanosides complexes. Mémoires du Muséum, Botanique, t. II. 2 Source : MNHN, Paris 18 CH. SANNIÉ CT H. SAUVAIS. On sait que lorsqu’un corps soluble est mis en présence de deux solvants non miscibles, il se partage entre les deux solvants dans un rapport simple. Prenons par exemple deux solvants tels que l’éther et l’eau. On veut y dissoudre de l’acide acétique. Le coefficient de partage est de 2,1, ce qui veut dire que dans 100 cm 3 d’eau en présence de 100 cm 3 d’éther, 10 g d’acide acétique se répartiront dans les proportions suivantes : eau : 6,7 ; éther : 3,2. Si l’on renouvelle l’opération après décantation de l’éther, les 6,70 g restants vont se répartir comme suit : Eau : 4,5 Éther : 2,2 Par répétition du procédé, on arrive à enlever complètement le corps dissous de la couche aqueuse au moyen de l’éther. Le coefficient de partage étant le rapport entre les quantités dis¬ soutes dans des volumes égaux, il faut tenir compte des volumes des solvants. La méthode du coefficient de partage présente donc deux avan¬ tages : 1° elle permet de s’assurer de la pureté du corps, le coefficient de partage devant être constant entre deux mêmes solvants ; 2° elle permet d’extraire complètement un corps dissous dans un liquide au moyen d’un solvant non miscible bien choisi. Ainsi s’explique l’utilisation de ce procédé dans le cas des antho- cyanosides, et nous allons voir que Wilestatter et Zollinger (1916). ont pu obtenir de cette façon des résultats précis et intéressants. La méthode est basée sur le fait que la solubilité des anthocya- nols et des anthocyanosides n’est pas la même dans l’alcool iso-amyli- que et dans une solution aqueuse d’acide chlorhydrique à 0,5 p. 100. Willstater a choisi ce chifTre car, si l’on emploie des acides plus dilués, il commence à se faire une isomérisation en pseudo-base. D’au¬ tre part, $i l’acide est plus concentré, le chiffre de partage rejoint celui dans l’alcool amylique. Alors que les anthocyanols sont facilement solubles dans l’alcool amylique, les monoglucosides le sont moins et les diglucosides s’y dis¬ solvent difficilement. Les chiffres seraient de 100 pour les anthocya¬ nols, 10 à 20 pour les monoglucosides et 1 à 2 pour les diglucosides. Ainsi peut-on connaître la pureté d’un pigment. Si un diglucoside ou un monoglucoside contient un peu d’anthocyanol, même des traces, 11 y a entre la l re et la 2° extraction par l’alcool amylique une forte baisse du coefficient de partage. Les auteurs complètent cette méthode par un examen colorimétri- que. Voici la marche suivie pour l’ensemble de l’opération : 0,01 g de chlorure du pigment est dissous dans 50 cm 3 d’acide chlorhydrique à 0,5 p. 100 et cette solution est extraite deux fois par 50 cm 3 d’alcool amylique qui doit être exempt de pyridine. Les solutions de compa¬ raison sont préparées pour chaque essai avec 1 à 2 mg de chlorure d’anthocyanol (pour dissoudre les chlorures difficilement solubles, on les chauffe avec 1 cm 3 d’acide chlorhydrique dissous dans l’alcool mé- Source : MNHN, Paris I.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. thylique el cette solution est ramenée à 50 cm* par l’alcool amylique). Les deux solutions obtenues par extraction avec l’alcool amylique sont comparées colorimétriquenient, chacune séparément, avec les solutions témoins de concentrations connues. La quantité de matière colorante dans la deuxième extraction est calculée d’après celle trouvée dans la première. Il faut tenir compte dans les calculs que, dans la deuxième solution, il y a moins de matière colorante ([lie dans la première. Si l’on obtient des chiffres analogues dans les deux extractions successi¬ ves par l’alcool amylique, cela prouve que le pigment est pur. Selon les auteurs, les solvants varient. Rosknheim préconise l’alcool butylique au lieu de l’alcool amylique ; il semble que l’alcool butyli- que soit à préférer dans le cas des diglucosides, le coefficient de par¬ tage dans l’alcool amylique étant trop faible. Mais la technique doit être très minutieusement précisée ; on sait que parfois le coefficient de partage varie avec la concentration, et les résultats sont alors faussés. Voici, par exemple, comment opèrent Lévy et Robinson (1931). La couleur des solutions dans les deux couches étant différente, ces auteurs les comparent directement entre elles, en utilisant des sol¬ vants ayant la môme composition pour les deux solutions à comparer. Pour cela, ils prennent M cm* de la couche d’alcool amylique et N cm* de la couche acide. Ils ajoutent à M cm* de la couche d’alcool pig¬ menté N cm* de solution d’acide chlorhydrique à 1 ou 0,5 p. 100 et complètent à 50 cm* avec de l’alcool éthylique. Cette solution est com¬ parée avec une solution contenant N cm* de la couche aqueuse acide additionnée de M cm* d’alcool amylique et complétée, elle aussi, à 50 cm* avec de l’alcool éthylique. L’alcool amylique et la solution aqueuse acide doivent être ame¬ nés à un équilibre réciproque ; pour cela, on agite l’alcool amylique à plusieurs reprises avec de la solution acide neuve à 0,5 p. 100 ou 1 p. 100 d’acide chlorhydrique ; cet alcool amylique sert à son tour à satu¬ rer la solution aqueuse chlorhydrique. Enfin, il est utile d’employer un écran vert pour la colorimétrie des pigments. Dans le cas des chlorures d’oenine synthétique et naturel, les coef¬ ficients de partage varient avec la concentration des solutions et, pour avoir des valeurs constantes, il faut ajuster l’alcool amylique. Au des¬ sous d’une certaine valeur de la concentration, il y a concordance en¬ tre les chiffres observés pour le chlorure naturel et pour le pigment synthétique. En portant, dans les courbes obtenues, en abscisses les logarithmes des concentrations de la solution amylique et en ordonnées ceux des concentrations dans la couche aqueuse acide, on obtient des droites de pente 0,5. Il semble donc que les sels des pigments soient associés à des molécules doubles en solution aqueuise et à des molécules simples dans l’alcool amylique. La couleur des solutions dans l'alcool amylique est notablement différente, d’un rouge plus bleu, que celle de la couche acide. Dans cette dernière, la concentration de l’ion Cl est si grande par rapport à Source : MNHN, Paris 20 CH. S ANN'II' ET H. SAl'VAIN. celle du pigment que la dissociation ionique doit intervenir. Les ions oxonium peuvent être, soit libres dans la solution, soit liés aux ions Cl par des électrovalences ; on peut admettre que l’association des sels ou des cations se produit en milieu aqueux. Il est probable que les difficultés rencontrées dans la cristallisa¬ tion des anthocyanosides et des anthocyanols à partir des solutions aqueuses acides sont liées à cette association, ainsi que le bleuisse¬ ment provoqué par le tanin dans les solutions d’oenine. Le tanin peut en effet se combiner à l’oenine, même en présence d’une grande quan¬ tité d’acide minéral. Mais on n’a pu encore établir si ce bleuissement est dû à la couleur de cette combinaison ou à la dissociation des com¬ plexes de l’oenine. La plupart des autres monoglucosides, la callistéphine par exem¬ ple, se comportent d’une manière plus normale que le chlorure d’oeni¬ ne, et leur coefficient de partage est indépendant de la concentration (Robinson, 1932). L’emploi des solvants variés et plus ou moins spécifiques est par¬ fois très avantageux. Ainsi Willstater (1918) est arrivé à séparer dans des mélanges complexes les anthocyanols et les anthocyanosides mono et diglucosides, à partir d’une solution aqueuse, par l’emploi des solvants organiques, en même temps qu’à l’aide de l’acide picrique, ou mieux des acides chloropicrique et dichloropicrique, qui ont une gran¬ de influence sur le coefficient de partage. L’éther seul ne permet pas l’extraction de l’anthocyanol à partir des solutions aqueuses acides, mais la solution éthérée d’acide picrique donne un rendement de 100 p. 100. Ce mélange est ainsi spécifique pour les anthocyanols ou les monoglucosides. Ces mêmes monoglucosides sont extraits par la diéthylcétone, à l’exclusion des diglucosides. Pour isoler ces derniers, on peut employer un mélange d’acétophénone, d’alcool amylique et d’acide picrique. On parvient ainsi à séparer et même à estimer à peu près quantitative¬ ment les trois catégories de substances qui constituent les pigments anthocyaniques. Dans certains cas, l’acétate d’éthyle a aussi été utilisé avec suc¬ cès, par exemple par Miss Grove et Robinson (1931) pour le chlorure de 3-Ê-galactosidylcyanidinol. Le chlorure est dissous, dans une solu¬ tion aqueuse saturée et froide d’acide picrique ; on agite avec 50 cm 3 d’acétate d’éthyle pur, préalablement saturé d’acide picrique. La cou¬ che d’acétate d’éthyle est séparée, diluée avec 300 cm 3 d’éther et extrai¬ te avec 100 cm 3 d’acide chlorhydrique à 0,5 p. 100. On lave deux fois la solution aqueuse acide avec 100 cm 3 d’éther et on compare au colo- rimètre avec la liqueur mère débarrassée également de l’acide picrique par l’éther. Dans ces conditions, l’acétate d’éthyle extrait jusqu’à 50,2 p. 100 du pigment à partir de la solution aqueuse d’acide picrique. Cette méthode est celle qui a servi en 1918 à Willstater et Schudel pour purifier un type nouveau d’anthocyanoside, celui d.e la betterave rouge, Beta vulgaris. Par suite de son instabilité, le pigment ne pouvait être extrait de sa solution aqueuse que par un mélange Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 21 d’alcool isoamylique et d’acétophénone contenant de l’acide dichloro- picrique. Nous verrons plus loin que celte classe des anthocyanosides azotes, qui se trouvent encore dans Bougainvillea glabra, Celosia cris- tata, Atriplex hortense atrosnnguineus, nécessite des techniques spé¬ ciales pour leur extraction et leur isolement. La deuxième inéhode qui a permis d’obtenir des produits très purs et de séparer les mélanges d’anthocyanosides en leurs constitu¬ ants est la chromatographie, surtout employée par Ivarrer et son école. Voici comment Karrer et Stro.vg (1936) décrivent l’isolement et la purification du chlorure de pœonine. La solution aqueuse du pigment, après filtration, est passée sur une colonne d’alumine ; à la partie supérieure se forme une bande poupre, au dessous une bande bleu vif. La colonne est lavée avec de l’eau jusqu’à ce que celle-ci passe absolument claire ; on élue alors la zone bleue avec de l’acide chlorhydrique dilué. L’élution de la zone pourpre est plus difficile et il faut la répéter deux fois. Les liquides d’élution et des derniers lavages sont concentrés et fournissent le chlo¬ rure de cyanine pur ; les premiers filtrats contiennent du chlorure de pæonine pur. Karrer et Weber (1936; ont réalisé par la même technique la séparation, des constituants d’un mélange d’anthocyanosides naturels, ceux provenant d ’AIthaea rosea (althéine). Après essai de différents adsorbants, ils choisirent du gypse spécialement préparé, en grains ne dépassant pas 15 microns. 2 g de chlorure d’althéine en solution aqueuse sont passés à tra¬ vers une colonne de gypse de 80 cm de haut ; le pigment se sépare en deux fractions, l’une S fixée à la partie supérieure de la colonne, l’autre F dans le filtrat. La fraction S est éluée par l’acide chlorhydri¬ que très dilué, dans lequel elle se dissout à chaud. Après évaporation de l’acide en excès et concentration de la solution dans le vide, on répète la chromatographie sur gypse, qui donne une séparation en deux zones colorées nettement distinctes, forment deux plages super¬ posées dans la partie supérieure de la colonne. S, en haut, S 2 au- dessous ; le filtrat ne contient plus de pigment. Les zones Si et S 2 sont éluées séparément par l’acide chlorhydrique dilué, évaporées et con¬ centrées dans le vide à 30°. On concentre de même la fraction F. Les trois solutions sont précipitées sous forme de picrates par une solution aqueuse d’acide picrique et les picrates recristallisés à partir de l’eau bouillante. Après plusieurs cristallisations, la fraction F donne de belles aiguilles. Les pigments sont transformés en chlorhydrates par dissolution dans l’alcool méthylique à 2 p. 100 d’acide chlorhydrique et précipi¬ tation par l’éther. Celui de la fraction F est le monoglucoside d’un éther diméthylique de la delphinidine. Par comparaison de ce pigment F au colorimètre avec des solutions tamponnées d’œnine et après vérification par la méthode de partage entre l’acide chlorhydrique diluée et l’alcool amylique, les auteurs concluent que F est vraisem¬ blablement de l’œnine. Source : MNHN, Paris 22 CH. S ANN I fi ET H. SAl'VAIN. La fraction S 2 fournit un chlorhydrate qui renferme 6,02 p. 10U de —OCH3 ; divers autres essais prouvent qu’il s'agit d’un monogluco- side de l’éther 3’-5’ dimélhylique de la delphinidine ; S] serait le mo- noglucoside de l’éther 3’ mélhylique de cette même delphinidine avec un peu de glucoside de la delphinidine. La séparation ainsi réalisée de composés très voisins dans un état de pureté assez grand permet de faire ensuite beaucoup plus aisément et sûrement les réactions spécifiques qui différencient les anthocyanols et les anthocyanosides les uns des autres. C’est une des grandes supé¬ riorités de la chromatographie ; en l'employant concurremment avec- la méthode de partage, on peut déterminer la constitution de pigments fort complexes. Les difficultés pour l’isolemeul et la préparation des produits purs sont particulièrement grandes avec les pigments azotés isolés depuis 1918 (Schudel) et classés avec les anthocyanosides, mais qui se séparent des trois grands groupes d’anthocyanosides précisément par la présence d’azote dans leur molécule. Le principal est la béta- nine de Beta vulgaris, étudié récemment par Ainley et Robinon (1937); il est difficile d’avoir des produits purs et le rendement de l’extraction est très faible. L’extrait acido-alcoolique de racine séchée est traité par la lithi- ne ; il se forme un précipite qui contient, après déshydratation, 16 p. 100 du pigment. La purification se fait par précipitation à l’acétate de plomb, puis par cristallisation à partir de la solution aqueuse acidifiée ou à partir de la solution alcoolique par l’éther exempt de peroxydes. Voici la technique mise au point par Pucher, Curtis et Vickery (1938). La pulpe de betterave, séchée et pulvérisée grossièrement, est traitée trois ou .quatre fois de suite par l'alcool à 95” bouillant en filtrant chaque fois, ce qui élimine beaucoup d’impuretés. 100 g du rési¬ du, séché et finement pulvérisé, sont extraits par 150 cm 3 d’alcool éthy¬ lique à 95° et 15 cm 3 d’une solution d’acide chlorhydrique à 20 p. 100 dans l’alcool. On agite vingt minutes à la température du laboratoire ; on ajoute encore 350 cm 3 d’alcool et on agite trente minutes. On sépare ce premier extrait qui contient la plus grande partie du pigment, et l’on répète quatre fois l’extraction dans les mêmes conditions. Après filtration, les extraits réunis sont neutralisés exactement au rouge con- go par addition goutte à goutte de solution aqueuse de lithine à 9 p. 100. Après dépôt du précipité, la couche alcoolique est décantée, le précipité lavé à plusieurs reprises par décantation avec de l’alcool à 95°, puis mis dans l’acétone et filtré. On sèche, on pulvérise finement et l’on conserve en flacons bouchés. Le rendement est en général de 5 à 8 g. Le pigment est ensuite purifié par précipitation à l’acétate de plomb. 5 g de poudre sont dissous dans 300 cm 3 d’eau ; on filtre, puis on ajoute très lentement une solution d’acétate de plomb à 30 p. 100, jusqu’à ce qu’un prélèvement témoin clarifié par centrifugation ne précipite plus. Le précipité est centrifugé, lavé trois fois à l’eau, mis Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS* ET DES FRUITS. -'?> en suspension dans l’acétone et filtré sous vide, de manière à avoir un gâteau eohérent qu’il ne faut pas sécher. Le produit est trituré avec 20 cm 3 d’alcool méthylique anhydre pour obtenir une pâte légère que l’on fait passer dans un tube à centrifuger à l’aide d’alcool méthylique. Le précipité collecté est lavé deux fois avec 20 cm 3 d’alcool méthylique acidifié et deux fois avec 10 cm 3 d’alcool méthylique anhydre. On réunit les extraits clairs obtenus et on les traite avec cinq à six volu¬ mes d’éther soigneusement débarrassé de peroxydes afin d’éviter l’oxy¬ dation et la destruction partielle du pigment. On abandonne au frais plusieurs heures, puis le précipité est filtré, lavé à l’éther et séché dans un exsiccateur sur acide sulfurique. Rendement : 0,5 g à 0,7 g. Pour faire cristalliser, on met 500 mg du pigment ainsi purifié dans 4,5 cm 3 d’eau et on triture pour désintégrer complètement lés particules. On chauffe alors au bain-marie jusqu’à ce que la solution soit à 70", on ajoute 0,5 cm 3 d’acide chlorhydrique décinormal et on agite jusqu’à ce que la température atteigne 75-76°. La solution est rapidement filtrée et le résidu lavé à l’eau chaude. Le filtrat clair est abandonné au frais pendant six heures, on filtre de nouveau et on lave successivement à l’eau glacée, à l’alcool absolu et à l’éther pur. On sèche pendant une nuit sur vide sulfurique, on pulvérise dans un mortier d’agate et on sèche sur anhydride phosphorique à la tempé¬ rature du laboratoire. Le rendement est de 0,2 à 0,3 g. Pour obtenir l’aglycone, la bétanidine, voici comment procèdent Ainley et Robinson (1937). La pulpe de betterave est mise à macérer dans l’eau où elle fermente spontanément, puis on extrait à l’alcool amylique et on sépare le pigment de ce solvant par l’éther de pétrole. On le reprend ensuite par l’eau en solution concentrée et on le purifie à l’aide de différents solvants, pour terminer par une cristallisation dans l’acide chlorhydrique dilué. Comme on le voit, l’isolement des pigments azotés est plus délicat encore que celui des anthocyanosides ordinaires. Nous terminerons leur étude par l’exposé du procédé employé par Price et Robinson (1937) pour l’extraction, l’isolement et la purification du pigment azoté de Bougainvillea glabra. Les bractées des fleurs sont séchées dans un courant d’air et pul¬ vérisées. 1000 g de cette poudre sont recouverts d’alcool méthylique chlorhydrique, en remplaçant plusieurs fois le solvant. Au bout d’un à quatre jours, la solution est mise de côté et on fait une nouvelle extraction avec un second kilog. de poudre. Par traitement à l’éther de pétrole, toute la matière colorante des extraits est précipitée. Le résidu, décanté après quelques heures de repos, est dissous dans l’alcool mé¬ thylique chlorhydrique à 1 p. 100 et les pigments reprécipités des solu¬ tions filtrées. Le résidu, d’un rouge bleuté intense, est séché sur du chlorure de calcium, formant une masse pourpre foncé, insoluble dans le benzène, le chloroforme, l’éther, l’acétate d’éthyle et l’acide acétique, partiellement soluble dans l’alcool propylique et complète¬ ment soluble dans les alcools éthylique et méthylique. Ce résidu n’est pas non plus complètement soluble dans l’eau ou les acides dilués ; Source : MNHN, Paris 24 CH. S AN N Ilî liT H. SAUVAIS. l’addition de sels neutres augmente la quantité insoluble. La solution dans l’eau salée contient un mélange de mono et diglucoside. Le coef¬ ficient de partage dans l’alcool isoamylique est négligeable, celui dans l’alcool butylique assez faible. L’extraction peut être faite à l’alcool propylique, mais une petite quantité de pigment, sans doute digluco- sidique, n’est pas extraite de cette manière. La fraction insoluble n'a pas un caractère glucosidique et elle doit être purifiée en l’agitant avec de l’alcool butylique et de l’eau salée, ce qui élimine beaucoup d’impuretés qui y sont insolubles. Le produit brut contient de nombreuses substances à poids moléculaire élevé, tels que protides, polysaccharides, etc...; on ne peut pas le transformer en sels cristallisés tels que picrates, perchlorates, complexes avec le perchlorure de fer. La matière colorante est elle-même, à cet état brut, très instable à la fois en solution acide et en solution alcaline. Le premier essai de purification fut réalisé avec la cyclohexanone et l’acide picrique ; on put ainsi concentrer la matière colorante, mais la méthode, ne donnant pas un rendement suffisant, fut abandonnée. On fit alors une adsorption cliromatographique sur alumine. On obtient deux zones bien définies, la supérieure rouge foncé, l’inférieure jaune vif. L’anthocyanol ne peut ainsi être séparé de l’anthocyanoside, bien que ce dernier soit plus complètement adsorbé à partir de ses solutions alcooliques que de ses solutions aqueuses. Le pigment jaune est un mélange d’un glucoside avec son aglycone. Les solutions utili¬ sées pour l’adsorption sont neutralisées et on recommence l’adsorption en les agitant successivement avec de petites quantités d’alumine. On lave celle-ci avec de l’alcool méthylique et de l’eau jusqu’à ce qu’on obtienne des eaux de lavage incolores. On peut utiliser aussi l’extrac¬ tion avec l’alcool propylique qui permet une bonne séparation du mono et du diglucoside. Le schéma ci-contre résume la méthode employée par Pricf. et Robinson. On n’a pu isoler de B un produit susceptible d’être analysé. Pour séparer l’anthocyanol dans les fractions A et C, l’élution de l’alumine est faite par l’alcool méthylique ou par l’acide chlorhydrique aqueux. Mais l’emploi d’un solvant acide ne donne pas un produit très pur. Robinson, après essai avec des solutions aqueuses de carbonate de sodium et d’ammoniaque, utilisa le phosphate disodique en solution chaude qui enlève toute la matière colorante sans provoquer de décom¬ position. L’extrait phosphatique est saturé avec du chlorure de sodium, filtré, acidifié avec de l’acide chlorhydrique et l’extraction est faite à l’alcool butylique. La couche d’alcool butylique est agitée avec un peu d’eau et on y ajoute du carbonate de sodium en quantité juste suffi¬ sante pour faire passer la matière colorante dans la solution aqueuse. On répète l’opération et, en acidifiant la solution aqueuse concentrée, on obtient un précipité semi-cristallin en aiguilles noires avec reflet vert que l’on sèche. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 25 Un mélange de suhstance hrute (20 p). d'eau saturée de sel (500 cm 3 ) d'alcool butylique (5u0 cm 3 ) et de HCl (3 à 5 poulies), est agité pendant 4 heures et filtré. Y Alcool bulylique agité avec CINa à saturation Sol. de CINa ex¬ traite deux fois avec l'alc. butyli¬ que, filtrée et sé¬ parée Ilésidu traité avec une solution de CINa et ch, ch 2 que l’on peut considérer, ainsi que nous l’avons dit, comme la sub¬ stance-mère de tous les pigments flavoniques et anthocyaniques. Du chromanne, par oxydation du CH 2 en 4, on passe à la chromanone (III), puis par déshydrogénation, à la chromone (IV) : O O ;CH V\V U co CO Source : MNHN, Paris LES COULEL'KS DES FLEL’HS ET DES FRUITS. Les pigments flavoniques dérivent de ces deux noyaux par sub¬ stitution en 2 ou 3 d’un radical phcnyle. La déshydrogénation totale du noyau pyronique A aboutit au noyau du benzopyrilium, d’où dérivent les colorants anthocyaniques. L’addition d’un groupe phényl en 2 sur la chroinanone aboutit aux flavanones : O ch—^ B A On connaît de nombreuses flavanones, naturelles ou de synthèse, hydroxylées ou méthoxylées sur les noyaux A, B et C. La plupart ont un OH ou un OCH 3 en 4’ et certaines, comme la strobopinine et le matteucinol, possèdent un ou deux groupes méthyle CH 3 sur le noyau A en 2 ou sur le noyau B en 6 et 8. La perte de deux atomes d’H par les carbones 2 et 3 du noyau pyronique A aboutit aux flavones : Les dérivés flavoniques naturels ont toujours un ou plusieurs oxhydriles, soit sur le noyau B, soit sur le noyau C ; ce sont des hydroxyflavones. Ces oxhydriles peuvent être libres ou sous forme d’éthers (le plus souvent éthers méthyliques) ou de glucosides. La présence d’un oxhydryle en 3 dans le noyau pyronique A im¬ prime à la molécule des propriétés particulières ; on obtient ainsi les flavonols : O ; • j ~ \—/ nx/X/GOK CO dont nous verrons plus loin les réactions caractéristiques (p. 71 et suivantes). Comme les flavones, les flavonols possèdent un ou plusieurs hydroxyles phénoliques aussi bien sur le noyau B que sur le noyau C. La numérotation est la même que pour les flavones. Ainsi, à la 5-7-4’ trihydroxyflavone (apigénine) correspond le 5-7-4’ trihydroxyflavonol. Source : MNHIl Paris 32 CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. que l’on peut encore désigner comme 3-5-7-4 1 tétrahydroxyflavone (kaempférol). O O HOfY\-f 5-7-4’ trihydroxyflavone (apigénine) V\/° H OH CO 5-7-4’ trihydroxyflavonol (Kaempférol) Des substitutions semblables se retrouvent chez les flavanones et les isoflavones. La naringénine est la 5-7-4’ trihydroxyflavanone et la génistéine la 5-7-4’ trihydroxyisoflavone. hoY/NH— "Y >: ÜÜ™. OH CO _/ 0H Un ou plusieurs des oxhydryles phénoliques peuvent être mé- thoxylés, aussi bien dans les noyaux B ou C que sur I’oxhydryle en 3 du noyau A. A l’apigénine corespond l’acacétine qui est la 5-7-dihy- droxy 4’-méthoxyflavone, au kaempférol le kaemféride (5-7-dihydroxy 4’méthoxyflavonol), à la génistéine la prunétine (4’-méthoxygénistéine), enfin à la naringénine la 5-7 dihydroxy-4’-méthoxyflavanone ou isosa- kuranétine. Le passage des flavanones aux flavones et aux flavonols se fait assez facilement, soit en bromurant le groupe CH 2 en 3 de la flavanone, puis en enlevant HBr par la poLasse, soit directement par déshydro¬ génation à l’aide de PC1 5 . Dans certains cas, le brome se fixe sur le noyau benzénique ; on peut utiliser la bromuration des acétates des hydroxyflavanones ou de leurs glucosides sous l’action des rayons ultra-violets (Zemplen et Bognar, 1943). Pour passer des flavanones aux flavonols, on peut nîtroser la flavanone sur le CH 2 en 3, puis hydrolyser le dérivé isonitrosé ainsi formé par un acide minéral, ou bien oxyder directement la flavanone par un oxydant tel que l’eau oxygénée, etc... (voir p. 91). Par les méthodes synthétiques qui seront décrites plus loin, on est parvenu à préparer de nombreuses flavones ou isoflavones avec des substitutions diverses sur les noyaux B et O : furanoflavones, dioxy- méthylèneflavones, etc... Ainsi, la karangine est un furanoflavonol portant un noyau furane accolé en 7-8 au noyau B : u&\ O -1 tocH 3 Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 33 La ginkgétine est une 5-8 dihydroxy-4’-méthoxyflavone portant en 6 ou 7 sur le noyau B un groupe C 3 H 4 Ô ou C 3 H e O, peut être méthyl- furanique (Baker et Simmonds, 1940). L’osagine et la pomiférine sont des dérivés complexes des 5-4’ dihydroxy et 5-3’4’ trihydroxyisofla- vones, pour lesquelles les formules suivantes ont été proposées (Wol- from, Johnson, Harris et Wildi, 1943) : (R == H pour l’osagine, OH pour la pomiférine). ^ 0 S ! ' CH2/ ^hco CH x /CH 3 ^ C \ch 3 CH/V^ chL jO isoosajine et isopomiférino Constitution de§ glucosides flavoniques. Suivant la nature de l’aglycone, on pourra se trouver en présence de flavonosides dans lesquels l’aglycone est une flavone, de flavonolo- sides dans lesquels c’est un flavonol, de flavanonosides renfermant une flavanone, ou d’isoflavonosides à base d’isoflavones. Dans chacune de ces catégories, les hétérosides diffèrent les uns des autres, soit par la nature, soit par le nombre, soit enfin par la position des molécules de glucides. Le glucide le plus souvent retrouvé est le glucose, et l’on rencontre de nombreux monoglucosides. Dans certains cas, le glucose est uni à un autre ose pour former des diholosides tels que le rutinose qui est un rhamnoglucoside (rutine, multiflorine, naringine, hespéridine, etc...) ou l’apiol (apiine, diosmine). Le rhamnose peut exister seul, comme dans l’acaciine qui en ren¬ ferme deux molécules, ou uni à une ou plusieurs molécules de glucose (rutinose) ou de galactose (rhamnogalactose de la robinine). Le maltose est moins fréquent ; on le trouve par exemple dans la lutéine formée de lotOflavonol, d’une molécule de maltose et d’acide cyanhydrique. Alors que l’on trouve très fréquemment dans les anthocyanosides deux molécules de glucide fixées en des points différents de la molé¬ cule (dimonosides), cela est rare chez les glucosides flavoniques. On a signalé dans le Forsythia un diglucoside du quercétol ; la butrine est aussi un diglucoside. Le plus souvent, il existe deux molécules de glucides liées ensemble, formant un biose ; on en trouve rarement trois. Cependant Mémoires du Muséum, Botanique, t. II. 3 Source : MNHN, Paris 34 CH. SANNIÉ ET H. SAÜVAIN. la robinine possède une molécule glucidique laite de deux molécules de rhamnose et d’une molécule de galactose ; celle de xanthorhamnine comprend trois molécules de rhamnose. Dans les glucosides llavoniques, le glucide occupe en général la position 7 (apiine, acaciine, diosmine, lotusine, baïcaline, etc...), cependant dans le glucoside de la chrysine, le glucose se place en 5. Dans les glucosides à llavonols, c’est le plus souvent en 3 qu’est iixé le glucide ; ainsi la robinine est un 3-rhamnogalactoside, la mul- tiflorine un 3-rhamnoglucoside, la kaempféritrine un 3-dirhamnoside, la xanthorhamnine un 3-trirhamnoside, etc... Dans la querciméritrine, le glucose est en 7 ainsi que dans la gossvpitrine, la quercctagitrine et l’herbacitrine. Signalons aussi que, dans le glucoside du Crocus St John Bright, l’un des glucoses se trouve en 3, l’autre en 4’, donc sur le noyau C ; il en est de même dans un flavanonoside. Dans les flavanonosides, il semble que la position 7 soit le plus souvent occupée par le glucide (naringine, hespéridine). Cependant le glucose de la sakuranine est en 5, celui de la liquiritine en 4’ et la butrine a deux groupes glucidiques en 3’ et 7, donc dans deux noyaux différents comme pour le glucoside du Crocus. Dans le groupe des isoflavones, seule la position 7 est occupée par le glucide (daidzine, génistine, prunitrine, iridine, etc...). Signalons en passant qu’il n’existe qu’une seule isoflavone non glucosidifléc : la biochanine A de la graine de Chana. ■ La formule de constitution des flavanones (formule I) montre que ces composés renferment en 2 un atome de carbone assymétrique dans le noyau A ; les flavanonols (formule II) en ont deux, en 2 et 3. H On connaît en effet certaines flavanones qui sont actives sur la lumière polarisée ; ainsi le citrifoliol (Sannié et Sosa, 1949) correspond à l’isosakuranétine gauche (voir page 51). Les pigments anthocyaniques. Comme nous l’avons dit, ce sont eux qui colorent beaucoup d’or¬ ganes végétaux en bleu, violet, rouge ou brun. Mais, à l’encontre des pigments flavoniques, ils existent généralement à l’état naturel sous forme de glucosides, hydrolysables en glucides et un aglycone appelé anthocyanol (ou anthocyanidine). Ils peuvent aussi exister dans les plantes à l’état de composés incolores, les leucoanthocyanosides, que l’action des acides transforme en anthocyanosides colorés. Enfin par¬ fois, mais assez rarement, on les a signalés à l’état libre (Shriner et Anderson, 1928, dans certains raisins). Ce sont les travaux de Willstater et de ses élèves, de 1913 à Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. :sô 1917, qui établirent la constitution de ces substances et permirent ainsi d’en faire ensuite la synthèse. Les anthocyanols, comme les flavones, dérivent du chromanne, mais dans lequel le cycle pyranique est entièrement désaturé, formant un noyau benzopyrylium : n/^ch chromanne benzopyrylium 2-phényl-benzopyrylium dans lequel, comme chez les flavones, le carbone en 2 est substitué par un radical phényle. Les anthocyanols sont donc des dérivés du 2- phényl-benzopyrylium. Nous verrons plus loin comment on peut inter¬ préter cette formule. Dans les anthocyanols, comme dans les flavones, un certain nombre d’atomes d’hydrogène des noyaux A, B et C peuvent être rem¬ placés par des oxhydryles. Mais il faut noter que, contrairement à ce que l’on observe dans les flavones, les atomes de carbone : 3 du noyau A, 5 et 7 du noyau B et 4’ du noyau C sont toujours, sauf dans l’api- génidine, substitués par un OH ; et que les OH en 3,5 et 4’ ne sont jamais sous forme de méthoxyles ; les anthocyanols seront donc des dérivés du 3-5-7-4’ tétrahydroxy-2-phénylbenzopyrylium : HO^V^—c ^OH Il peut exister en outre, comme on le verra plus loin, soit sur B, soit sur C, d’autres oxhydryles phénoliques, soit libres, soit méthoxy- lés. Les anthocyanols se combinent avec des glucides, glucose, galac¬ tose, rhamnose, gentiobiose, pour former des mono ou des dihétéro- sides. Les radicaux glucidiques se fixent le plus souvent en 3 dans les monohétérosides, qu’il s’agisse d’un monose ou d’un biose, et en 3 et 5 dans les dihétérosides. Certains anthocyanosides renferment aussi, en plus des glucides et des anthocyanols, des acides organiques combinés à la molécule. On peut les séparer par hydrolyse alcaline à la température ordi¬ naire ; ce sont l’acide p.hydroxycinnamique, l’acide p.oxybenzoïque, l’acide malonique, etc... Avant de procéder à l’analyse d’un anthocyanoside, il faut s’assu¬ rer qu’il est pur-et n’est pas constitué par un mélange. C’est là, comme nous l’avons dit, un problème très difficile et qu’il n’est pas toujours possible de résoudre ; il est cependant essentiel. La première étape pour déterminer la constitution de ces pig- Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. 36 ments est leux- hydrolyse. Celle-ci se fait en milieu acide et doit être assez brutale, car il est necessaire de laisser l’anthocyanol le moins longtemps possible au contact de l’air dans le milieu aqueux bouillant. Cette hydrolyse s’effectue en faisant bouillir le pigment pendant 2 ou 3 minutes environ ou même seulement 30 secondes, avec de l’acide chlorhydrique à 10 ou 20 p. 100. Voici comment Reynolds, Robinson et Scott-Moncrieff (1934) hydrolysent le chlorure de delphinine. Le pigment glucosidique cristallin est traité par un excès d’acide chlorhydrique bouillant pendant deux minutes. L’anthocyanol se sépa¬ re d’un précipité apparemment amorphe, à peu près noir, et montre toutes les réactions qualitatives du chlorure de delphinidine. Il est à peu près complètement extrait des solutions aqueuses acides au moyen de l’alcool amylique, et la couche de solvant organique agitée avec de l’acétate de soude devient bleu-violette. Le lavage avec l’acide chlorhy¬ drique à 1 p. 100 extrait peu de pigment de la solution dans l’alcool amylique. Karrer hydrolyse la vicinine en dissolvant 0,994 g de glucoside dans l’eau, ajoutant 15 cm 3 d’acide chlorhydrique concentré et chauf¬ fant deux minutes et demi. Par refroidissement, 0,371 g de chlorure de delphinidine cristallise. Dans la solution épuisée à l’alcool amylique, puis à l’éther, on peut caractériser le glucose et le rhamnose. C’est à l’hydrolyse alcaline à la température ordinaire au contrai¬ re que l’on s’adressera pour obtenir les acides organiques parfois com¬ binés dans la molécule, tels que l’acide p-hydroxycinnamique, l’acide p.hydroxybenzoïque ou l’acide malonique que l’on obtient ainsi sous forme de sels de Na. Les anthocyanols. La structure fondamentale de ces aglycones est relativement plus simple que celle des flavones ; on y retrouve toujours en effet le sque¬ lette du trihydroxy 5-7-4’-phényl-2-benzopyrylium, ce qui fixe en par¬ ticulier la position des groupes OH du noyau benzopyranique. Ainsi tous les anthocyanols naturels peuvent-ils être rattachés à quatre types fondamentaux, différant entre eux par le nombre d’oxhydriles des noyaux A et C. De ces groupes fondamentaux dérivent, par méthylation de cer¬ tains de ces oxhydryles, quatre autres types mono, di ou triméthylés. C’est de ces huit modèles que dérivent tous les anthocyanosides trou¬ vés dans la nature jusqu’à maintenant. Le type le plus simple est celui de l’apigénidine (I), le seul qui ne possède pas d’OH en position 3 sur le noyau A. L’apparition d’un OH en 3 dans la molécule de l’apigénidine donne la pélargonidine (II) qui possède un seul OH en 4’ sur le noyau C. S’il y a deux OH sur ce même noyau, en positions 3’ et 4’, on a la cyanidine- (III) ; s’il y en a 3, en 3’, 4’ et 5’, on obtient la delphinidine (IV). L’éther méthylique en 3’ de la cyanidine est la pæonidine (V). A la delphinidine correspondent trois éthers méthyliques : un monoéther Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. en 3', la pétunidine (VI), un diéther, la syringidine (VII) en 3’-5’ et un triéther en 3’-5’- et 7, l’hirsutidine (VIII). Voici les formules de ces anthocyanols : HO^»VÏ^Ç_ IIO^AP ^OII SL 0 oh ^OH Pélargonidine (chlorure de tétrahydroxy 3-5-7-4’-phényl-2 benzopyrylium) Cyanidine (chlorure de pentahydroxy 3-5-7-3’-4’-phényl-2 benzopyrylium) Delphinidine (chlorure de hexahydroxy 3-5-7- 3’-4’-5’-phényl-2 benzopyrylium) Ether monométhylitjue e de la cyanidine Pæonidine Ether monométhyliau de la delphiniaii Pétunidine HOj^Y'V"' yu° H _OCH, %0H uofY%- OCHj ^OH Ether diméthylique en 3’-5’ de la delphinidine Syringidine Cl Ether triméthylique en 7-3’-5’ de la delphinidine Hirsutidine SL O OCH 3 CH.O^Y^-f Y OH 0CH ' OH VIII OH. Source : MNHN, Paris 38 CH. SAXN'IÉ ET II. SAUVAIS. On peut encore citer l’éther méthylique en 7 de la cyanidine, moins important, car il n’a été trouvé jusqu’ici que dans le glucoside extrait du chou rouge. Il est possible que certains pigments anthocyaniques, dont la constitution est encore mal connue, diffèrent des types indiqués ci- dessus. Ce serait le cas, en particulier, pour certains éthers monomé- thyliques de la delphinidine, pour le pigment de la pomme de terre violette qui aurait trois groupes OH et un groupe O CH S fixé sur le noyau A, etc... Jusqu’à maintenant, cependant, on peut admettre que la très grande majorité des anthocvanols naturels correspond aux types ci-dessus. Nous indiquerons, dans la partie systématique de cet exposé, les anthocyanosides qui se rattachent à chacun de ces types. La présence de plusieurs oxhydryles phénoliques chez certains anthocyanols leur imprime des caractéristiques spéciales. Ainsi tous les anthocyanols ayant au moins deux OH libres en ortho dans leur noyau C (cyanidine, delphinidine, pélunidine) ou les glucosides qui les contiennent, rouges en solution aqueuse ou alcoolique, virent au violet ou au violet bleu si on ajoute à leur solution une petite quantité de perchlorure de fer. Cette réaction, qui n’est donnée par aucun des anthocyanols n’ayant pas deux oxhydryles en ortho, est très sensible et très précieuse pour l’identification de ces substances. Il faut tout d’abord insister sur le fait que l’on ne peut élucider la structure d’un anthocyanol que si celui-ci est tout à fait pur. La pre¬ mière étape sera donc une purification soigneuse que permet, le plus souvent, seule l’analyse chromatographique. La constitution des anthocyanols a pu être établie tout d’abord par la fusion alcaline. Celle-ci s’applique de préférence à la détermination du résidu phloroglucique ; tous en effet donnent par fusion alcaline du phloroglucinol, un acide phénol variable et de l’acide acétique. Cl Pélargonidine Phloroglucinol + acide p.hydroxybenzoïque + acide acétique Cette méthode présente cependant l’inconvénient de ne pouvoir être appliquée à déterminer la structure des dérivés méthoxylés, les groupes méthoxylés pouvant être saponifiés dans ces conditions. On opère de la façon suivante : 0,50 g d’anthocyanol (par exemple chlorure de pélargonidine) sont projetés dans un creuset d’argent ou de nickel contenant 10 g de po¬ tasse caustique et 3 cm 3 d’eau et chauffé à 220° ; puis on élève rapi¬ dement la température jusqu’à 250° environ et on la maintient ainsi deux ou trois minutes. Le résidu refroidi est repris par l’eau où il se dissout, acidifié, et la solution aqueuse acide extraite à plusieurs repri- Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 3!) ses à l’éther dans lequel passent les produits de la destruction alca¬ line. L’extrait éthéré est agité avec une solution de bicarbonate alcalin qui dissout l’acide p.hydroxybenzoïque, tandis que le phloroglucinol reste dans l’éther. On peut, dans certains cas, remplacer la potasse caustique par la même quantité de carbonate de potassium, on ajoute l’anthocyanol (cvanidine) à 100", puis on élève rapidement la température jusqu’à 250° pendant deux à trois minutes. La décoloration est complète vers 210 - 220 °. De la solution éthérée, séchée et évaporée, on obtient le phloroglu¬ cinol cristallisé. Pour éviter l’hydrolyse des méthoxyles, Karrer a proposé deux méthodes d’un emploi plus général : la décomposition par l’eau de baryte ou les alcalis dilués, et la coupure oxydative par l’eau oxygénée. Décomposition par le baryte ou les alcalis dilués. On chauffe l’anthocyanol pendant une ou deux heures, ou plus longuement si cela est nécessaire, avec une lessive de soude diluée à 10-15 p. 100 ou avec une solution de baryte à 10 p. 100, puis on opère la séparation du phloroglucinol et de l’hydroxyacide comme dans le cas de la fusion alcaline. 1 g de chlorure d’œnine ou de chlorure de syringidine est dis¬ sous dans 15 cm 3 de lessive de soude à 12 p. 100 et chauffé deux heu¬ res à l’ébullition dans un courant d’hydrogène. La liqueur refroidie est acidifiée par de l’acide sulfurique dilué, filtrée, puis extraite à plu¬ sieurs reprises à l’éther. L’extrait éthéré est lui-même repris deux ou trois fois par une solution de bicarbonate de sodium, qui dissout les hydroxyacides ; après acidification de cette dernière, on l’extrait à l’éther qui est évaporé. L’huile obtenue, malaxée avec un peu d’eau, se prend en masse ; l’acide est redissous dans l’eau, décoloré au noir et recristallisé. On obtient ainsi l’acide syringique à partir de l’oenine, de la malvine ou de la syringidine, et de l’acide vanillique à partir de la pæonidine. O ULH3 HO 21 O OCH, + HOCO— ^ QH ~~~OCH 3 OCH 3 Syringidine Phloroglucinol + acide syringique Cl O och 3 HO^ipH ^jOCHj -+ llOCO—^ ; ^OH . pæonidine Phloroglucinol + acide vanillique Source : MNHN, Paris 40 CH. SANNIÉ ET H. SAl'VAIN. La décomposition par les alcalis dilués ou la baryte est particu¬ lièrement indiquée lorsque des oxhvdryles phénoliques sont bloqués sous forme de méthoxyles. Oxydation par l’eau oxygénée. Karrer a montré que l’eau oxygénée, même très diluée, oxydait les anthocyanols rapidement et à la température ordinaire en donnant des hydroxyacides aromatiques aux dépens de leur noyau C. Le ren¬ dement est si bon que ce procédé est souvent préférable à l’hydrolyse barytique. Par contre, il ne permet pas d’isoler la partie phlorogluci- que, et il ne s’applique pas aux anthocyanols contenant deux oxhvdry- les voisins dans le noyau C, comme la cyanidine ou la delphinidine ; dans ce cas, en effet, les dérivés pyrocatéchiques ou pyrogalliques qui se forment sont oxydés à leur tour en résines noires insolubles. L’oxydation a lieu aux mêmes points qu’avec les hydrolyses bary¬ tique ou potassique, et les groupes méthoxy sont entièrement respec¬ tés. On peut, par exemple, ajouter à une solution de chlorure de syrin- gidine dans 60 cm 3 d’eau chaude, 40 cm 3 d’eau oxygénée à 30 p. 100. On laisse reposer 5 heures et il se sépare une petite quantité de pro¬ duit insoluble dans la solution décolorée. Après une nuit, on élimine le précipité formé et l’on extrait la solution à l’éther. L’extrait éthéré, lavé à l’eau pour enlever l’excès d’eau oxygénée, est évaporé ; le résidu d’acide syringique cristallisé est purifié par recristallisation de l’eau. Cette oxydation par l’eau oxygénée présente un grand intérêt du point de vue biologique, car elle s’effectue si facilement que les quan¬ tités pourtant minimes d’eau oxygénée formées par l’action des radia¬ tions ultra-violettes sur l’eau sont suffisantes pour décolorer les solu¬ tions aqueuses d’anthocyanols. Sous l’action d’une lampe en quartz à vapeurs de mercure, une solution aqueuse de chlorure de malvine est rapidement décolorée, et l’on peut en isoler l’acide syringique for¬ mé. On peut donc penser qu’un tel processus joue un rôle dans les fleurs, tout au moins quand elles se fanent. L’oxydation des anthocyanosides par l’eau oxygénée ne permet pas, le plus souvent, de déterminer la structure de l’anthocyanol constituant l’aglycone. Ceci tient à ce que la plupart des anthocyanosides ont un résidu glucidique en 3 qui stabilise le noyau pyranique et empêche sa destruction. Au contraire, comme nous allons le voir, ce fait permet souvent d’obtenir des renseignements intéressants sur la position des groupes glucidiques dans les anthocyanosides. Constitution des anthocyanosides. La structure des anthocyanols étant connue, il reste à établir la nature des glucides et leur mode de liaison avec l’aglycone. Il faut ensuite, s’il en existe, identifier les acides combinés à la molécule d’an- thocyanoside et préciser leur mode de liaison. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. La nature des glucides liés aux anthocyanols est déterminée, dans le liquide d’hydrolyse acide ou fermentaire, par les méthodes habituel¬ les d’identification des glucides. Ceux que l’on trouve le plus souvent sont le glucose, le galactose, le rhamnose ; on a signalé exceptionnel¬ lement l’isorhodéose, sous forme d’un isorhodéoglucose dans la négré- tine des pommes de terre violettes. Les hexoses et les pentoses sont, soit seuls, soit combinés entre eux pour donner des diholosides. Cette analyse est rendue difficile par le fait que, dans la plupart des organes végétaux, on se trouve en présence d’un mélange d’antho- cyanosides, et ce n’est que très rarement qu’il y en a un seul. Le plus souvent, le mélange est constitué par des glucosides d’un anthocyanol appartenant à l’un des types fondamentaux et par ses dérivés mono ou polyméthoxylés ; un tel mélange est extrêmement difficile à sépa¬ rer, et celà est parfois impossible malgré de très nombreuses cristal¬ lisations. Il faut donc s’adresser à l’analyse chromatographique qui donne presque toujours d’excellents résultats (voir p. 21). Pour préciser les emplacements des glucides dans la molécule, Karrer a tout d’abord utilisé une méthode indirecte. Les anthocyanols ont tous des oxhydryles phénoliques libres dans leur molécule. Si on bloque tous ces oxhydryles par un radical méthoxy OCH 3 , on constate que les alcalis précipitent l’anthocyanol ; si au contraire un ou plu¬ sieurs oxhydryles sont libres, la soude en excès dissout aisément le colorant en une solution. Cependant l’oxhydryle en position 3 n’est pas assez acide pour former un sel soluble et fait exception à cette règle ; les anthocyanols complètement méthoxylés, sauf sur l’oxhydryle en 3, sont précipités de leurs solutions acides par les alcalis. Karrer a donc méthylé complètement par le sulfate de méthyle en présence d’alcali les anthocyanosides qu’il étudiait, puis a saponifié les liaisons glucosidiques par hydrolyse acide. Si les colorants ainsi formés sont précipités par alcalinisation de leur solution, c'est que le glucide était fixé en position 3 ; si au contraire ils sont dissous, c’est qu’au moins un des groupes OH des noyaux A et C était bloqué par un glucide. Ainsi, la monardine, la pæonine, la cyanine et la malvine, après ce traitement, donnent un colorant précipité par les alcalis ; tous ces anthocyanosides sont donc des 3-glucosides. Comme le fait observer Karrer, il est probable que cette gluco- sidification de l’oxhydryle en 3 présente un intérêt biochimique. Les 3-glucosides des anthocyanols conservent en effet leur couleur bleue en milieu alcalin bien plus longtemps que les anthocyanols correspon¬ dants. La formation d’un 3-glucoside représente donc pour la plante un moyen de protection contre l’altération rapide de la couleur par le suc cellulaire alcalin. Mais la méthode de méthylation complète ne renseigne qu’impar- faitement sur la position des groupes glucidiques lorsqu’ils sont ail¬ leurs qu’en 3, et souvent ses résultats prêtent à des interprétations dif¬ férentes. Ainsi Karrer a-t-il proposé d’utiliser l’action de l’eau oxygénée sur les anthocyanosides. L’oxydation par ce réactif des composés sim- Source : MNHN, Paris •12 CH. SANNlfi KT H. SAU VAIN. pies du pyrylium aboutit d’abord à une coupure du noyau pyronique entre les carbones 2 et 3 ; il en est de même avec les anthocyanosides, mais ceux dont l’oxhydryle en 3 est bloqué par glucosidification sont moins complètement et moins vite attaqués que ceux dans lequel cet oxhydryle en 3 est libre. Ainsi la vitesse de l’oxydation fournit déjà des renseignements sur la nature de l’oxhydryle en 3. Mais c’est surtout la détermination des produits d’oxydation et de leurs dérivés qui permet, dans certains cas tout au moins, de dé¬ terminer avec plus de précision la position des groupements sucrés. Le processus de décomposition et le rendement des fractions diffèrent selon le colorant envisagé. Une étude complète de ces produits de dégradation a été faite par Karrer dans le cas de la malvine et de son dérivé piéthoxylé en 7, l’hirsutine. La malvine (1) est un diglucoside de la svringidine : O OCH 3 ^OII Si on traite le chlorure de malvine par l’eau oxygénée à 30 p. 100 la coloration rouge disparaît en'dix à vingt minutes et, quelques heu¬ res après, cristallise en masse le produit d’oxydation incolore, la mal- vone, de formule G> 9 H 36 O 20 - L’oxydation a non seulement coupé le noyau pyronique B entre les carbones 2 et 3, mais aussi oxydé la fonc¬ tion alcoolique en 3 en donnant un COOH ; de même, le carbone 2 est oxydé en un groupe CO, formant un ester avec l’oxygène pyronique en I. Si Poxhydryle en 3 est glucosidifié, la liaison glucosidique est transformée par oxydation en fonction ester. Effectivement, la saponi¬ fication alcaline (qui ne touche pas les liaisons glucosidiques) coupe la malvone (II) en une molécule de glucose (III) et une molécule d’aci¬ de syringique (IV) : O _OCH 3 HO^\ /N 'CO—'^ ^>OH _PCH :1 ! _>. | =OCH 3 -> C 6 ll )3 0 6 + HOCO— \ _7011 À/COOC s ÏL,Os OC H, OH CHX II (X = H 00 OH) III IV Une des molécules de glucose est donc certainement fixée én 3. La deuxième molécule n’est pas fixée sur le noyau C, puisque celui-ci donne l’acide syringique et non son glucoside ; il est donc sur le noyau À, en 5 ou 7. Effectivement, si on hydrolyse l’acide-phénol restant par les acides, on libère une molécule de glucose. C’est la com- HO^Y^- v Og Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. IS paraison avec des produits synthétiques qui permet de savoir que le glucose est, dans ce cas, fixé en 5. Il n’est pas toujours possible d’isoler, après l’oxydation par l’eau oxygénée, des produits intermédiaires analogues à la malvone, mais la méthode de Karreu permet, sans ambiguité, de préciser si le car¬ bone 3 est ou non glucosidifié. Il suffit, après l’action de l’eau oxygé¬ née, de détruire l’excès de ce réactif par le noir de Pt, puis de sépa¬ rer dans la solution, par action de la phénylhydrazine, le sucre lié sous forme d’ester. Après séparation de la phénylosazone, on hydro¬ lyse la solution par l’acide chlorhydrique dilué bouillant et on traite de nouveau par la phénylhydrazine ; le sucre libéré se sépare sous forme d’osazone et peut être identifié. Les résultats de ces études chimiques ont permis à G. et R. Robinson (1933) de classer les anthoevanosiries naturels en cinq grou¬ pes principaux : Le premier comprend les 3-monoglucosides et les 3-monogalacto- sides. On y trouve la callistéphine, 3-monoglucoside de la pélargoni- dine, qui est le pigment écarlate de l’Aster, la fragarine, 3-galactoside de la pélargonidine dans la fraise, l’oenine, qui est un 3 monoglucoside de la malvidine (peau des raisins noirs, cyclamen, primevère, etc...), l’oxycoccicyanine ou 3 monoglucoside de la pæonidine (peau de l’ai¬ relle), la chrysanthèmine, l’idœine, le cyclamine, l’ampelopsine, etc... Dans le second groupe sont classés les 3-rhamnoglucosides et les autres pentoses-glucosides. Il comprend, en particulier, la kéracyanine, 3-rhamnoglucoside de la cyanidine, dans les cerises noires. Le troisième groupe correspond aux 3-biosides, comme la mécocya- nine du coquelicot, qui est un 3-gentiobioside de la cyanidine. Le quatrième groupe comprend les 3-3 diglucosides. Ce sont les plus répandus et les mieux connus. Citons parmi eux la pélargonine de Pélargonium écarlate, la cyanine du bleuet, la pæonine de la pivoine rouge, etc... Enfin le dernier groupe est constitué par ces anthocyanosides dont nous avons déjà parlé, et qui libèrent par hydrolyse des acides orga¬ niques : acides maloniques, p.hydroxybenzoïque, p.hydroxycinna- mique, 4-hydroxy et 3-5-diméthoxycinnannique, coumarique, sinapique. Il existe de très nombreux types de ces anthocyanosides acylés. Du shiso, on a extrait un dérivé de la cyanidine combiné à l’acide p. coumarique ; la rubrobrassine du Chou rouge contient un glucide com¬ biné à l’acide sinapique, la violanine de Viola tricolor une molécule d’acide p.oxybenzoïque, la périllanine de Périlla ocymoïdes de l’acide protocatéchique, etc... La combinaison de l’anthocyanoside et de l’acide peut se faire par estérification des oxhydryles phénoliques libres, ou par celle des oxhydryles du glucide. Ainsi la monardéine de Monarda didyma, de Salvia splendens et de Salvia coccinea contient de l’acide cinnamique et de l’acide malonique combiné de chacune dé ces deux manières. Ces dérivés acylés sont du reste très souvent des 3-5 dimonosidés, caractérisés par une valeur élevée du coefficient de partage entre la solution aqueuse acide et le solvant organique. Source : MNHN, Paris •4 CH. SANNIK ET H. SAUVAIN. Nous avons déjà indiqué (p. 14.) que les anthoeyanosides exis¬ taient en milieu acide sous forme de sels et donnaient avec les bases des sels. Il est facile d’expliquer la formation de ces derniers par l’exis¬ tence des fonctions phénols libres ; le changement de coloration lors du passage de l’acidité à l’alcalinité s’explique par la formation de ces sels alcalins. C’est Willstater qui, le premier, établit la nature amphotère des anthoeyanosides et la formation de sels d’oxonium en milieu acide. C’est l’oxygène en 1 du noyau pyronique qui devient tétravalent et peut alors fixer une molécule d’acide. Les sels ainsi obtenus sont rou¬ ges et se forment, non seulement avec les acides minéraux, mais aussi avec les acides organiques présents dans la plante : acide malique, citrique, tartrique, oxalique, tannique, etc... En solution, ces sels ont parfois des colorations rouges assez différentes, allant du rouge brique au rouge bleuâtre selon l’anthocyanoside examiné. Si on alcalinise la solution rouge, elle vire au bleu par formation, comme nous l’avons dit, d’un phénolate alcalin avec Poxhydryle libre en 4’ (Robinson, 1932). Comme l’ont démontré Buck et Heilbron (1922), seuls les antho- cyanosides ayant un oxhydryle libre en 4’ donnent une coloration bleue ou bleu-violacée en milieu alcalin. Les auteurs en concluent que les anthocyanols bleus libres et leurs composés alcalins dérivent d’une molécule à structure quinoïde : a o o _ ^ ^OH >- IIO^V^—_/=0 Effectivement, tous les anthoeyanosides rencontrés jusqu’à main¬ tenant dans la nature ont l’oxhydryle en 4’ libre. Il est du reste vrai¬ semblable que l’existence d’un OH libre en 4’ est une condition indis¬ pensable pour que la plante ait la possibilité d’utiliser ces colorants en nuances orientées soit vers le rouge, (sels d’oxonium), soit vers le violet ou le bleu (sels alcalins quinoïdes) et que c’est là la raison pour laquelle on ne trouve pas d’oxihydryle méthylé en 4’ dans les compo¬ sés naturels. De fait, on retrouve beaucoup plus de cendres dans les fleurs bleues que dans les fleurs rouges : 10 p. 100 environ dans les premiè¬ res et seulement 4 à 5 p. 100 dans les secondes (Karrer). Willstater a été le premier à préciser l'influence de l’acidité et de l’alcalinité du suc cellulaire sur la modification du coloris des fleurs ; il n’est du reste pas exclu que cette acidité ne dépende aussi, en partie tout au moins, de la présence des co-pigments dont nous verrons ultérieurement le rôle. On peut du reste envisager la structure des anthocyanols sous Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. un autre angle (Pauling, 1939), en faisant intervenir la notion de ré¬ sonance. Plusieurs structures ont été proposées pour .le chlorure de benzopyrylium ou ses dérivés ; elles diffèrent par le point où s’attache l’atome de Cl, ou plus exactement, étant donné que la liaison reliant le chlore est ionique, par la place de la charge positive dans le cation benzopyrylium (Hill, 1936) : + + + O O O /%/% AA il i ; . , I J %/\S C B A o: o: o: 1 I, i f ii ^/\/ + K F G Chacune de ces structures possibles est basée sur certaines réac¬ tions de ces composés. La théorie de la résonance (Pauli.ng, 1939) affirme qu’aucune de ces structures n’est privilégiée, et que l’état normal du noyau benzo¬ pyrylium correspond à la résonance parmi toutes, y compris certaines autres avec la charge positive en 3, 6, 8 et 10. Elle montre en outre que toutes ne sont pas équivalentes, mais que trois sont privilégiées (A, B et C) et stables. Par conséquent, la structure oxonium est la plus importante et c'est elle qui détermine d’une façon prépondérante les propriétés des sels de benzopyrylium. Pour les anthocyanols dérivés du 2-phénylbenzopyrylium, les structures privilégiées ont les formules I, II et III : UH Il + lll Les atomes d’H des groupes phénoliques sont positifs et leur force acide augmentée. Cette résonance des charges positives d’un atome à l’autre dans la molécule est responsable de la profondeur et de l’intensité de la couleur des anthocyanosides. En solution faiblement acide ou neutre, et plus facilement en solu¬ tion alcaline, la plupart des anthocyanosides et des anthocyanols pas¬ sent à l’état de pseudo-bases incolores, à partir desquelles les acides minéraux régénèrent les sels d’oxonium. Il se formerait dans ce cas Source : MNHN, Paris . 46 OH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. un carbinol, du type de ceux du groupe des colorants du triphényl- méthane, qui correspondraient aux formules suivantes (Karrer) : ^OH OH CHOH Aux antliocyanosides que nous venons d’étudier se rattache le pig¬ ment de Beta vulgaris, dont les caractères sont assez voisins. Isolé par Schudel en 1918, ce pigment fut étudié en 1937 par Ainley et Robin¬ son, qui conclurent qu’il s’agissait probablement d’un anthocyanoside azote. C’est ce que confirmèrent un peu plus tard Pocher, Curtis et Vickery (1938), dont les résultats furent analogues. Cependant, la structure de ce pigment n’est pas encore complètement élucidée. L’hydrolyse montre qu’il s’agit d’un glucoside, le glucide étant séparé sous forme d’osazone, dont le point de fusion correspond à la glucosazone ; le glucide est du reste fermentescible par la levure ; le chiffre le plus élevé obtenu pour la teneur en glucose est de 33,7 p. 100, la théorie correspondant à l’analyse élémentaire étant de 38 p. 100. L’analyse du pigment par fusion alcaline n’a pas permis de re¬ trouver le phloroglucinol ; l’hydrolyse acide décompose et décolore très rapidement le pigment, contrairement à ce que l’on observe avec les anthocyanosides. Enfin, tous les efforts tentés pour élucider la nature de la fraction azotée sont restés infructueux ; on ne peut décou¬ vrir d’azote aminé, ni dans les produits de décomposition alcaline, ni dans ceux de l’hj'drolyse acide ; les chiffres obtenus par la méthode de Van Slyke sont sans valeur, car les polyphénols dégagent de l’azote sous l’action du réactif nitreux de Van Slyke. Du reste, l’acide nitreux à 0° est sans action sur le pigment ; il n’y a donc pas de groupes aminés aromatiques susceptibles d’être diazotés. Enfin l’azote est extrê¬ mement peu basique et incomplètement oxydé par la méthode de Kjeldahl. Aussi ne peut-on accepter que très provisoirement les suggestions d’ Ainley et Robinson (1937) qui font de la bétanidine le chlorure d’un anthocyanoside contenant un noyau pentahydroxyflavylium uni à l’ornithine par l’un de ses groupes basiques, bien que cette structure soit en accord avec les données analytiques et un certain nombre de propriétés chimiques. Pucher, Curtis et Vickery admettent, sans preuves beaucoup plus convaincantes, qu’il s’agit du glucoside d’un noyau azoté à 15 atomes de carbone, qui serait relié aux anthocyano¬ sides et dont l’azote pourrait être inclus dans un cycle. En réalité, la relation de la bétanidine avec les anthocyanosides reste elle-même dou¬ teuse. De même, pour le chlorure de bougainvilléidine (Price et Robin¬ son, 1937), autre anthocyanol azoté, les analyses ont donné des résul¬ tats très inconstants. Il semble que le rapport C/N soit bien plus élevé Source : MNHN, Paris l.KS COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. que dans le cas de la bétanidine ; peut-être ne contiendrait-il qu’un atome d’azote. Le rapport C/N varierait de C 20 /N à C 24 /N, la valeur la plus sûre étant C 22 /N. Le produit séché à 80° aurait pour formule C 22 H 2(i à 3 0 Oi 0 NCl, sous la réserve d’une quantité d’eau fixée ne mo¬ difie pas le nombre d’atomes d’oxygène attachés au noyau pyrylium. On voit donc que la constitution de ces corps azotés est encore très imparfaitement connue, et il n’est pas impossible que l’on soit amené à les séparer un jour des anthocyanosides. A Ainley (A. D.) et Robinson (Ri). — J. Chem. Soc., 446, 1937. Asahina (Y.) et Inubuse (M.). — J. Pharm. Soc. Japon, 49, 128-134, 1929. Baker (W.) et Simmonds (W. H. C.) -- J. Chem. Soc., 1370-4, 1940. Buck (J. S.) et Heilbron (I. M.). — J. Chem. Soc., 21, 1198-1212 (1922). Charaux (C.). — Bull. Soc. Chim. Biol., 6, 641, 1924. Cremer (M.) et Seuffert (R. W.). — Ber., 45, 2565, 1912. Herissey (H.) et Rabaté (J.). — Traité Chimie Organique, VIH, 594, Masson, édit., Paris, 1938. Hill (D. W.). — Chem. Rev., 19, 27, 1936. Karrer (P.). — Traité Chimie Organique, XVIII, 519, Masson, édit., Paris, 1945. NrwA (T.). — Acta Phytochim. Japon, 6, 155-71, 1932. Pauling (L.). — Fortschr. der Chemie Organischer Naturstoffe, 3, 218, 1939. Price (J. R.) et Robinson (R.). — J. Chem. Soc., 449 (1937). Pucher (J. R.), Curtis (L. C.) et Vickery (H.). -- J. Biol. Chem., 123, 61 (1938). Rabate (J). — J. Pharm. Chim., 8° série, 17, 433 et 474 (1933). Reynolds (T. M.), Robinson (R.) et Scott-Moncrieff (R.). — J. Chem. Soc., 1238 (1934). Robinson (R.). — Naturwissenchaften, 20, 612 (1932). Robinson (G. M.) et Robinson (R.). — Chem, et Ind., 52, 737-742 (1933). Sannie (C.) et Sosa (A.). — Bull. Soc. Chim. biol., 31, 36-42 (1949). Schudel (G.). — Dissertation, Zurich (1918). Shriner (R. L.) et Anderson (R. J.). — J. Biol. Chem., 80, 743-752 (1928). Von Gerichten (E.) et Müller (F.). — Ber., 39, 241 (1906). Wolfrom (M. L.), Johnson (G. F.), Harris (W. D.) et Wildi (B. S.). -- J. Am. Chem. Soc., 65, 1434-35 (1943). Zemplen (G.) et Bognar (R.). — Ber., 76, 452-7 (1943). Source : MNHN, Paris 48 CH. SANMIÉ ET H. SAUVAIN. PROPRIÉTÉS PHYSIQUES ET CHIMIQUES DES FLAVONES. Comme nous l’avons vu, les pigments flavoniques, comme les pigments anthocyaniques, se trouvent en grande abondance dans les plantes, dissous dans le suc cellulaire, où ils sont en général à l’état de dérivés hydroxylés des flavones, des flavonols et des llavanones. Cependant, on a rencontré parfois dans la plante la flavone elle-même (Muller, 1915). Alors que la flavone et la flavanone sont incolores, leurs dérivés, ainsi que les flavonols, sont des substances plus ou moins jaunes. Ces composés cristallisent facilement de l’alcool. Ils sont pour la plupart insolubles dans l’eau froide, mais leur solubilité s’accroît en général avec une élévation de la température. C’est ainsi que la myri- cétine et la quercétagétine, presqu’insolubles dans l’eau froide, le deviennent légèrement, la première dans l’eau chaude, la seconde dans l’eau bouillante. Les osides sont le plus souvent solubles dans l’eau froide, et davantage encore dans l’eau chaude. La solubilité de la naringine, glucoside du grape-fruit, qui est de 0,17 g dans un litre d’eau à 6°, atteint 108,24 g à 75°. Il semble que ce soit seulement à partir de 50” que l’accroissement de solubilité devienne important (Pulley, 1936). Cependant le kaempféritroside, le robinoside et le quercitroside sont insolubles. Pour les purifier, on les recristallise dans l’alcool éthylique ou méthylique, dans lesquels ils sont facilement solubles. Asahina et Yokoyama ont montré que, lorsque la flavone est en présence de ses dérivés hydroxylés naturels, on observait la formation d’eutectiques. Ainsi, la chrysine (5-7-dihydroxyflavone), la 5-7-4’-triacétoxyflavone, la 5-6-diacétoxyflavone, la 5-hydroxy-6-méthoxyflavone et la 5-6-7-trimé- thoxyflavone forment des systèmes eutectiques. Dans le cas de l’asso¬ ciation flavone-primétine un diagramme de point de fusion indique la formation de solution solide du type IV de Roozeboom. Les cristaux se produisant naturellement sont un mélange équi-moléculaire mon¬ trant à l’examen optique deux types de cristaux mélangés (Asahina, 1933 ; Asahina et Yokoyama, 1935). Les solubilités des aglycones dans l’eau et les différents solvants sont indiqués dans la partie systé¬ matique ainsr que les points de fusion et le pouvoir rotatoire. Action des acides. En présence des acides minéraux dilués, ces composés sont sta¬ bles ; ils forment des produits d’addition cristallisés et décomposables par l’eau. Dans l’acide sulfurique concentré, les flavonols et les flavones Source : MNHN, Paris I.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 49 se dissolvent sans donner de coloration, mais seulement une impor¬ tante fluorescence bleu-violette. Us peuvent alors être précipités par l’eau. Les autres composés donnent dans l’acide sulfurique concentré une forte coloration jaune orangé. Action des alcalis. Par suite de la présence d’oxhydryles phénoliques, les composés flavoniques se combinent avec les alcalis en donnant en général des dérivés solubles dans l’eau, d’où ils peuvent être précipités par acidi¬ fication. Souvent il se produit par alcalinisation une modification de la teinte. Ainsi la wogonine donne en milieu alcalin une teinte d’abord brune, qui passe au bleu-vert, puis au vert-jaune. Les solutions alca¬ lines de primétine sont rougeâtres, celles de robinétine rouge-bleuâtre, celles de myricétine jaune-vert, virant en présence d’air au bleu, puis au violet. Dans certains cas, par exemple avec la fisétine, il se produit une rupture par oxydation en résorcine et acide protocatéchique. La fusion alcaline produit une scission qui sépare un phénol et un acide. Par ce procédé, on détermine la position des groupes hydro- xyles dans les produits de scission, par conséquent la constitution de la molécule. Ainsi, par fusion potassique, la butine (flavanone) se scinde en résorcine et acide protocatéchique, ce qui permet de situer les groupes oxhydryles et 7,3’ et 4’. En solution aqueuse chaude, même diluée parfois, les alcalis pro¬ duisent également une décomposition, mais celle-ci étant moins bru¬ tale, on peut recueillir les produits intermédiaires ; ce qui présente un grand intérêt au point de vue de l’interprétation de la réaction d’hydrolyse. Action des réducteurs. L’action des réducteurs est particulièrement intéressante en ce qu’elle établit un rapport direct entre flavones et anthocyanols. En effet, en solution acide, on obtient les colorations allant du rouge au violet qui caractérisent les aglycones des pigments des fleurs colorées en bleu, violet ou rouge. On est donc bien en présence d’anthocyanols. Ces réductions se font aisément in vitro par différentes méthodes que nous exposerons ailleurs. Elles utilisent comme réducteurs soit du magnésium et un acide (Willstater), soit le trichlorure de titane (Karrer, Yen et Reichstein, 1930), soit d’autres substances. En employant l’hydrogène en présence de platine, on réalise une réduction plus énergique et, dépassant le stade des anthocyanols, on hydrogène complètement le noyau pyronique et on obtient des caté- chols. Nous verrons plus loin l’intérêt de cette transformation du point de vue de la physiologie de la plante. Enfin, les flavanones, traitées par l’amalgame d’aluminium ou le Mémoires du Muséum, Botanique, t. IL 4 Source : MNHN, Paris 50 CH. SANNlfi ET H. SAUVAIS. chlorure de titane, peuvent donner des hydroxy-4-flavannes (.2 formes racémiques) et accessoirement un glycol par soudure de deux molé¬ cules de flavanone (Karrer, Yen et Reichstein, 1930). Action du perchlorure de fer. Les colorants flavoniques en présence de perchlorure de fer pren¬ nent diverses colorations, mais celles-ci ne sont pas assez caractéris¬ tiques pour servir à leur identification. Cependant, elles peuvent com¬ pléter diverses autres réactions plus spécifiques. Voici les différentes colorations obtenues avec quelques dérivés flavoniques, des flavonols et des flavanones, en solution alcoolique : Flavones . lutéoline ... baïkaléine . wogonine . tricine genkwanine primétine . izalpinine . Flavonols . galangine . fisétine .. robinétine . kampféride .... quercétine . rhamnétine ..., isorhamnétine morine . myricétine .... gossypétine quercétagétine . Flavanones . butine . naringénine ... homoei îouictyol hespérétine ... liquiritigénine . matteucinol ... vert. brun jaune, violet brun, brun rouge, brun. vert ; + NlLOH—brun rouge, vert sale ; + acétate Na...rouge violet. vert noirâtre. id. violette, vert olive, vert foncé, précipitation, vert noirâtre, vert olive foncé, noir brun, vert olive, id. vert foncé, brun rouge, brun rouge, id. pas de modification, violet brun. Action du chlorure d'aluminium. Dans certaines conditions les polyméthoxyflavones, soumises à l’action du chlorure d’aluminium, subissent une déméthylation en position 5 seulement. C’est ainsi que la chrysine méthylée par le sulfate diméthylique et un alcali en milieu acétonique donne une substance dont le point de fusion est différent de celui du diméthyl éther connu et qui, par traitement par le chlorure d’aluminium, donne un monométhyléther Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. ayant les mêmes réactions colorées que la tectochrysine et lui ressem¬ blant beaucoup (Ventakaraman et Bhahadwaj, 1933). Acide borique. La réaction colorée qui se produit avec l’acide borique n’est pas générale. Les llavanones ne donnent aucune coloration ; il semble que la présence du groupe flavonol soit indispensable. En effet, la citrine, la quercitrine, le kaempférol donnent avec l’acide borique et l’acide citrique anhydre dans l’acétone une colora¬ tion jaune. Avec la fisétine, la naringénine, l’hespéritine, la réaction est négative. La curcumine donne dans ces conditions une coloration rose (Wilson, 1939). Nous aurons l’occasion d’étudier en détail cette réaction dans le chapitre relatif aux tests de reconnaissance (p. 74). Copulation avec les sels de diazo. Mahal et Ventakaraman (1938) ont réussi à copuler le sel de sodium de la 6-hydroxyflavone avec les sels de diazo. Ils diazotent la p-nitraniline avec le nitrite de sodium et l’acide chlorhydrique à 50 p. 100 et ajoutent à la solution le sel de sodium de la 6-hydroxyflavone. En présence d’acétate de sodium et d’une solution de soude à 1 p. 100, on laisse à la température de 0“ pendant une nuit à la glacière, et l’on obtient une substance de couleur orange qu’on fait cristalliser deux fois à partir de l’acide acétique. La copulation se fait en 5. Activité optique. On a trouvé jusqu’à présent quatre llavanones naturelles qui sont optiquement actives : ce sont le matteucinol, le desméthoxymatteucinol et le citrifoliol (Sosa et Sannié, 1946) et une flavanone récemment découverte : la taxifoline (Pew, 1948). Mais il se pourrait que de nom¬ breuses llavanones naturelles isolées seulement sous la forme dl exis¬ tent dans la plante sous forme optiquement active, et qu’elles soient racémisées pendant leur isolement, par exemple quand se produit le clivage des résidus glucosidiques des sucres. Fujise et Nagasaki (1936) et Fujise et Sasaki (1938), ont étudié la racémisation du matteucinol. Cette racémisation peut relever de deux mécanismes, soit qu’il y ait migration d’un H sur le groupe CO, soit par ouverture du cycle. Dans le second cas, on doit arriver à l’hy- droxychalcone. Comme ces auteurs n’ont pas trouvé finalement celle-ci, ils pensent que c’est le premier mécanisme qui se produit. Méthylation et déméthylation. La méthylation et la déméthylation se font par les méthodes classiques. Source : MNHN, Paris 52 CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. Pour la méthylation des hydroxyflavonols (quercétine, gossypé- tine, herbacétine), on part des acétates correspondant aux éthers que l’on veut obtenir. Ainsi, le pentacétate de quercétine, méthylé par le sulfate diméthylique en présence d’un alcali et avec l’acétone comme solvant, donne exclusivement un éther pentaméthylé. Le rendement est quantitatif. Il en est de même pour l’obtention des éthers hexamé- thylés de la gossypétine et pour l’éther pentaméthylé de l’herbacétine (Rao et Seshadri, 1939) (Rao, Rkddy et Seshadri, 1940 ; Rao, 1941). Il semble que la déméthylation puisse se faire de deux façons. En effet, à partir de la wogonine (5-7-dihydroxy-8-méthoxyflavone) on obtient soit la 5-7-8-trihydroxyflavone, soit la 5-6-7-trihydroxyflavone (baïcaléine). Les processus doivent être différents. On pense que, dans le traitement par IH, le cycle pyrone s’ouvre et se renferme ensuite dans le sens opposé (Hattori, 1939) (Shah, Mehta et Wheeler. 1938) : 0CH 3 O ll II YhYo 5-7-8 trihydroxyflavone OH O HO^ x Yh^o OH CO 5-6-7-trihydroxyflavone y (baïcaléine) w Spectres d'absorption. Les pigments flavoniques présentent dans la partie ultra violette du spectre des caractéristiques spéciales qui ont fait l’objet de nom¬ breux travaux, et qui apparaissent extrêmement précieusés pour pré¬ ciser leur constitution. La plupart des auteurs ont obtenu les spectres en solution 0,0001 moléculaire dans l’alcool absolu. C’est surtout l’école japonaise avec Shibata et Kimotsuki (1923) à partir de 1922, puis Tasaki (1925-1927), Hattori (1928 à 1935), Hayashi (1933 à 1936) qui s’est attachée à préciser les aspects des spectres de ces pigments, et à relier leurs particularités à leur cons¬ titution chimique. Plus récemment, il faut citer les recherches de Lajos et Gerendas (1937), de Grinsbaumowna et Marchlewski (1937) Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 53 et surtout les mémoires de Skarzynski (1939) qui, à l’aide de techni¬ ques plus récentes, a étudié systématiquement un nombre important de ces pigments et de substances apparentées, et d’ARONOFF (1940) qui a fait une étude critique des résultats des auteurs précédents. D’après Skarzynski, d’une manière générale, l’apparition dans une molécule du noyau benzopvronique ou chromone fait apparaître dans la région ultra-violette deux bandes caractéristiques ; l’une (bande I) vers les grandes longueurs d’onde, au delà de 3000 Â, l’autre (bande II) vers les courtes longueurs d’onde, entre 2200 et 2500 Â. Il est assez curieux de noter que la fixation sur le noyau chromone d’un groupe phényle en position 2, comme dans les pigments ilavoniques, ne modifie qu’à peine le spectre fondamental. Ainsi les spectres des hydroxy et des méthoxychromones ne se différencient qu’à peine du spectre des flavones correspondantes. La flavone elle-même présente deux bandes indépendantes et bien caractérisées, l'une à 2975  (bande 1), l’autre à 2500  environ (bande II). Il est probable du reste qu’il en existe une troisième vers 2000 Â, mais elle n’apparaît pas habituellement sur les spectres sans une technique spéciale. Il faut cependant remarquer que l’attribution de ces bandes comme spécifiques du noyau benzopvronique n’est pas absolument certaine (Aronoff). D’une part les bandes à 2000 et 2500  se retrou¬ vent dans les spectres du benzène et de la y-pyronc O /\ d’autre part la 2-hydroxyhydrochalcone CH a un spectre semblable à celui de la flavanone, avec des maxima à 2500 et 3200 A. Ce n’est donc pas la structure même du noyau benzopyrone qui est responsable du spectre caractéristique des flavones, mais la pré¬ sence d’un système nucléaire analogue, pouvant exister réellement ou se former par «chélation». Il s’agit donc, plus vraisemblablement, de formes en résonance ortho ou para. Sans entrer dans un exposé détaillé des résultats des auteurs japo¬ nais et de ceux de Skarzynski, nous croyons préférable de reproduire ci-dessous, d’après Skarzynski (1939), les tableaux donnant les ma¬ xima de chaque bande, avec les valeurs de log s, et les conclusions que cet auteur a énoncées : Source : MNHN, Paris 54 CH. SAXNIÉ ET H. SAUVAIN. Bande I Bande Il Flavon . 6- Oxy-flavon . 7- Methoxy-flavon 3’-Oxy-flavon . 4’-Oxy-flavon . 5.7- Dioxy-flavon . 6, 2’-Dioxy-flavon . 3’, 4’-Dioxy-flavon . 5, 7, 3’-Trioxy-flavon . 5, 7, 4’-Trioxy-flavon . 5, 7, 3’, 4’-Tetraoxy-flavon . 6- Methoxy-flavon . 5- Oxy-7-methoxy-flavon • 5, 7, 4’-Trimethoxy-flavon . 7- Acetoxy-flavon . 5, 7-Diacetoxy-llavon. 7,4’-Diacetoxy-flavon .... Apiin . Flavonol . 6- Methoxy-flavonol . 7- Oxy-flavonol . 3’-Oxy-flavonol . 4’-Oxy-flavonol . 6,2’-Dioxy-flavonol . (i, 3'-Dioxy-flavonol . fi, 4’-Dioxy-flavonol . 5, 7-Dioxy-flavonol . 7.8- Dioxy-flavonol . 3’, 4’-Dioxy-flavonol . 5, 7, 2’-Trioxy-flavonol .... 5, 7, 4’-Trioxy-flavonol - 7,3’, 4’-Trioxy-flavonol ... 7, 8, 4’-Trioxy-flavonol - 5, 7,2’, 4’-Tetraoxy-flavonol 5,7, 3’, 4’-Tetraoxy-flavonol 7, 8, 3’, 4’-Tetraoxy-flavonol 2’-Methoxy-flavonoI . 4’-Methoxy-flavonol . 3-Methoxy-flavonoI . 6, 4’-Dimethoxy-flavonol .. 2975 3050 3060 2975 3300 3300 3360 3450 3225 3400 3550 :iii5ii 3300 3250 3010 3025 3040 3410 3475 3050 3275 3450 3525 3050 3600 3075 3460 3075 3450 3600 3600 3600 3125 3730 3600 3700 3100 3700 3150 3700 3100 3800 3820 3750 3100 3525 3075 3050 3540 4.20 2500 4,07 4,07 2730 4,32 4,49 2475 4,12 4.21 2415 4,15 4,37 2550 3,92 3,90 2700 4,42 4,16 2680 4,17 4,28 2450 4,17 4,07 2700 4,36 4,31 2650 4,25 4.28 2580 4,22 4,07 2730 4,32 3,88 2700 4,40 4.33 2650 4,25 4,27 2510 4,18 4,43 2550 4,18 4.34 2520 4,17 4.29 2670 4,17 4 ’® 4 2390 4,14 4.22 2560 4,18 4,19 2550 4,07 2460 4,15 4*39 2550 4,20 4,02 2550 4,10 4,13 2520 4,25 2600 4,07 2675 4 02 2650 4,29 2500 3,99 2625 4 ’ 28 2675 4,43 4,22 2525 4,22 2675 4,15 2630 4,42 2575 4,28 2575 4,02 4,09 4,23 4,17 4,17 4.14 4,12 4,33 4,12 4,34 4,30 4,15 3,96 4,24 2550 2450 4,17 2675 4,04 Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 55 lianili* l Bande II 3’, 4VDimethoxv-flavonol . 3550 4,18 4,21 5, 7, 4’-Trimethôxy-flavonol . 3550 4,24 2560 4,15 7, 3’, 4’-Trimethoxy-flavonoI .. i 3600 2460 4,10 7, 8, 2’-Trimethoxy-flavonol . 3360 3,96 2460 4,28 7, 8, 3’, 4’-Tetramethoxy-flavonol . 3660 4,33 2500 4,30 3-Acetoxy-flavonol . 1 3050 4,11 2420 4,23 5, 7,2’, 4’-Tetraacetoxy-flavonol . 3960 3,56 2495 4,18 Quercitrin . 3550 4,12 2600 4,22 Flavanon . 3200 3,34 2520 3,84 5, 7-Dimethoxy-flavanon . 2850 4,23 7, 8-Dimethoxy-flavanon . 2870 4,22 5, 7,4’-Trimethoxy-flavanon .j 2280 4,42 7, 3’, 4’-Trimethoxy-flavanon .j 2340 4,38 5, 7, 3’, 4’-Tetramethoxy-flavanon .... j 2280 4,35 7-Oxv-chromon .j ; 3000 4,10 2470 2415 4,25 4,22 7-Âthoxy-2-methyl-chromon .j 2970 4,04 2475 2415 4,20 4,17 7,8-Dioxy-chromon . 3000 4,12 2575 4,50 7-Methoxy-2-benzyI-chromon .j 2950 3,94 2480 2415 4,19 4,17 L’introduction de groupes OH dans le noyau de la flavone fait subir à la bande I un effet bathochTome, la déplaçant vers les grandes longueurs d’onde. Cette influence est la plus nette lorsque les groupes oxhydryles sont en 3 ou 4’. L’accroissement du nombre des oxhydryles augmente cet effet bathochrome. La bande II est aussi déplacée vers le rouge par la présence de groupes oxhydryles en 5 ou 6. L’introduction d’un oxhydryle en position 3 pour créer la struc¬ ture des flavonols a comme effet, dans de nombreux cas, à côté d’une action bathochrome sur la bande I, de faire apparaître une nouvelle bande d’absorption vers 3100 Â. En dehors de l’influence de tout autre substituant, tous les flavonols, sans exception, ont les caractéristiques spectrales suivantes : la bande I est toujours déplacée vers le rouge, et l’absorption est très souvent plus intense vers 3100 Â. Dans les spectres d’absorption des flavonols, l’écart entre les deux bandes est plus marqué que dans les flavones. L’éthérification des oxhydryles en position 5, 6, 7, 2’ et 3’ ne change pas le comportement du spectre des hydroxy-flavones corres¬ pondantes. L’éthérification de l’oxhydryle en 4’ a dans beaucoup de cas un effet hypsochrome sur la bande I. L’acétylation des oxhydryles diminue leur action auxochrome, et peut donner à la molécule de nou¬ velles propriétés spectrales. Source : MNHN, Paris 56 CH. SANNIÉ ET H. SAUVA IN. Au contraire, l’éthérification (méthylation) de l’oxhydryle en 3 provoque un changement profond du spectre des flavonols : la bande I est déplacée vers les longueurs d’onde courtes et l’on voit réappa¬ raître à nouveau les caractéristiques du spectre des flavones. Par contre, l’estérification (acétylation) de cet oxhydryle en 3 ne modifie pas le spectre des flavonols. La plupart des auteurs précédents sont d’accord pour admettre que l’apparition de la 3* bande à 3050  dans le spectre des flavonols est dû à un réarrangement en flavanone, avec apparition d’une struc¬ ture quinoïde. I La persistance de la bande à 3050  est peut-être due à un équi¬ libre flavone-flavanone (équilibre céto-énol), la forme céto (II) étant prédominante. Il est probable que le maximum de 2390  donné par Skarzynski pour la bande II est trop faible, et que la valeur de Hattori (2490 A) est plus exacte. Les flavanon.es ont un spectre notablement différent. On observe une bande intense vers 2850 Â, un accroissement de l’absorption à peine marquée entre 3000 et 3200 Â, et dans beaucoup de cas un maxi¬ mum très prononcé entre 2260 et 2300 Â. L’introduction d’un reste glucidique se fait le plus souvent en 3 (dans les flavonols) ou en 7. La glucosidification en 7 ne modifie pas sensiblement le spectre de la flavone correspondante ; par contre, l’in¬ troduction du résidu glucidique en 3 supprime l’effet bathochrome sur la bande I. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS HT DES FRUITS. 57 PROPRIÉTÉS PHYSIQUES ET CHIMIQUES DES ANTHOCYANNES. Formes cristallines. Bien que les pigments anthocvaniques soient généralement dis¬ sous dans le suc cellulaire, on peut aussi parfois les observer dans la cellule sous forme de cristaux, et Gertz (1906) a établi une liste de plantes dans lesquelles il a rencontré le pigment à l’état cristallin. Mais on peut se demander si, dans ces cas, les anthocyanosides n’étaient pas associés à d’autres constituants cellulaires, protéides, tanins, etc... capables de floculer dans la cellule même en entraînant le pigment qui apparaîtrait ainsi sous forme de cristaux ou de parti¬ cules amorphes solides. Il est du reste facile, in vitro, d’obtenir les anthocyanosides à l’état cristallin. Mais, comme nous l’avons indiqué au sujet de l’isole¬ ment et de la purification de ces substances, la formation de cristaux, très facile à réaliser, n’est pas un critère absolu de pureté ; si l’on veut identifier ces corps avec sécurité, il est nécessaire de les obtenir tout d’abord à l’état pur. Il en est de même, du reste, comme le note Karrer, pour les autres propriétés : réactions colorées, solubilité, forme cristalline, teneur en eau de cristallisation, qui sont très indé¬ pendantes de leur degré de pureté. Si, comme cela est souvent le cas dans les fleurs, on se trouve en présence d’un mélange d’anthocyanosides, la cristallisation est rendue beaucoup plus difficile. Par hydrolyse des anthocyanosides, on obtient souvent les antho- cyanols à l’état de cristaux. Les formes cristallines de ces anthocyanols sont des plus variables et permettent souvent de les caractériser. Ainsi la pæonidine cristal¬ lise en longues aiguilles, tandis que la pélargonidine forme des tablettes rectangulaires très différentes des longues aiguilles un peu courbes de la cyanidine. Mais, comme pour les anthocyanosides, la cristallisation d’un mélange d’anthocyanols est souvent difficile. Les sels d’oxonium obtenus par l’action des acides et les sels de potassium cristallisent également. Solubilité. Les anthocyanosides sont le plus souvent très solubles dans l’eau ; la plupart sont aussi solubles dans l’alcool. Ils sont insolubles dans l’éther, le benzène, le sulfure de carbone, le choroforme. Par contre, si les anthocyanols sont facilement solubles dans l’alcool, ils le sont Source : MNHN, Paris CH. SAXNIlt ICT II. S.Vl'VAIN. 58 beaucoup moins dans l'eau ; parfois mémo ils y sont (oui à fait ou presque complètement insolubles. Les solutions aqueuses colorées d’anthocyanosides deviennent assez vite spontanément incolores. Celle décoloration s’opère aussi lentement à froid, et plus rapidement à chaud pour les anthocyanols. Nous verrons qu’elle se produit assez souvent in vivo, dans les plantes, où l’on retrouve non des anthocyanosides, mais des leucoanthocya- nosides. Les solutions alcooliques d’anthocyanosides sont colorées dans la gamme des rouges et deviennent, elles aussi, parfois rapidement inco¬ lores. Il s’agit là, comme pour les solutions aqueuses, d’une isoméri¬ sation que l’on explique par la formation d’une pseudo-base. Ce pas¬ sage à la forme incolore a lieu en milieu neutre ou faiblement acide, et plus facilement encore, en milieu alcalin. Dans les solutions inco¬ lores, les acides minéraux régénèrent les sels d’oxonium colorés en rouge. D’une manière générale, les sels d'oxonium des anthocyanols obtenus par l’action des acides sont peu solubles dans l’eau ; seuls sont rapidement solubles les chlorures de pélargonidine, de delphini- dine et de pæonidine ; les sulfates le sont difficilement. Tous sont solubles dans l’alcool. Tous ces sels s’isomérisent facilement, sauf le chlorure de delphi- nidine. Les picrates de delphinidine, de pæonidine et de syringidine sont très peu solubles dans l’eau, alors que ceux de cyanidine et de pétu- nidine le sont aisément. Parmi les sels insolubles qui sont utilisés pour l’isolement et la préparation des anthocyanosides, citons les sels de plomb et, pour la mécocyanine, un dérivé ferrocyanhydrique. Le précipité par l’acétate ou les sels de plomb est en général bleu verdâtre, mais parfois rouge ou jaune dans certains cas. Ainsi Roach (1932) signale que les extraits alcooliques d’écorce de pommier donnent des sels de plomb verts et jaunes et que la couleur du précipité plombique est caractéristique pour les extraits de pommier, de rosier et de cerisier. Action des alcalis. L’alcalinisation des solutions acides rouges produit un virage vers le bleu ou le bleu violet, sous la dépendance de la formation de phénolates alcalins. Cette coloration bleue en milieu alcalin et rouge en milieu acide fait des anthocyanosides des indicateurs d’acidité ou d’alcalinité utilisés depuis fort longtemps par les chimistes. Smith (1933), Matula et Maceck (1936) se sont même servi du virage des anthocyanosides comme indicateurs de pH du suc cellulaire in vivo. Nous verrons, dans le chapitre relatif à la variation des couleurs des fleurs, les différentes théories émises à ce sujet à propos des fleurs bleues. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. .)» Dans bien des cas, l'action des alcalis sur les extraits de fleurs contenant des anthocyanosides provoque un virage au vert. Ce virage a été expliqué de deux manières. Certains auteurs pensent qu’il existe dans les fleurs, en même temps que les anthocyanosides, des flavones qui deviennent jaunes en milieu alcalin. Le jaune des flavones se superposant au bleu des anthocyanosides donne du vert. Cette hypo¬ thèse s’appuie sur la présence extrêmement fréquente des flavones dans toutes les Heurs, même blanches. Pour WillstaTter au contraire, le pigment jaune qui se forme en milieu alcalin proviendrait d’une isomérisation de l’anthocyanoside en sa forme incolore, forme qui est jaune en milieu alcalin. Will- stater admet du reste que les deux mécanismes interviennent, parfois simultanément. On peut même observer un virage au vert, puis au jaune par décomposition des anthocyanosides ou de leurs aglycones sous l’action des alcalis. La formation de pseudo-bases incolores, qui se produit même en solution acide ou neutre, mais est particulièrement aisée en milieu alcalin, est expliquée par Kàrrer par formation d’un carbinol, com¬ parable à ceux observés dans le groupe des colorants du triphényl- méthane, et que l’on pourrait représenter par une formule du type suivant : vv A partir de ces pseudo-bases, les acides régénèrent des sels d’oxo¬ nium colorés en rouge ou en violet. Chlorure ferrique et sels de fer. L’action du chlorure ferrique, comme du reste celle de tous les autres réactifs, n’est constante et spécifique que si l’on est en pré¬ sence d’anthocyanosides ou d’anthocyanols purs. Certains de ces der¬ niers, comme la syringidine et l’hirsutidine, ne donnent pas de réac¬ tion ; d’autres, tels que la pélargonidine et la pæonidine ont une réaction peu nette. Enfin certains, ceux qui contiennent dans leur molécule un groupe pyrocatéchol ou pyrogallol (cyanidine, delphini- dine, pétunidine) prennent une nette coloration bleue violette ou violette ; cette réaction est donc due à la présence de deux oxhydryles phénoliques voisins dans le noyau benzénique fixé en 2. Cette réaction, très sensible, peut servir h identifier les anthocyanols de ce type, même dans les mélanges. Action de l'acide sulfureux et des sulfites. On sait depuis longtemps que les fleurs contenant des anthocya¬ nosides ou que les extraits colorés de ces fleurs blanchissent ou sont Source : MNHN, Paris 60 CH. SAKNIÊ ET H. SAUVA1N. décolorés par l’acide sulfureux et les sulfites, la couleur réapparaissant par acidification au moyen d’un acide fort. Mais le mécanisme de cette réaction est mal connu ; certains auteurs pensent qu’il ne s’agit pas d’une réduction, mais d’une combinaison avec les bisulfites, combinai¬ sons que Grafe (1906-1911) a pu obtenir à partir des anthocyanosides de Pélargonium et d ’Althæa. Cette réaction des sulfites (et des hydrosulfites) sur les anthocya¬ nosides a été étudiée plus récemment par Kozlowski comparative¬ ment avec les flavonols. L’extrait anthocyanique rouge traité par l’hydrosulfite de sodium devint incolore. En rajoutant de la teinture d’iode, la couleur primitive réapparaît. Un pigment rouge obtenu par réduction d’un flavonol par le magnésium en présence d’acide chlor¬ hydrique ne fut pas décoloré par les sulfites et vira au jaune orangé par l’iode. Les flavonols ne produisirent aucune couleur rouge après traitement avec l’hydrosulfite et le magnésium en présence d’acides organiques. Ces résultats confirmeraient donc l’hypothèse de la forma¬ tion des anthocyanosides par oxydation des anthocyanogènes et sem¬ bleraient infirmer l’hypothèse de Willstater d’après laquelle les anthocyanosides sont formés par réduction des flavonols. Action de l'hydrogène naissant et des réducteurs. Les agents réducteurs (Zn, Al ou Mg en milieu acide, etc...) pro¬ duisent une rapide décoloration des solutions d’anthocyanosides, per¬ manente si l’oxygène de l’air est exclu. S’il n’en est pas ainsi, la cou¬ leur réapparaît, plus ou moins vite suivant les conditions de la réaction ("nature de l’acide employé). Action sur la liqueur de Fehling. Les anthocyanosides ne réduisent pas la liqueur de Fehling avant leur hydrolyse, sauf si l’on chauffe assez longtemps. Par contre, tous les anthocyanols la réduisent, la pélargonidine à chaud, la pæonidine, la malvidine, l’hirsutidine à l’ébullition, la cyanidine et la dephini- dine même à froid. Action de l'eau oxygénée. Elle est très importante, parce qu’elle a permis de déterminer la constitution de nombreux anthocyanosides et de leurs aglycones ; nous avons eu l’occasion (p. 40) d’en étudier plus longuement les résultats, mais dans certains cas les anthocyanols sont oxydés et don¬ nent des résidus noirs et insolubles (cyanidine, delphinidine). Source : MI )HN, Paris I.ES COULEURS DES FLEURS F.T DES FRUITS. Spectres d'absorption. Théoriquement, il faudrait distinguer les spectres dans le visible et dans l’ultra-violet. Mais pratiquement, l’étude de ces pigments a été faite dans l’ensemble du spectre, de 2000 à 6000 Â. Tous les anthocyanosides, ainsi que les anthocyanols qui en déri¬ vent, présentent au moins une bande d’absorption dans le visible, res¬ ponsable de leur couleur. Elle se situe entre 5.045 et 5.200 À environ, pour des solutions alcooliques des sels (chlorhydrates). De même tous ces pigments ont une bande dans l’ultra-violet vers 2.700 Â. En outre, certains pigments possèdent d’autres bandes, soit dans le visible, soit dans l’ultra-violet, soit à la fois dans l’un et dans l’autre. En solution alcaline, le virage de la couleur du rouge au bleu dépend d’un glissement très marqué des courbes d’absorption vers le rouge. C’est ainsi que la malvine, qui en solution acide a deux maxima à 5190 et 2775 Â, en a quatre en solution alcaline, tous décalés nota¬ blement vers le rouge ; le maximum dans l’ultra-violet passe à 3220 Â. Dans ce cas particulier, (et probablement dans de nombreux autres cas), il n’y a pas grande différence entre les spectres des anthocyano¬ sides et ceux des anthocyanols correspondants. On a cherché naturellement quelles étaient les modifications spec¬ trales en fonction de la constitution des anthocyanosides (ou des anthocyanols correspondants), en particulier de la position des groupes oxhydryles et de leur méthylation. Si la méthylation des oxhydryles est sans influence sur la position des maxima ou la gran¬ deur des coefficients d’absorption, il n’en est pas de même de la place qu’ils occupent. Dans une série de mémoires, Hayashi (1933-1936) a donné les spectres d’absorption dans l’ultra-violet, jusqu’à 4500 Â, de nombreux composés colorés du type benzopyrylium, en solution dans l’alcool absolu avec environ 0,06 p. 100 d’acide chlorhydrique. Dans le groupe phényl latéral fixé en 2 sur le noyau benzopyry¬ lium, l’introduction des groupes OH ou OCH 3 en 2’, 3’ et 4’ déplace le spectre de 100  vers le rouge ; par contre, l’introduction d’un oxhy- dryle en 5’ sur les dérivés disubstitués en 3’ et 4’ n’amène aucun chan¬ gement. L’effet bathochrome maximum s’observe avec une substi¬ tution en 2’, 4’ et 5’. L’étude de nombreux chlorures de flavylium synthétiques avec un substituant unique en 4’ dans le noyau phényl rattaché en 2, a permis au même auteur d’établir un certain nombre de règles de substitution, valables du reste pour les produits naturels qui ont été comparés aux synthétiques (pélargonidine, cyanidine). Deux bandes apparaissent au lieu d’une à 3580  dans le chlorure de chrysidinine, quand un seul groupe OH ou OCH 3 occupe les positions 2’, 3’ ou 4’. Une substitution en 4’ fait apparaître une bande caractéristique à 3000-3300 Â, mais celle-ci disparaît si 3’ est aussi substitué, pour reparaître dans les dérivés méthoxylés en 3’, 4’, 5’. La substitution en 2 et 5’ fait appa¬ raître une bande à 2650 A. Un OH en 3 déplace vers le rouge la bande Source : MNHN, Paris 62 CH. SAXXIÉ ET H. SAUVA IN. située près tle 2000 A, fait apparaître une seconde bande à 2450-2600 A, et pour certains dérivés une troisième bande près de 3000 A, tandis que la quatrième bande de l’ultra-violet est affaiblie et qu’il en appa¬ raît une cinquième à 4080 A pour les dérivés de la pélargonidine. La forme des courbes d'absorption est ainsi typique pour les trois principales espèces d’anthocvanols. Les courbes sont les plus com¬ plexes pour la série de la pélargonidine, plus simples pour celle de la delphinidine et les moins dissociées pour la série de la cyanidine. Hayashi (.1936) a aussi étudié les modifications apportées par l’in¬ troduction d’un groupement glucidique en 3 et en 5, et les relations entre la constitution et les spectres pour de nombreux anthocyano- sides synthétiques ou naturels. Fluorescence. La fluorescence visible des composés du groupe benzopyrone a été particulièrement étudiée par les chercheurs de l’école indienne. Rangaswami et Seshadri (1940) ont établi que tous les dérivés hydroxylés simples des chromones, des flavones et des isoflavones sont fluorescents dans l’acide sulfurique concentré, mais non en solution alcaline. La substitution en 7 du groupe oxhydryle par un groupe acétoxy, méthoxy ou allyloxy ne provoque pas de modifications. Un groupe méthyl en ortho par rapport au groupe OH supprime la fluo¬ rescence tandis que, dans la même position, un ou deux groupes allyl déplacent la couleur vers la région verte du spectre. Pour les chro¬ mones, on observe à peu près les mêmes effets de substitution. L’hypéricine présente une fluorescence visible et une fluores¬ cence infra-rouge (Dhéré, 1943). On a remarqué que les animaux dont la peau n’est pas pigmentée, et qui mangent de 1 ’Hypericum cris- pum, sont fréquemment atteints d’une dermatite mortelle due à l’action de la lumière sur l’hypéricine de la plante. Dès 1932, on avait d’ailleurs observé que les corolles des plantes alpines contenant des pigments anthocyaniques réfléchissaient légère¬ ment les rayons ultra-violets et donnaient une fluorescence rouge en lumière de Wood (Cappelletti, 1931). Neelakantam et Row (1941) ont étudié la fluorescence de la morine et d’autres substances flavoniques avec les sels de béryllium et d’aluminium. La morine donne avec ces sels une forte fluorescence, même à la lumière du jour. L’herbacétine, la gossypétine et la butine ne donnent aucune fluorescence. La naringénine, le kaempférol et la quercétine fluorescent légèrement. La position 2’ dans la morine en conjonction avec un oxhydryle en 4’ semble donc avoir une grande importance. L’oxhydryle en 3 n’est pas absolument nécessaire comme le montrent la naringénine et le kaempférol. La morine est du reste utilisée comme indicateur fluorescent (Kocsis et Zador, 1942). Avec une solution contenant 4 à 5 gouttes d’une solution à 0,2 p. 100 de morine dans l’alcool à 50°, On observe Source : MNHN, Paris MiS COULEURS DUS FLEURS BT DBS FRUITS. deux changements de couleur, l’un à pH 8 , 0-9.8 et l’autre à 3,1-4,4 ; en titrant avec un acide en lumière ultra-violette filtrée, on peut donc utiliser cet indicateur pour les titrations simples ou doubles de solu- ions colorées. En présence de sels d’aluminium, en solution neutre ou acétique, la morine donne une intense fluorescence verte qui serait due à un sel d’Al de ce flavonol, neutre et sous forme dispersée colloïdale (Schantl, 1924). D’après Bec K (1937;, des composés fluorescents analogues se forment aussi avec Be, Zn, Ga et Sc. Cette propriété est utilisée pour l’identification microchimique de l’aluminium. Les anthocyanosides azotés. On connait jusqu’à présent deux anthocyanols azotés qui ont été étudiés sous la forme de chlorure de bétanidine et de chlorure de bou- gainvillcidine par Ainley et Robinson (19o7) et par Pucher, Cürtis et Vickery (1938). Le chlorure de bétanidine se trouve dans Beta vulgaris sous forme d’un monoglucoside, dont l’hydrolyse est délicate et la purification dif¬ ficile. Le produit purifié et finement pulvérisé est presque noir, avec un reflet vert. La masse est indistinctement cristalline au microscope, et la substance est très hygroscopique. La solution aqueuse est pourpre. Elle rougit légèrement si l’on ajoute du carbonate de soude et elle bleuit si l’on acidifie. Par la soude, la couleur tourne au jaune, par l’ammoniaque au brun. Dans l’acide chlorhydrique froid dilué, la solution change peu, mais si l’on chauffe elle devient bleu-violet. Avec l’acétate de plomb, la couleur devient jaune et il se sépare un précipité rouge dont on ne peut extraire le pigment intact. En pré¬ sence d’un phosphate soluble cependant, l’addition d’acétate de plomb fait passer presque tout le pigment sur le précipité, laissant le liquide surnageant rose pâle, et l’on peut récupérer le pigment à partir du pré¬ cipité en traitant avec l’acide chlorhydrique. Avec le perchlorure de fer, la solution aqueuse ne donne pas de réaction significative, la couleur passant au jaune brun. La couleur est détruite par le permanganate et la titration peut être faite par ce réac¬ tif. Le coefficient d’extinction a été calculé pour un extrait aqueux de tissu séché avec un filtre coloré S.R.3 et un spectrophotomètre Zeiss. Le pigment isolé et purifié aurait un coefficient d’extinction de 0,398 à une concentration de 0,005 mg par cm 3 . Le chlorure de bougainvilléidine étudié par Price et Robinson (1937) s’obtient parfois sous forme cristalline ; souvent la substance est amorphe et mal cristallisée. La substance brute isolée est insoluble dans le benzène, le chloro¬ forme, l’éther, l’acétate d’éthyle ou l’acide acétique, partiellement solu- Source : MNHN, Paris 64 CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. ble dans l’alcool propylique et complètement soluble dans l’eau ou les acides dilués. Dans l’acide chlorhydrique, le chlorure de bougainvilléidine pu¬ rifié donne une solution pourpre foncé devenant rouge vif par neutra¬ lisation ; si l’on ajoute une base, la couleur passe au bleu, au violet, puis au jaune. Le spectre d’absorption dans le visible fut déterminé avec une solution de 1.636 mg dans 25 cm 3 d’acide chlorhydrique méthylnalcooli- que à 0,05 p. 100 dans une cellule de 2 cm. La courbe ressemble à celle de la bétanine brute et à celle du pigment d ’A triplex hortensis. Enfin, Ainley et Robinson (1937) ont signalé dans Celosia plu- mosa un pigment qui, par certaines propriétés, se rapprocherait de la bétanine. Ainley (A. D.) et Robinson (R.). — J. Chem. Soc., 446-449 (1937). Aronoff (S.). — J. Organic Chemistry, 5, 561 (1940). Asahina (T.). — Acta Phytochim. Japon, 7, 187-90 (1933). Asahina (T.) et Yokoyama (K.). — Bull. Chem. Soc. Japon, 10, 135-8 (1935). Beck (G.). — Microchim. Acta, 2, 237 (1937). Cajppelletti (C.). — Atti Soc. Ital. Progressa Sci., (2), 19, 314 (1931). Dhéré (C.). — Boissiera (suppl. de Candollea) n° 7, 423-36 (1944). Fujise (S.) et Nagasaki —OCH 3 , donnent une coumaranone, tandis que les flavones ne donnent que des résines. Le schéma est le suivant : Coumaranone + CILOH On peut comparer la coumaranone formée à des échantillons authentiques ou la transformer, par condensation acide avec l’aldé¬ hyde benzoïque, en dérivé benzylidénique que l’on peut identifier. Perkin (1913) a montré que la gossypétine, agitée à froid avec une solution alcoolique de p. benzoquinone, produit une coloration intense brun-rouge, puis au bout de quelques instants des cristaux se séparent. On chauffe à 50“ jusqu’à ce qu’une masse semi-solide de «ouleur rouge ou marron terne se dépose ; c’est la gossvpétone, dis¬ soute par les alcalis dilués avec une coloration bleu pur, devenant rouge par acidification en splution très diluée. Cette réaction est donnée par les flavones possédant des oxhy- idiryles en para, donc en 5-8, comme la gossypétine, l’herbacétine, etc... Pfeiffer et ses collaborateurs <1913) ont établi que les dérivés ayant un oxhÿdryle en ortho par rapport à un groupe carbonyle for¬ ment avec le tétrachlorure d’étain des produits de substitution, tandis Source : MNHN, Paris 76 CH. SAXXIÉ ET H. SAC VA IX. que si l’oxhydryle est dans une autre position, il se forme des sels doubles, dont le rapport Sn/Cl n’est pas le même ; cette réaction peut être utile pour préciser la position d’un oxyhydrvle dans le noyau benzopyrone. Blaschko (1944) indique pour les anlhocyanosides une réaction colorée avec le molybdate d’ammonium. Elle n’est positive que s’il y a plusieurs groupes OH libres en position ortho ; telles la cyanidine, la delphinidine, la pétunidine. On fait une solution de Panthocyanoside dans l’acide chlorhydrique à 1 p. 100 et l’on observe les changements de couleur qui sont spécifiques du pigment examiné. La réaction est négative quand il existe un seul OH sur le noyau latéral et aussi lors¬ que, sur deux oxhydryles en ortho, l’un est méthoxylé. Le molybdate d’ammonium a été utilisé par Rae (1949) pour le dosage colorimétri- que de la rutine. A 5 cm 3 de solution de rutine, on ajoute 2 cm 3 d’une solution à 10 p. 100 de molybdate d’ammonium, et de l’eau pour com¬ pléter à 100 cm 3 . La couleur jaune citron obtenue est proportionnelle à la quantité de rutine présente. Pour une estimation qualitative, Rae Remploie le nitrite de sodium, qui donne avec la rutine une coloration brun rouge. Rao et Seshadri (1949) ont proposé, pour caractériser les éthers des flavanones, l’acide nitrique concentré ; il se fait des couleurs bleues ou vertes caractéristiques. Enfin, les expériences de méthylation, soit par le diazométhane, soit par l’iodure de méthyle et le carbonate de potassium ou le sulfate diméthylique et les alcalis, sont très souvent utilisés. L’oxhydryle en 5 est en effet beaucoup moins actif et résiste à la méthylation. Mais on ne peut se baser entièrement sur ces résultats ; certains composés ayant un oxhydryle en 5 sont complètement méthylés, tandis que quelques flavonols ayant des OH en 5-7-8, comme l’herbacétine et la gossypétine, résistent à la méthylation. Ce n’est donc qu’en multipliant les réactions, en les confrontant les unes avec les autres, et par comparaison avec des produits connus que l’on peut préciser la position des groupes OH des composés fla- voniques. L’analyse spectrophotométrique a donné de bons résultats pour la détermination de la rutine dans diverses préparations (Porter, Bricb, Copley et Couch, 1947). On arrive même à déterminer les proportions de rutine et de quercétine présentes par l’étude de leurs courbes d’absorption. Anthocyanols et anthocyanosides. L’identification des anthocyanols et des anthocyanosides n’est pas .moins délicate que celle des pigments flavoniques. Elle est cependant nécessaire pour résoudre les problèmes de biochimie et de génétique concernant leur origine et leurs fonctions. Aussi M. Robinson et R. Robinson (19? 1-1932) ont-ils essayé de mettre au point une série de tests pouvant être appliqués à de petites quantités de plantes fraîches. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. L’extraction des fleurs se fait par l’acide chlorhydrique froid à J p. 100, et mieux avec des fleurs fraîches et en traitant les solutions :1e plus rapidement possible après leur préparation. Si la couleur des fleurs et des fruits n’apporte pas d’indications précises, à cause de la présence de co-pigments (fui la modifie parfois notablement, celle obtenue au point d’ébullition de la solution chlorhy¬ drique est plus sûre ; ainsi la coloration de cette solution varie du rouge orangé au bleu rouge en allant de la pélargonidine à la pæoni- .dine, à la cyanidine, à la malvidine et à la delphinidine. Les complexes avec le co-pigment sont dissociés à une température élevée ou par l’action des solvants. Les essais sont basés sur les colorations observées en présence jd’alcalis et avec le perchlorure de fer, et sur l’emploi des coefficients de distribution entre solvants non miscibles, mis au point par Schudel (1918) dans le laboratoire de Willsta'ter pour la séparation des antho- cyanols et de leurs mono et diglucosides. 11 est important, pour une interprétation correcte, de procéder le plus souvent par comparaison avec des échantillons d’anthocyanols et d’anthocyanosides purs, natu¬ rels ou synthétiques. Le test de couleur pris comme standard est une solution diluée de chlorure de cyanine, allant du rouge orangé au bleu rouge. On examine tout d’abord la solution originelle ; si la couleur est orangée, on en dilue une petite partie avec de l’alcool. Une partie de la solution est agitée avec de l’alcool amylique pour déterminer le nombre de distribution ; si ce dernier est élevé, pour certains antho- cyanosides et les diglucosides, une seconde extraction doit être faite. La solution est bouillie dans un tube à essai pour chasser l’air puis, alors qu’elle est encore chaude, on y ajoute goutte à goutte une solution aqueuse de soude à 20 p. 100 jusqu’à ce que la couleur vire du vert au jaune ou au jaune brun. Après quelques secondes d’ébullition, on additionne soigneuse¬ ment la liqueur encore chaude d’acide chlorhydrique concentré, jus¬ qu’à ce que l’anthocyanoside vire, indiquant une acidification. On ajoute encore une goutte d’acide et, après 15 secondes, on détermine ;à nouveau le nombre de distribution. 11 n’y a pas de changement dans ,1e cas des monoglucosides, ce dont on s’assure par une deuxième extraction. On continue dans le cas des diglucosides complexes ; le nombre de distribution tombe jusqu’à zéro. On note ensuite la couleur obtenue par addition d’acétate de sodium. On observe, pour les anthocyanosides purs, les couleurs sui¬ vantes : callistéphine, rouge violacé un peu brun sombre ; pélargo- nine, rouge bleuâtre brillant ; 3-glucosides de la pæonidine, comme la callistéphine mais plus brillant ; pæonine, rouge violet ; cyanine, vio¬ let ; mécocyanine (chrysanthémine), rouge violacé ; malvine, violet brillant ; oenine, violet sombre ; glucosides de la delphinidine, bleu violet ou bleu. La réaction est perturbée par diverses substances, com¬ me le fer ou le tanin. Dans le cas d’extraits tout à fait clairs, on peut essayer la réaction Source : MNHN, Paris CU. SAXNIÉ ET H. SAUVAIS. 78 au perchlorure de 1er. Du carbonate de soude est ajouté peu à peu jusqu’à virage de la couleur au violet ou au bleu. On revient ensuite en milieu acide en ajoutant juste assez d’acide chlorhydrique pour un titre de 0,5 p. 100. Une goutte de perchlorure de fer neutre donne une teinte violet, remplaçant le rouge de l’anthocyanoside, et plus in¬ tense. Le violet doit être pur et exempt de vert ou de brun ; si une teinte rougeâtre persiste, la réaction est négative. Ces mêmes auteurs ont préconisé une technique rapide pour l’identification des anthocyanols. Une purification préalable des antho- cyanosides est parfois nécessaire, mais le plus souvent inutile. Une hydrolyse s’effectue, soit par ébullition pendant quelques minutes avec un acide, soit par action des alcalis, soit enfin en ajoutant à leur solution son volume d’acide chlorhydrique concentré et faisant bouillir 30 secondes, ou davantage si nécessaire. On extrait la solution à l’alcool amylique, la couche alcoolique est lavée à l’eau, puis à l’acide chlorhydrique à 1 p. 100. On ajoute encore un peu d’acide chlorhy¬ drique à 1 p. 100, puis du benzène. La quantité de benzène nécessaire pour décolorer la couche supé¬ rieure donne déjà des indications sur la nature de l’anthocyanol en présence duquel on se trouve ; elle est par rapport au volume d’alcool amylique (un volume d’alcool amylique + trois volumes d’acide chlorhydrique à 0,5 p. 100), de trois à quatre volumes pour la delphi- nidine, de quatre à cinq volumes pour la pétunidine, de cinq à six pour la cyanidine et la malvidine, de huit à neuf volumes pour la pæo- nidine et de dix à onze volumes pour la pélargonidine. On extrait ensuite la solution benzénique filtrée par l’alcool amy¬ lique, et on répète les opérations ci-dessus à plusieurs reprises, puis on lave finalement la solution aqueuse acide d’anthocyanol à plusieurs reprises par le benzène pour enlever l’alcool amylique. On peut alors comparer la couleur de cette solution avec des témoins obtenus à partir d’anthocyanols connus, puis on y pratique les tests suivants : — Une petite portion est extraite à l’alcool amylique et l’on ajoute de l’acétate de soude ; on note la couleur. — On ajoute ensuite une goutte de perchlorure de fer et on agite doucement. — Une portion de la solution (ne renfermant pas plus de 4 mg p. 100 cm 3 ) est agitée avec un égal volume d’un mélange de cyclohexanol (1 volume) et de toluène (5 volumes) (réactif de la cyanidine). On note la couleur. Il faut veiller à ce que toute trace d’alcools (éthylique, amy¬ lique ou autre) soit parfaitement éliminée et que la concentration en acide soit bien 1 p. 100. Une portion, contenant environ 3 à 4 mg d’anthocyanol pour 100 cm 3 , est agitée à l’air et additionnée de la moitié de son volume de soude à 10 p. 100 (test d’oxydation) ; on traite ensuite immédiatement par l’acide chlorhydrique concentré et l’alcool amylique. — Enfin une portion est agitée avec une solution d’acide picrique à 5 p. 100 dans un mélange d’éther éthyl-amylique (1 volume) et Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 7!) d’anisol (4 volumes) (réactif de la delphinidine). Comme ce mélange ne peut être récupéré par distillation, on utilisera le réfractomètre pour s’en servir de nouveau et connaître sa concentration en anisol et éther. , Voici les résultats obtenus pour les principaux anthocyanols et nnthocyahosides : Pélargonidine. Acétate de sodium : coloration violet rouge ; Perchlorure de fer : rien ; Réactif de la cyanidine : largement extraite ; Réactif de la delphinidine : totalement extraite. La pélargonine et les autres 3-5 dimonosides de la pélargonidine donnent une coloration violette avec une solution aqueuse de carbo¬ nate de sodium, virant au gris bleu par addition d’acétone. Une preuve certaine est obtenue en ajoutant 1/4 du volume d’acide chlorhydrique concentrée et portant à l’ébullition une demie à une minute ; par extraction à l’alcool amylique apparaît une fluorescence verte carac¬ téristique de la pélargonénine. Les 3-glucosides de la pélargonidine, comme la callistéphine, donnent une coloration violet rouge par le carbonate de sodium, stable vis-à-vis de la soude. Aucun autre type d’anthocvanoside ne donne cette réaction. La pæonidine diffère de la pélargonidine par sa couleur et par les réactions colorées de ses glucosides. Pæonine (type 3-5 diglucoside) : coloration bleue par le carbonate de sodium. 3-glucosides de la pæonidine : carbonate de sodium, violet riche, inchangé par la soude. Cyanidine. Solution violet rougeâtre par addition d’acétate de soude à l’extrait par l’alcool amylique sur l’eau. Le perchlorure de fer transforme le violet en bleu vif (ne pas confondre avec la malvidine contenant une trace di’anthocyanol réagis¬ sant avec FeCl 3 ). Assez stable au test d’oxydation. Coloration rose rouge par le réactif de la cyanidine (la malvidine donne une teinte mauve.très pâle). L’extraction par le réactif de la delphinidine n’est pas complète à partir de solutions diluées. Pour distinguer la cyanidine de la malvidine impure, le mieux est de faire la réaction au perchlorure de fer sans acétate de sodium, en employant une solution dans l’alcool amylique soigneusement lavé et en diluant avec de l’alcool éthylique ; du reste, c’est seulement pour les 3-5 dimonosides de la cyanidine qu’il risque d’y avoir confusion ; les réactions des 3-monosides sont caractéristiques. Cganine : carbonate de sodium, belle coloration bleu pur, instable en présence de soude ; la mécocyanine (chrysanthémine) donne avec le carbonate de sodium une couleur bleue-violette, passant au bleu par la soude. Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. 80 Malvidine : avec le lest alcool amylique-acétate de sodium, colo¬ ration violette légèrement plus bleue que la cyanidine, non modifiée par le perchlorure de fer. Se rencontre rarement pure. Pratiquement inaltérée par le Iqst d’oxydation. Non extraite par le réactif de la cyanidine, complètement extraite par celui de la del- phinidine. Mdivine (3-5-diglucoside) : carbonate de sodium, couleur d’un beau bleu-verdâtre, tandis que l’œnine (3-gIucoside) donne une couleur bleue violette, inaltérée par la soude. Pétunidine. Alcool amylique-acétate de sodium : violet bleu, de¬ venant bleu franc par le perchlorure de fer. Détruite par le test d’oxydation. Non extraite par le réactif de la cyanidine. Coefficient de partage plus faible que la cyanidine dans le réactif de la delphinidine. Le meilleur moyen de l’identifier consiste à opérer des extractions successives de sa solution avec de petites quantités de réactif de la delphinidine. Delphinidine. Solution bleue dans l’alcool amylique par action de l’acétate de sodium. Détruite par le test d’oxydation. N’est extraite ni par le réactif de la cyanidine, ni par celui de la delphinidine. Les glucosides de la delphinidine ne peuvent être identifiés par leurs réactions colorées que par comparaison avec des témoins syn¬ thétiques. Hirsutidine. On la trouve rarement ; ses réactions sont semblables à celles de la malvidine. Les réactions colorées des anthocyanosides nécessitent très sou¬ vent une purification préalable de ces corps, en particulier pour les anthocyanosides complexes. Voici comment on peut la réaliser : Pour les 'diglucosides, il suffit en général d’extraire à fond leurs solutions à l’alcool amylique. Si celà ne suffit pas, le pigment est extrait et dissous dans un mélange alcool amylique-acétophénone (2/1) jen présence d’acide picrique, la couche organique agitée avec de l’acide (chlorhydrique à 1 p. 100 et diluée à l’éther. Puis on enlève soigneu¬ sement l’acide picrique de la solution aqueuse par l’éther. Les monoglucosides sont purifiés de la même manière, mais en extrayant à la cyclohexanone ou à l’acétate d’éthyle, en présence d’acide picrique ; les extraits sont précipités à l’éther de pétrole et les anthocyanosides repris par l’acidé chlorhydrique à 1 p. 100 ; on extrait ensuite la solution acide au benzène, puis à la cyclohexanone et de nouveau au benzène en répétant plusieurs fois, si nécessaire, ces opérations. Il faut noter cependant que la purification à l’acide picrique est souvent pénible et parfois impossible ; la cyclohexanone est un meil¬ leur solvant. On peut soit utiliser la méthode de relargage par les sels neutres pour modifier le coefficient de distribution de la solution Source : MNHN, Paris I.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. aqueuse clans l’alcool ainylique ou l’alcool butylique, soit de préférence recourir à la chromatographie (voir p. 21). La méthode de partage permet aussi, dans certaines conditions, de distinguer les pentoseglucosides des mono et des diglucosides. La couleur de la couche d’alcool amylique est plus marquée que celle de la couche aqueuse dans le cas des monoglucosides, tandis qu’avec les rhamnoglucosides, c’est dans la couche aqueuse que la couleur est la plus persistante. De même, pour de faibles concentrations, la couche d’alcool amy¬ lique est incolore aussi bien avec les pentose-glucosides qu’avec les diglucosides, mais l’extraction de ces derniers n’est pratiquement pas modifiée par addition de sels à la couche aqueuse, tandis que celle des pentoseglucosides est très accrue. Les méthodes mises au point par Robinson et que nous venons «le résumer permettent, avec suffisamment d’expérience, de procéder à l’analyse rapide des anthocyanosides d’une plante sur des quantités pas trop importantes, donc de suivre leurs variations au cours de l’évo¬ lution de la plante. CHROMATOGRAPHIE SUR PAPIER. On pouvait penser que la méthode chromatographique, si simple et si élégante, ferait faire de grands progrès à l’étude des pigments anthocyaniques. Il ne semble pas cependant que l’on ait tenté de mettre au point une méthode systématique d’analyse analogue à celle de M. et R. Robinson. Par contre, tout récemment, l’emploi de la chroma¬ tographie sur papier élaborée par Consden, Gordon et Martin (1944) semble sur le point de résoudre ce problème. Cette méthode, proposée en 1948 par Rate-Smith, constitue la technique la plus récente et, semble-t-il, la plus appropriée pour l’iden¬ tification rapide des pigments dans les extraits des plantes. D’une part, la valeur du R h -, c’est-à-dire la distance relative par¬ courue par chacune des substances, comparée à celle d’une substance standard du même type, est un premier élément d’identification. D’autre part, les taches foçmées par ces différentes substances ne sont pas identiques comme coloration en lumière ultra-violette et en lumière solaire. De plus, elles prennent une couleur différente quand on soumet le papier à des vapeurs ammoniacales. Enfin, il faut encore noter l’action du nitrate d’argent, tel qu’on l’emploie pour l’identification des sucres réducteurs. Certains poly- phénols tels que le catéchol réduisent le nitrate d’argent ammoniacal à froid, ce qui permet de les identifier. Or, après hydrolyse de certains pigments comme les anthocyanosides, on obtient par traitement au nitrate d’argent ammoniacal ou par examen aux UV des taches don¬ nées par les anthocyanols, des valeurs de R F qui peuvent être attri- Mémoirbs du Muséum, Botanique, t. II. 6 Source : MNHN, Paris 82 CH. SANNlfi ET H. SAUVAIS. buées aux produits de scission tels que le catécho), le phloroglucinol, le pyrogallol, etc... Les solvants employés sont le mélange eau-butanol-acide acétique (50-40-10) et le phénol 1 p. 100-acide acétique. On sait que le Dahlia contient, d’après les travaux de Lawrence et Scott-Moncrieff, deux anthocyanosides et deux flavones qui ont été mis en évidence par la méthode de Robinson et Robinson (1931- 1932). Par la méthode chromatographique de Consden, Gordon et Martin (1944), Bate-Smith (1948) a identifié ces 4 pigments dans un extrait chlorhydrique à 1 p. 100 de pétales de Dahlia. Cependant, les résultats ne sont pas absolument constants d’une expérience à l’autre. D’après l’auteur, ceci doit être attribué à l’action de l’acide chlorhydrique de l’extrait. L’anthocyanoside en effet est alors présent à l’état de sel d’oxonium et change de couleur à pH = 3. Lorsque la solution chlorhydrique parcourt le papier, elle se trouve équilibrée par la solution acétique ayant un pH plus élevé, et l’antho- 'cyanoside passe à l’état de base colorée ; la tache rose devient mauve. La vitesse de propagation du sel étant plus lente que celle de la base colorée, le R F d’un anthocyanoside en solution chlorhydrique est plus faible qu’en solution neutre. Au contraire, pour les anthocyanols obtenus après hydrolyse des anthocyanosides, et spécialement pour la cyanidine, on observe une grande instabilité si l’acide chlorhydrique n’est pas présent en grande quantité. La meilleure stabilité est obtenue avec de l’alcool butylique équilibré avec de l’acide chlorhydrique 2N. Mais si l’acide chlorhydrique détermine quelques variations, il offre en revanche de nombreux avantages dans le cas des anthocyano¬ sides, car les taches sont moins diffuses qu’avec les extraits aqueux. D’ailleurs les éléments de comparaison, anthocyanosides naturels ou synthétiques pris comme référence, tels que les chlorures synthétiques de cyanine, de pæonine, de malvine, d’hirsutine, la cyanine du Bleuet, etc..., sont utilisés également en solution chlorhydrique à 1 p. 100, ce qui tend à compenser les variations ayant cette cause. Les résultats obtenus ont montré pour les anthocyanosides du Dahlia deux taches dont les R F varient entre 0,12 et 0,19, et 0,19 et 0,25. Lorsqu’on a éliminé l’acide acétique, on observe que la tache donnée par le premier pigment est bleu mauve et correspond à la cya¬ nine synthétique ; la deuxième, rose œillet, serait de la pélargonine. De nombreux autres anthocyanosides provenant de diverses fleurs ont été étudiés par Bate-Smith et ont donné des résultats fort instructifs. Dans l’ensemble, pour les pigments anthocyaniques, une concentra¬ tion plus élevée de la solution chlorhydrique provoque une baisse du R p , mais l’élimination d’un glucide et une méthylation l’élèvent. La position de la tache donnant des réactions colorées renseigne sur la nature de l’anthocyanoside et, par chromatographie de ses pro¬ duits d’hydrolyse, on peut préciser son identité. En ce qui concerne les flavones, d’après les nombreux examens Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 83 de llavones pures ou de leurs glucosides faits par l’auteur, le butanol- acide acétique est le solvant qui donne les valeurs les plus régulières de R p . Le R~ s’abaisse avec l’augmentation des oxhydryles. Il en est de même pour les groupes sucrés, sauf dans le cas des rhamnosides, et la position du groupe glucidique modifie beaucoup cet abaissement. Les monosides des principales flavones ont des R f . qui baissent bien au delà de la série des valeurs des anthocyanosides ; le R. des biosides et probablement des diglucosides rejoint l’ordre de grandeur des antho¬ cyanosides. Les valeurs des R,- des isoflavones sont identiques à celles des flavones correspondantes, mais on ne peut les révéler sur le chro¬ matogramme qu’à l’aide d’une solution aqueuse de perchlorure de fer. Wender et Gage (1949) ont déterminé les valeurs des R F pour onze pigments llavonoïdes dans le chloroforme, l’acétate d’éthyle, le phénol, l’alcool butylique — acide acétique. Les mélanges de quatre à six pigments furent séparés sur une bande de chromatogramme à une seule dimension, en choisissant le solvant qui donnait les plus grandes différences de valeurs de R F pour chaque pigment. L’examen en ultra-violet du chromatogramme développé facilite l’identification des pigments auxquels on appliqua les tests colorés habituels sur chaque zone du chromatogramme ; les acides borique et citrique, le chlorure d’aluminium alcoolique, l’acétate basique de plomb donnaient en lumière ultra-violette une fluorescence intense, et les couleurs attendues en lumière ordinaire. On a identifié aussi par cette méthode d’autres constituants des plantes, tanins et substances voisines. Les plus simples des polyphé- nols et leurs dérivés méthylés ont montré de valeurs de R F très régu¬ lières. Le nitrate d’argent ammoniacal et une solution aqueuse de per¬ chlorure de fer peuvent être utilisés comme révélateurs. Il semble donc bien que la méthode de chromatographie sur papier puisse rendre de fructueux services pour l’identification rapide de nombreuses substances ; elle serait ainsi particulièrement précieuse dans les recherches génétiques. Asahina (T. Y.) et ïnubuse (M.). — Ber., 61, 1646-50 (192&). Balakrishna (K. J.), Rao (N. P.) et Seshadri (T. R.). Proc. Indian Acad., Sci., 29, 394-403 (1949). Ballio (A.) et Pocchiari (F.). — Gazz. Chim. ital., 79, 913-23 (1949). Bancroft (W. R.) et Rutzler CO Flavanone On peut obtenir ainsi, soit directement les flavones ou les fla- vonols, soit passer des flavanones à ces dérivés. Les premiers, Kostanecki et ses élèves ont montré, de 1898 à 1907, que l’on obtenait des flavones en traitant les dérivés dibromés des chalcones du type I, c’est-à-dire des o-hydroxyphénylstyrylcétones, par la potasse alcoolique. La réaction est la suivante : Ml + ■** CH=CH— C e H s ^/^CO-CHBr—CHBr—C 6 H 5 O Plus récemment, Hutchins et Wheeler (1938) ont montré que les rendements étaient meilleurs avec KCN alcoolique. De même, les o.hy- droxyphényl a bromo P alcoxyphényléthylcétones se transforment en flavones sous l’action de KCN alcoolique. L’emploi de KCN ou de la chaleur seule, au lieu d’alcali fort, dans cette cyclisation, empêche la formation de benzilidènecoumarones. Source : MNHN, Paris 8li CH. SANNIÉ ET II. SAUVAIN. C’est ainsi que HuTchins et Wheelek ont synthétisé la chrysine, l’apigénine et la lutéoline, alors que par la méthode primitive de Kos- tanecki, les chalcones dibromées contenant un noyau de phlorogluci- nol donnent les benzilidènecoumarones correspondantes. Par l’action des acides dilués, les o.hydroxystyrvlcétones donnent des flavanones. On peut aussi obtenir celles-ci par l’action des alcalis dilués (Saiyad, Nàdkarni et Wheelek (1939), Russet, et Clark (1939), etc...). De même, si l’on part d’une o.hvdroxy a-méthoxychalcone on obtient les 3-hydroxvflavanones correspondantes (Kimura, 1938). Si l’on emploie comme acide, pour la cyclisation, un acide actif (el que l’acide d.camphosulfonique. on peut obtenir les flavanones optiquement actives. Ainsi Fujise et Sasaki (1938) ont transformé le l.matteucinol en d.matteuciaol, après racémisation, ouverture du cy¬ cle pyranique pour obtenir la chalcone, puis nouvelle cyclisation en présence d’acide d.camphosulfonique. Tatuta (1940) a ainsi synthé¬ tisé les d.7-hydroxv, d. 5-7-dihydroxyfIavanones et le d.homoériodic- tyol. La cyclisation des aryloxy ou alcoyloxydibenzoylméthanes sous l’action de S0 4 H 2 , HI, HBr dans CH.COOH, le mélange acide acétique- anhydride acétique ou acétate de Na + anhydride acétique, etc... conduit de même aux flavones. Ces dibenzoylméthanes (I) peuvent eux-mêmes être obtenus en condensant : a) les acétophénones o.al- coxylés avec des esters d’acides aryliques : b) les esters o.alcoylés avec les hydroxyacétophénones ; c) par réarrangement des esters o.benzoïques des o.hydroxyacétophénones sous l’action du sodium (Na + éther ou toluène, éthylate de soude ou mieux NH,Na (Mahal et Venkataraman, 1934) (réarrangement de Baker-Venkataraman, 1933). CHjO^/^/OCHs a) . j y\:o-c och 3 ch 3 o. + C 2 1I 5 0-C0-C 6 H 5 OCH 3 V X CO-CH 2 —CO—C S 1I 5 OC1I- y /X CO-OC 2 H 5 ^/\C0-C11 3 ooh 3 Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. OCH* 1 .O-CO-C.H: Na + éther c + Na { CjHjONa Na NH 2 OCH 3 A /OH YNx>-< och 3 H, S HI ou H Br d S0 4 II, CIIjCOONa acétique Il O déméthylé par A1CI 3 dans éther OCH, AÂ/- AU™ I CO OCII 3 Ces synthèses ont été utilisées par de nombreux auteurs, en par¬ ticulier par Baker (1933), Mahal et Venkataraman (1933-1934), Vir- kar et Wheeler (1938), Nakazawa (1939), Horii (1939), Sastri et Seshadri (1946). Baker, Brown et Scott (1939), Doyle, Cogan, Go- wan, Keane et Wheeler (1948), etc... L’emploi des (û-2-dibenzoylacétophénones conduit, de la même manière, aux flavonols (Chavan et Robinson 1933, Baker 1934, etc...). 0-CO-C.H, ' J + \>/\co-ch 2 o-coc 6 h s CH3COOK sec et alcool ! L La méthode préconisée par Baker et par Chavan et Robinson, présente l’avantage de ne nécessiter que des conditions opératoires très douces. C'est ainsi que Chavan et Robinson (1933) ont pu obtenir la galangine à l’ébullition de l’alcool. Baker (1934) signale que la transformation des dibenzoylméthanes en flavones s’opère même à la température ordinaire, ce qui peut présenter un grand intérêt pour la synthèse des glucosides des flavones correspondant aux flavonosi- des naturels. Mais, dans toutes les techniques ci-dessus, on est dans l’obliga¬ tion d’employer des dérivés alcoylés des acétophénones, de telle sorte que l’on obtient les flavones ou les flavonols alcoxylés. Il faut ensuite libérer le oxhydryles bloqués, ce qui n’est pas toujours possible. Source : MNHN, Paris CU. SANNIÉ ET H. SAUVAIS. Au contraire, la synthèse proposée par Allan et Robinson (1924) permet d’obtenir directement les flavones ou les flavonols avec des oxhvdryles libres, non éthérifiés. Elle consiste à chauffer à environ 180°-185° pendant trois heures les acétophénones avec l’anhydride et le sel de Na d’un acide aromatique. On peut ainsi choisir à volonté, soit l’acétophénone, soit l’acide hydroxvlé. Si l’on prend une méthoxv- acétophénone, on obtient le méthoxyflavonol correspondant. Les acétophénones employées le plus souvent sont la résacétophé- none HO^\OH -CH, la phloracétophénone HO^OH I! %^CO-CH, et leurs dérivés méthoxylés. La réaction peut être écrite de la manière suivante : H0^\0H j C 8 H s COONa i -CHj-CO-C s H s HOj^N; /X j,-^ ^ CO ■hydroxyflavoi Il y a formation intermédiaire d’une P-dicétone, qui est cyclisée par ébullition de 30 à 45 minutes dans une solution alcoolo-aqueuse de KOH à 10 p. 100. L’emploi de matières premières méthylées, avec déméthylation partielle ou totale par HI ou A1C1 3 dans C 0 H.-,NO 2 , abou¬ tit à toute une série de flavones ou de flavonols. Cette réaction a été abondamment utilisée, en particulier par Robin¬ son et ses élèves et plus récemment par l’école indienne. Citons, parmi les flavones obtenues, les 7-hydroxy-3-5-8 triméthoxy et 3-5-7-8 tétra- hydroxyflavone (8-hydroxygalangine), la primétine (5-8-dihydroxyfla- vone), la ■wogonine, la chrysine, l’acacétine, le pratol, la robinétine, la tricine, la genkwanine, la tangéritine l’herbacétine l’hibiscétine, l’izal- pinine, la primétine, la patulétine, la calyoptérine, la 6-8 dihydroxy- galangine, la rhamnazine, la rhamnocitrine, divers éthers méthyliques du kaempférol, la baïcaléine, etc... Source : MNHN, Paris U5S COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. La méthode d* Allan-Robinson est certainement l’une des plus pratiques et des plus fréquemment utilisées pour la synthèse des fla- vones et des flavonols, d’une part parce qu’il est assez facile de syn¬ thétiser les matières premières de départ : hydroxy-acétophénones et acides, d’autre part à cause de sa très grande souplesse et de sa géné¬ ralité. Les autres modes de synthèse signalés présentent moins d’impor¬ tance. L’action des arylaldéhydes sur les dérivés chlorés des o.hydroxy- acétophénones (I) ou sur les acétophénones elles-mêmes (II), conduit à des chalcones que les alcalis ou même le tampon borate-NaOH à pH 10,9 à 37° pendant 30 jours, cyclisent en flavones ou en flavanones. ,OH + C 6 H 5 CHO a/ oh 0 I CHC«H„ -> { ^/\co—üci /OCHg ^OH HO^ x jiOH ÇH- + N.OH-> ^X co J„ /OCH 3 L/ oh (Rao et Seshadri, 1941). (Kostanecki et Szabranski, 1904). V-O. méthylbutéioe par SO*H; ^N/ScH—^ ^OH 4’-0. méthylbutine Les chalcones sous l’action des acides donnent les flavones, com¬ me ces dernières redonnent les chalcones sous l’action des alcalis di¬ lués. Cette méthode a en particulier été employée par Zemplen et Bo- gnar (1942) pour la synthèse de la phlorizine naturelle, en condensant la 2-(tétraacétyl d glucoside) 4-benzoylphloroacétophénone avec l’aidé-_ hyde p.oxybenzoïque par la potasse. On obtient le 5-glucoside de la naringénine, qui, par réduction catalytique, donne le 2-glucoside de la phlorétine, identique à la phlorizine naturelle. L’asébotine s’obtient de même à partir de l’éther 4-méthylique de la phloracétophénone (Zemplen et Mester 1942). Source : MNHN, Paris 90 CH. SANNIÉ ET H. SAl'VAIN. /y\/ 0H C»H,COOYsV ^''CO-CH, 0-C*H t O s (CO—CUjH | CO «0% Cl I CO 6-gi ^011 Shinoda et Sato (1928) ont pu appliquer la synthèse de Kosta- necki à des composés contenant des groupes OH libres en employant la réaction signalée par 'Behn (1898), consistant à condenser les chlo¬ rures des acides cinnamiques ou hydrocinnamiques avec les polyhy- droxyphénols par A1C1 3 dans le nitrobenzène. On obtient ainsi les chal- cones ou les hydrochalcone® qui aboutissent ensuite aux flavanones. H V> C10C-CH=CH-C«H S v OH Phloroglucinol CIOC—CIlj—CIIj—C 6 H s I J par AlCl s • HO. 7 NO H Ç H I I et R0| / 'jOH < j H I ! CD Yh''°° / Hydrochalconc —> flavanone Avec la résorcine, le produit principal est une chalcone, tandis qu’avec le phloroglucinol, c’est une flavanone. Les auteurs pensent que la présence d’un oxhydryle en 6 rend l’oxhydryle en 2 si réactif dans la chalcone intermédiaire formée que celle-ci se cyclise immé¬ diatement en flavanone. * Shinoda et Sato ont ainsi synthétisé l’isosakuranétine, la narin- génine, la sakuranétine, l’ériodictyol, l’homoériodictyol, la butine, la phlorétine, la citronétine et diverses autres flavanones (voir aussi Fujise et Mitsui, 1934). Les conditions optima de cette synthèse ont été précisées par Huzize et Tatsita (1941). Les constatations de Narasim-Hachari et Seshadri (1948) expli¬ quent aisément ces résultats. Ces auteurs ont en effet bien mis en évi¬ dence le rôle joué par un oxhydryle en 5 dans la molécule des flavano- Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. nés (donc en 6 ’ dans les chalcones correspondantes) sur la stabilité de ces corps. Les flavanones ayant un oxhydryle en 5, comme celles dérivées du phloroglucinol, ne sont pas transformées en chalcones par ébullition avec SO 4 H 0 à 7 p. 100, alors que celles qui n’en ont pas, par exemple celles dérivées du résorcinol, le sont aisément. De même les premières se dissolvent facilement dans NaOH à 10 p. 100 à froid et sont préci¬ pitées intactes par acidification, alors que les secondes se dissolvent dans la soude à chaud seulement, et l’acidification de ces solutions donne des chalcones. Il se ferait, par chélation, une liaison hydrogène entre l’oxhydryle en 5 et le CO en 4, qui stabiliserait la molécule et empêcherait sa transformation facile en chalcone. Signalons enfin que Sera et Prosche (1936) ont obtenu des fla- vones au lieu de flavanones, dans certains cas, en remplaçant le chlo¬ rure de cinnamoyle par le dérivé acétylénique correspondant C 6 H B —C = C—COC1. Nous ne ferons ici que citer la cyclisation du chlorure de P-phé- noxycinnamoyle en flavone par A1C1 3 : s'V U C—C»H. Il CH—COCI dont l’intérêt est très limité par la difficulté d'-obtention du chlorure d’acide. En 1934, Oyamada a montré que les o-hydroxychalcones se trans¬ formaient en flavonols lorsqu’on les traitait par H 2 0 2 en présence d’alcali dilué (Algar et Flynn (1934) ont proposé un mécanisme pour expliquer la réaction). En 1935, Mahal, Rai et Venkataraman ont éta¬ bli que l’oxydation par Se0 2 des phénylstyrylcétones aboutissait aux flavones. Reichel et Steudel (1942) ont pu ainsi préparer divers glu- cosides des flavanones et des flavonols. L’oxydation peut être effectuée par d’autres oxydants tels que Mn0 4 K + S0 4 H 2 (Algar et Carey, 1937), le nitrite d’amyle et HCl (Row et Seshadri, 1945 ; Rajagopalan, Row et Seshadri, 1946), per¬ mettant ainsi de passer des flavanones aux flavonols. Particulièrement intéressantes sont les recherches de Karrer sur l’oxydation des sels de benzopyrylium en flavonols. L’oxydation douce des anthocyanols par le monoperacide phtalique donne les flavonols. Ainsi, le chlorure de 2-phényl-3-méthoxybenzopyrylium traité par XOOH C ‘ H ‘ Vco <£ h donne la 2-3 diméthoxyf'avanone, qu’on transforme en flavonol par ébullition à reflux avec un mélange de 20 cm 3 d’alcool méthylique, Source : MNHN, Paris 92 CH. S A N MK ET H. S A U VA IN. 2 cm 3 d’H a O et 8 cm 3 d’HCI concentré pendant 3 heures. De même, le chlorure de 3-7-4’ triméthoxy 2-phénvIbenzopyryIium, par traitement à l’acide perphtalique à la température ordinaire en quelques heures, puis traitement avec une solution de CO ;i NaH, donne le 7-4’ dimé- thoxyflavonol. Cette réaction est d’un grand intérêt pour la transformation des dérivés pyrylium en flavones, qui n’est possible que dans quelques cas et seulement par des méthodes spéciales. Tout récemment, Miss Dunne et ses collaborateurs (1950) ont pro¬ posé une élégante synthèse des flavones et des flavonols par simple cyclisation thermique des esters des o.hydroxyacétophénones. Le chauffage à 250" pendant 30 minutes au sein du glycérol anhydre transforme les esters des o.hydroxyacétoarones en flavones ou en fla¬ vonols, avec des rendements parfois comparables à ceux de la méthode Baker-Venkataraman. Il est probable qu’il se forme un dibenzoylméthane, par un méca¬ nisme thermique, mais analogue à celui observé dans le réarrangement de Baker-Venkataraman. En présence d’un anhydride d’acide, on obtient des 3-benzoylflavones : //\/\n* ■ I I >s + VA/™. O G Signalons enfin la curieuse réaction signalée par Iyer et Venka- taraman (1946) qui ont transformé les 6-hydroxyflavones en 5-6 dihy- droxyflavones par couplage avec le chlorure de benzenadiazonium CeHj—N = N—Cl ; le couplage se fait en position 5, donnant la 5- phénylazo-6-hydroxyflavone qui, par réduction par Zn + CH 3 COOH, Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. !i;î est transformée en dérive 5 aminé. Une nouvelle diazotation du grou¬ pe 5 amino puis sa décomposition par S0 4 H 2 à l’ébullition donne la 5-6 dihydroxyflavone. D’après les auteurs, la méthode pourrait être gé¬ nérale. L’introduction d’un oxhydryle en ortho d’un OH non bloqué peut encore être réalisée par la réaction mise au point, pour les chromones ou les flavones, par Rangaswami et Seshadri (1939). Elle consiste à condenser le phénol avec l’hexaméthylènetétramine dans l’acide acé¬ tique, pendant 6 heures à 100 ', puis chauffer avec HCl au tiers ou au demi. On obtient l’orthoaldéhyde correspondante, que l’oxydation par H 2 0 2 en solution alcaline transforme en orthodiphénol. Seshadri et ses collaborateurs (1947-1948) ont tout récemment montré que l’on pouvait réaliser l’oxydation partielle des noyaux ben- zopyraniques dans les flavones et les flavonols en traitant leur solution alcaline par une solution de persulfate de potassium (4 g dans 60 cm 3 d’eau) à froid (15-20°), en agitant trois heures. On laisse une nuit, neutralise l’alcali par HCl et la flavone non transformée se précipite ; on achève de l’extraire à l’éther et l’on isole le produit d’oxydation après hydrolyse par recristallisation de l’alcool aqueux. L’application de ce procédé aux 5-hydroxyflavones ou 5-hydroxy- flavonols conduit aux 5-8 dihydroxydérivés ; on a ainsi un moyen com¬ mode d’atteindre ces substances ; on peut du reste procéder à l’oxyda¬ tion sur les acétophénones elles-mêmes. Aves les 7 hydroxyflavones ou flavonols, on atteint ainsi les composés 7-8 dihydroxylés, mais avec un rendement plus faible. II se fait dans cette réaction comme terme in¬ termédiaire un sulfate soluble que l’on peut parfois isoler. On passe des dérivés flavoniques aux glucosides par les méthodes classiques : action de l’acétobromoglucose ou des acétohalogènohexo- ses ou pentoses sur les flavones en présence de C0 3 Ag 2 ou Ag a O, puis hydrolyse du dérivé tétraacétylé par les alcalis. Fujise et Mitsui (1938) ont ainsi obtenu divers glucosides des flavanones, et même Bockmühl et Bartholomaus (1940), Zemplen et ses collaborateurs (1942-1944) ont réalisé la synthèse de divers glucosides, phlorizine, naringine, asébotine, hespéridine, isoasébotine, 4’-glucoside de la sakuranétine, salipurposide et isosalipurposide, toringine, ononine, etc... en conden¬ sant l’acétobromoglucose avec les acétophénones, puis en faisant réagir le dérivé obtenu sur un arylaldéhyde. Reichel et Steudel (1942) et Reichel et Schickle (1942) sont par¬ venus à réaliser de telles synthèses à 25° en milieu tamponné à pH 8,3, c’est-à-dire dans des conditions s’approchant autant que possible des conditions physiologiques. Synthèse des isoflavones. Comme nous l’avons dit, les isoflavones diffèrent des flavones par la position du groupe phénylique latéral, en 2 dans les flavones, en 3 dans les isoflavones. Source : MNHN, Paris 94 CH. SANNIÉ ET H. SACVAIN. La synthèse de ces dérivés a été moins étudiée que celle des flavo- nes et les procédés d’obtention des isoflavones sont beaucoup moins nombreux. Presque tous ont été mis au point par Robinson et ses élè¬ ves, Baker, Venkataraman etc... et par Wessely -et coll. La condensation de la 2-4 dihydroxvphényl-benzylcétone (I) avec l’anhydride cinnamique et la cinnamate de Na, d’une manière analo¬ gue à celle utilisée dans la méthode d’ALLAN-RoBiNSON, aboutit à la 7-cinnamoyl 2-styrylisoflavone (II) que l’on transforme aisément en 7 méthoxyisoflavone. H(L -/OH +îCH = CH—C 6 H 5 y y -\ „ COOH '^' /;x CO.CH 3 C B H 3 3 \-^\/\ il ! COO—^\/ x C.CH = CH.CbHj •C.Cfills 7. méthoxyisoflavono On peut, du reste, comme l’ont montré Wessely (1939), Venka¬ taraman (1934), Spath. (1930) et leurs collaborateurs, remplacer l’aci¬ de cinnamique par le formiate d’éthyle ; la condensation s’effectue sous l’action du sodium. Ainsi on peut obtenir la formononétine (Wessely et al. 1933) en chauffant la 2-4 dihydroxy 4’ méthoxybenzoïne (I) avec l’éther formi¬ que en présence de poudre de Na, en tube scellé, à 100° : HO^OH + HCO—OCjH 5 HO^ X OHCHü ch,-c s h,och3 Il * |c-c«h 4 och s Wessely (1933) a obtenu de même la daidzéine à partir de la même désoxybenzoïne déméthylée en 4’, Joshi et Venkataraman (1934) ont obtenu l’isoflavone à partir de l’o-hydroxybenzoïne OHC 6 H 4 —CO— CH 2 —C 6 H 5 , Mahal, Rai et Venkataraman (1934) la pseudobaptigénine, la formononétine et la daidzéine, Ballio et Pocchiari (1949) de nom¬ breuses isoflavones. Récemment Sathe et Venkataraman (1949) ont montré qu’il suf¬ fisait de chauffer à l’ébullition les o.hydroxvphénylbenzylcétones dans la pyridine contenant un peu de pipéridine, en présence d’ester ortho- formique CH=(OCH s ) 3 , pour obtenir des isoflavones. Ils ont pu ainsi synthétiser diverses isoflavones, en particulier la prunétine (Iyer, Shah et Venkataraman, 1949) ; la réaction ne s’applique pas à la Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 95 phloroglucinol-benzylcétone si les trois oxhydryles du noyau phloro- glucinol sont libres, mais elle s’applique si les OH en 4 et 6 sont mé¬ thylés. La condensation des polyphénols avec le nitrile phénylacétique donne des cétones du type II (Baker et Robinson, 1925) qui, par action ho^^oh CH,-^ l| I N= • Il + CN ■v OH ^OH HO^\OH l 2 -(f ^OH d’anhydride acétique + acétate de Na à 180°, se cyclisent en 2 méthyli- soflavones, mais avec un mauvais rendement : fŸY— ch 3 UUci- c > " 2 méthylgénistéinn On peut ensuite supprimer le groupe méthyle en 2, comme l’ont montré Baker, Robinson et Simpson (1937), en le condensant avec le benzaldéhyde, en oxydant le dérivé styryl formé en groupe COOH en 2, puis en décarboxylant par chauffage avec CH 3 COOH et HBr. Dans certains cas cependant, alors que la méthode au formiate n’aboutit pas, le traitement par l’acétate de soude permet la synthèse (Mitter et Maitra, 1936). Récemment, Shriner et Hull (1945) ont combiné la synthèse des desoxybenzoïnes par condensation d’un nitrile et d’un polyphénol et la condensation avec le formiate d’éthyle et Na. Ils ont pu ainsi obtenir la génistéine et la 8-méthylgénistéine. Beaucoup plus générale est la méthode préconisée par Baker, Pollard et Robinson (1929) qui font réagir un polyphénol sur une bromoacétophénone pour obtenir un polyhvdroxyphénacyloxybenzè- ne (I). CHj-CO.CsHï W U) HCN transforme (I) en une cyanhydrine (II) qui se cyclise par l’action du chlorure de Zn + HCl en une cétimine (III) que l’on hy¬ drolyse en 3-hydroxyisoflavone (IV), puis en isoflavone (V). Source : MNHN, Paris 96 CH. SANNIÉ ET H. SAÜVAIN. V > '\ /N 'CHj—CO—C,H S + HCN - YY>H a I i L „ in CN OH (II) . uy-c:> X yy ]CH, — ' /° H CO \_/ (V) (IV) Les limites d’utilisation de cette méthode ont été exposées par 'Baker, Morgan et Robinson (1933) qui ont montré que la présence d’un grou¬ pe OCH3 en para par rapport au CO, par exemple dans les cyanhydri- nes de I et de II, empêchait la formation du cycle pyranique ; les au¬ teurs ne purent obtenir que les dérivés coumaraniques correspondants: CH,O v „ 9 Y> i CH > CH,0. „ 9 YY>» ■ I J IcoY ^OCH, cH.o/y X7 ” ch^YOh, OCH, 1 och 3 YY> H - /OCH, och ^\Ach, — 1 I f / 0CH ’ IJ IcoY SoCH, CH a O/ V X ==C OCH 3 II 0CHs och,/ y c-cH, OCHj N)CH 3 Particulièrement intéressante est la synthèse de furanoisoflavones reliées aux dérivés roténoïdes de la racine de Derris : toxicarol, derri- tol, isoderritol, elliptol, roténone. Ces furanoisoflavones donnent un test de Durham positif suivant la technique de Harper (1942), mais Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. !)7 n’ont presque toutes qu’une toxicité beaucoup plus faible ou négli¬ geable. Le toxicarol (I), le derritol (II), l’isoderritol (III) et l’elliptol (IV) sont des benzyl o-hydroxyphénylcétones substituées du type suivant, dans lequel R est soit — C(CH a ) = CH 2 (II), soit (III), soit H (IV). (Les formules I, II, III el IV sont celles des éthers méthyliques). OCH s \_ >°-c CO OH 1YT\ wy> ch U°< OCH, \_ CHjO-îf >Cf “\ OCH.., ï\ CH,—CH-R HO^ /x O I III et IV CH = C-U La condensation de la cétone avec le formiate d’éthyle et le sodium donne un produit intermédiaire (V) qui est un isoflavanonol, que l’ébullition avec l’acide acétique transforme en 7-8 furano-isoflavo- ne (VI) (Harper 1942). CO HCOOCjHj CH 3 ( ,°ff—-nn och^AAo (VI) GHssi— La karangine, isolée de l’huile de Pongamia glabra, est la 3-mé- thoxy-7,8 furanoflavone ; sa synthèse a été faite récemment par Ses- Mémoires du Muséum, Botanique, t. II. 7 Source : MhlfHN, Paris CH. SANNlf: ET H. SAUVAIS. hadri et Venkateswarlu en partant de l’aldéhyde v-résorcylique avec lequel ils préparent la 4-hydroxycoumarone (Karanjol) (V), puis par la méthode de Harper (1939) l’acide karanjique (VI) et l’oimé- thoxy-acétyl-Karanjol (VII) d’où l’on passe à la Karanjine (VIII). Dans de nombreux cas, en particulier dans les méthodes de Kos- tanecki et coll., on est obligé de protéger les oxhydryles phénoliques en les méthylant, en les acétylant ou en les benzoylant. S’il est relati¬ vement aisé d’éliminer les groupes acétyles ou benzoyles, il est par contre beaucoup plus difficile de se débarrasser des groupes CH 3 des méthoxy. On y parvient par chauffage dans CH 3 COOH + HI, ou mieux par chauffage avec A1C1 3 dans le nitrobenzène à 100°. Synthèse des pigments anthocyaniques. Le principe de la synthèse des anthocyanols date des travaux de Bulow et de Decker qui, dès 1901, avaient réussi à préparer certains dérivés des sels de phényl 2-benzopyrylium. C’est cette même méthode qui a été modifiée par Perkin, Robinson et Turner (1908), puis per¬ fectionnée par Robinson (à partir de 1922) et son école, afin de pré¬ parer les anthocyanols naturels et les anthocyanosides. Cependant, il faut rappeler ici tout d’abord deux autres métho¬ des, l’une étant une synthèse partielle à partir des flavonols, l’autre, celle de Willstater, faisant réagir des sels de magnésium arylés sur des coumarines méthoxylées. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DBS FLEURS ET DES FRUITS. 99 Synthèse à partir des ilavonols. Dès 1913, Combes avait avancé l’hypothèse que les anthocyanosi- des se formaient dans la plante par réduction des flavonols. Cette idée fut reprise par Willstater et Mallison (1914) qui employaient l’amal¬ game de sodium et le magnésium pour réduire un flavonol en antho- cyanol. En 1931, Asahina et Inubuse tentèrent, mais sans succès, d’obtenir un anthocyanoside à partir d’un flavonoloside, l’anthocyano- side formé étant clivé par le processus de réduction. Kondo (1932), et Kondo et Segawa (1932), à l’aide de l’amalgame de sodium, réussirent la réduction de la baïcaléine, de la quercétine et de la myricétine en anthocyanols correspondants : chlorure de baïcaléidine, chlorure de cyanidine et chlorure de delphinidine, ainsi que celle de la wogonine, de la rhamnétine et de l’isorhamnétine en chlorure de wogonidine, chlorure de rhamnitidine et chlorure de pæonidine. Mais ce procédé, intéressant au point de vue biologique et pour la caractérisation des flavonols, ne pouvait être considéré que comme un mode de formation, et non comme un procédé de synthèse. Synthèse de Willstater. Cette méthode, qui a donné de bons résultats, avait été utilisée dès 1907 par Decker et Fellenberg. Willstater la mit au point et put effectuer la synthèse de la pélargonidine, de la cyanidine, de la morinidine et de la galangine. Elle consiste à faire agir sur une coumarine complètement mé- thoxylée un sel de magnésium arylé. Dans le cas de la pélargonidine, on emploie la dihydroxy 5-7-méthoxy 3 coumarine dont on méthyle les groupements phénoliques libres par le diazométhane (I). Puis on fait agir sur I le p. bromure d’anisyle magnésium (II), qui fixe en 2 un reste phénolique. Du bromure de tétraméthoxypélargonidine (III) obtenu, on arrive par déméthylation au chlorure de pélargonidine (IV), identique au produit naturel. Le chlorure de cyanidine (VI) sera obtenu en remplaçant le sel de magnésium arylé précédent par le p.iodure de vératryle-magnésium (V), le chlorure de galangidine avec le bromure de phényl-magné- sium, le chlorure de moridine avec le sel de magnésium de l’éther di- méthylique de la résorcine, etc... Source : MNHN, Paris 100 CH. SAN'NIK ET H. SAUVAIN. O Cll3-0-^\ /X jC = 0 + BrMg-^_^OCII 3 ÜÜ 0CH 3 (II » — \ I Ce procédé a cependant deux inconvénients : — il ne peut servir qu’à la synthèse d’anthocyanols méthoxylés ; — il ne permet pas d’obtenir des anthocyanosides. Synthèse de Robinson. C’est Robinson et son école qui, à partir de 1922, ont mis au point une méthode qui conduit à l’obtention de presque tous les anthocya- nols et, dès 1926, à celle des anthocyanosides. Cette méthode, cons¬ tamment perfectionnée depuis 1924, est donc tout à fait générale et d’une grande souplesse d’adapation. Son principe consiste à condenser un o-hydroxyarylaldéhyde avec l’. 4 dimétboxyacétophénone Ainsi le chlorure de pélargonidine (li fut obtenu (Robinson et Pkatt, 1924) par condensation du 2-hydroxy-4-6-dhnéthoxybenzal- déhyde (II) avec l’w-4 diméthoxyacétophénone (III). O OUII3 '/OCHj I N™/ HjC—OCII3 <•>. T4 trimélhoxyacôlophriiuiR' •%C- CH =0 H 2 ^=C—OCH 3 Pour obtenir le chlorure de cyanidine,. on condense ce même aldéhyde (III) avec l’o>-méthoxyacétovératrone (Robinson et Pratt, 1925) : OCH 3 0=C-^ ^OCH 3 I X — X Hj=C—OCH s Le chlorure de delphinidine s’obtient en employant l’w-3-4-5 tétra- méthoxyacétophénone : l^C-OCHs OCH 3 -OCH3 OCH a Pour éviter la nécessité d’une déméthoxylation finale, Robinson et ses élèves ont modifié leur méthode. Les essais réalisés avec le 2-4- 6-triacétoxybenzaldéhyde, qui leur ont permis d’obtenir le chlorure de poeonidine et divers sels de pyrylium méthoxylés, n’avaient pas été absolument satisfaisants. Aussi adoptèrent-ils et utilisèrent-ils de pré- Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ ET H. SAUVA IN. 102 férence, finalement, des dérivés benzoylés tels que l’o-benzoyl-phloro- glucinaldéhvde. |j Y x cho dl 0—CO—C 6 II S Par exemple, pour faire la synthèse de la eyanidine, (Robinson et Robertson, 1928) on condense cet aldéhyde (I) avec l’w-chloro-3-4 dihydroxyacétophénone. Le solvant employé est un mélange d’ester acétique et d’alcool. Après avoir fait passer un courant de gaz chlor¬ hydrique sec, on recueille au bout de 3 jours la 5-benzoylcyanidine (III). Par la soude alcoolique à 8 p. 100 en atmosphère d’azote, on éli¬ mine le groupe benzoyle. La chaîne s’ouvre et, quand la saponification est complète, on provoque à nouveau sa fermeture avec HCl sec. On obtient ainsi le chlorure de eyanidine (IV). HO- J)-CO—CH 3 Y-CO-CII 3 HCl y \cHO C H* O—COCHj 0—GO—CgHs VVV(^)0 Y''^OII 0—CO—C*ll 3 HO. , O / u (IV) V'\^ c un en Ainsi furent préparés les chlorures de pélargonidine, de pæoni- dine, de malvidine, de delphinidine, d’hirsutidine et de pétunidine. Afin d’élucider la constitution de la bétanine rattachée aux antho- cÿanols azotés, G. M. et R. Robinson (1932-1933) ont fait la synthèse de plusieurs sels d’aminohydroxyflavilium. Toujours d’après le même schéma, ils condensèrent To.vanilline avec une " X OCH 3 x / üc 6 n 7 0(0C0cii 3 i 4 (JCOC 6 H 5 + NaOH il 8 |). 100 à 10“ Le 3 P-glucoside et le 3-galactoside de la pélargonidine s’obtien¬ nent (Naïr et Robinson, 1934) par condensation du 2-O.benzoylphlo- roglucinaldéhyde avec l’«-(tétracétyl-p-glucosidoxv-(ou galactosidoxy) acétoxy-4-acétophénone. Pour faire la synthèse du 3-galactoside de malvidine, Bell et Robinson (1934) condensent le 2-0.-benzoylphloroglucinaldéhyde avec l’w-O-diacétyl-P-galactosidoxy-4 acétoxy-3-5 dimétoxyacétophénone. Le 3-xyloside de la cyanidine (Mac Dowell, Robinson et Todd, 1934) s’obtient aussi aisément en condensant l’u>-0.-triacétyl-P-xylosy- doxy-3-4 diacétoxyacétophénone avec le même aldéhyde. Le xyloside s’hydrolyse rapidement. On obtient de la même façon les monoglucosides en position 5 ou en position 7. Le 5-P-glucoside de la cyanidine est synthétisé au moyen du sel de sodium de l’w-3-4 triacétoxyacétophénone et du.glucoside de 1’O.di- benzoylphloroglucinaldéhyde (Léon et Robinson, 1922). Les diglucosides en 3-5, 3-7 et 5-7 furent tous obtenus selon le même schéma. Source : MNHN, Paris H. SAUVAIS'. 1(M CH- SANNIÉ ET Le 3-7 diglucoside de la cyanidine (III) provient (Mac Dovveli., Robinson et Todd, 1934) de la condensation du 2-0.-benzoyl-4-tétra- acétylglucosidyl-phloroglucinaldéhyde (I) avec l’w-O-tctracétyl-P-gluco- sidoxy-3-4 diacétoxy-acétophénone (II). (CH 3 COO/OC 6 H,Oj^ N |/ OH 'V'Naio OCOCfiHs /OCOCHg + CO-^OCOCHs OH s OC b H 7 0| OCOC H g) s (I) |GH3COO) 4 OC fi H 7 O x ^ x £ ^-OCOCHj Y Yï—r ' î 'OCOCH J o . C B H 7 OlOCOCH 3 u Pour synthétiser le 3-5 diglucoside de l’hirsutidine (Robinson et Todd, 1932), on utilise le 2-0. tétraacétyl-fl-glucosidyl-4-O. méthylphlo- roglucinaldéhyde et l’w-0-tétraacétyl-f5-gIucosidoxy-4 acétoxv-3-5 dimé- thoxyacétophénone. Grove, Inubuse et Robinson (1934) ont effectué la synthèse des 3-biosides de la cyanidine. En condensant l’aj-O-heptaacétylcellobiosidoxy 3-4 diacétoxyacéto¬ phénone {obtenue en faisant réagir la 3-4 diacétoxyacétophénone et le bromure d’heptaacétylcellobiosidyle en présence de C0 3 Ag dans C 6 H 6 ) avec le 2-O-benzoylphloroglucinaldéhyde, on obtient le chlorure de 3-0-cellobiosidylcyanidine. Avec l’o)-0-heptaacétyllactosidyloxy-3-4 diacétoxyacétophénone et le même aldéhyde, on arrive au chlorure de 3-O-lactosidylcyanidine. De même, le chlorure de 3-O-maltosidylcyanidine s’obtient avec 1 ’-p-glucosidoxy-3-4 dihydroxyacétophénone, obtenue à partir du dérivé hexaacétylé et de Ba (OH), dans l’alcool méthylique, abandonné en atmosphère d’hydrogène à la température ordinaire, après addition d’eau pour dissoudre le sel de Ba jaune qui se sépare. Il condense cette acétophénone avec l'Oo-P-glucosidylphloroglucinal- déhyde, obtenu à partir du dérivé tétra-acétylé avec Ba (OH), aqueux. Le mélange pulvérisé de 0,15 g d’acétophénone et de 0,1 de l’aldéhyde, séché dans le vide à 150°, repris dans 35 cm* d’acétate d’éthyle sec contenant 1,5 g de Mg (C10 4 ) 2 , saturé avec HCl à 0°, laissé 15 h. à la glacière, précipité par de l’éther sec, est libéré des sels de Mg par digestion répétée avec de l’acétate d’éthyle chaud, puis reprécipité deux fois à partir de l’alcool chaud avec l’acétate d’éthyle et recristallisé à partir d’HCl alcoolique aqueux à 5 p. 100. On obtient ainsi 0,15 g de cyanine, identique au produit naturel. ci|h ' : 0II ,0-j-H oj=C-<^ \OH Y^CHsÇO H^i-Ogl Ogl . HO TJ 1 /° H \XJogi Ogl (gl=groupe glucidique) Signalons pour terminer les synthèses effectuées par Mary et Louis Fieser, en 1941, de pigments du type anthocyanol à partir des naphtohydroquinones. Ils chauffent au bain-marie pendant 45 m. un mélange de naphtohydroquinone et d’aldéhyde méthylrésorcylique dans 60 cm 3 d’acide acétique. Ils obtiennent un composé rouge foncé à reflets de bronze. Ils ont préparé toute une série de pigments avec des variantes de cette méthode. Ces produits, qui retiennent H 2 0 très fortement, contiendraient 2 groupes phénoliques, et seraient des sels d’oxonium du type anthocyanol. .** Source : MNHN, Paris 10b. CH. SANNIK KT H. SA ('VA IN. Algar (J.) et Garey (I. P.). — Proc. /foi/. Irish Acad., 44, 43 (1937). Algar (J.) et Flynn (J. P.). — Proc. Roy. Irish Acad., 42, 1-8 (1934). Allan (J.) et Robinson (R.). - J. Chem. Soc., 125, 2 1 92 (1924). Asahina (Y.) et Inubuse (M.). - - Ber.. 64, 1256-7 (1931). Baker (\V.). — J. Chem. Soc.. 1381-9 (1933) : 1953-4 (1934). Baker (W.), Brown (X. 0.) et Scott (J. A.). ./. Chem. Soc.. 1922-27 (1939). Baker (AV.), Morgan (\V. M.) et Robinson (R.). - J. Chem. Soc., 374-5 (1933). Baker (AV.), Pollard (A.) et Robinson (R.). - J. Chem. Soc., 1468-73 (1929). Baker (AA\) et Robinson (R.). - J. Chem. Soc.. 127, 1424 ; 1981 (1925). Baker (AV.), Robinson (R.) et Simpson (X. AV.). J. Chem. Soc., 805-7 (1937). Ballio (A.) et Pocchiari (F.). — Gazz. Chim. ilal., 79, 913-23 (1949). Behn (R.). — Chem. Zeulr., 1, 1223 (1898)). D.R.P., 95, 901 (19-5-1897). Bell (J. C.) et Robinson (R.). — J. Chem. Soc., 813 (1934). Bockmuiil (M.) et Barthoi.omavs (E.). U. S. P.. 2, 224-807 (10 décembre 1940) (Chem. Abstr., 35, 2159). Bulow (C.) et coll. - Ber., 34, 1189 et 3919 (1901) ; 36, 190 (1903). Chavan (J. J.) et Robinson (IR.). — J. Chem. Soc., 368 (1933). Combes (R.). — C. R. Acad. Sri., 157, 1002 (1913) ; 158, 272 (1914). Decker (H.) et Fellenberg (T.). - Ann., 356, 29 6 (1907). I)oyle (B. G.), Cogan (F.), Gowan (J. E.), Keane (.1.) et AA'heeler (T. S.). — Sci. Proc. Roy. Dublin Soc., 24, 291-305 (194 8) Dunne (Miss A. T. M.), Gowan (J. E.), Keane (J.), O’Kelly (B. M.), O’Sul- livan (D.), Roche (Miss M. M.), Ryan (P. M.) et AA'heeler (T. S.). - J. Chem. Soc., 1950, 1252-59. Fieser (M.) et Fieser (L.). — J. Am. Chem. Soc., 63, 1572 (1941). Fujise (S.) et Mitsui (S.). — Bull. Chem. Soc. Japon, 9, 24-6 (1934) ; Ber., 71, 912-15 (1938) ; J. Chem. Soc. Japon, 59, 849-52 (1938). Fujise (S.) et Sasaki (H.). — Ber.. 71, 341-4 (1938). Grove (K. E.), Inubuse (M.) et Robinson (R.). — J. Chem. Soc., 1608 (1934). Harper ° H 1 1_#—^ 1 \_/ V Non naturelles CO Ao Les coumarines sont répandues dans beaucoup de végétaux (Fève Tonka, Mélilot, etc...). Glucosides de Fraxinns. _= 7-hydroxycoumarine. Esculétine (Æscu/us).= 7-8 dihydroxycoumarine. Daphnétine .=6-7 dihydroxycoumarine. Umbelliférone (Citrus) .= 5-6-7 et 6-7-8 trihydroxyooumarines, ...etc... èource : MNHN, Paris 110 CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. III. - Benzalcoumaranones. O Leptosidinc = 7 inéthoxy 3'.4’.6 trihydroxybcnzalcouniaranone. Leptosino = 6-glucoside de leptosidinc. dans Coreopsis grandiflora (avec la flavanone correspondante). IV. - Chalcones. àJ c 4 S .A/ CH > CO 2-6-3’-4’ tétrahydroxychalcone = Butéine. Glucoside = Coreopsine de Co¬ reopsis gigantea. 2-4-fi-4‘ tétrahydroxyhydrochal- conc — Phlorétine. 2-glucoside = Phlorizine. V. — Catéchol VI. — Xanthone. VII. — Brésiline. Hématoxyline. 0 0 0 •A\|/\H_ A-^ i il i; i -A \/\,CH, 1 II UU cH ° H III %/\/\* 1 II |C—OH CH, CH 2 CO II // - Nous ne savons rien sur les relations possibles, dans la plante, entre les coumarines et le groupe des chromones auxquels appartien¬ nent les pigments flavoniques et anthocyaniques. Leur structure dif¬ fère nettement, comme le montrent les formules I et IIa (page 109), en ce que le noyau n’est plus celui du f pyranne, mais de l’a pyranne. Par contre, leurs méthodes de synthèse sont très voisines et souvent même donnent, suivant les conditions opératoires, soit les coumarines, soit les chromones correspondantes. Ainsi l’action de l’anhydride acétique et de l’acétate de sodium sur les ortho-hydroxyacétophénones donne en même temps les cou¬ marines et les chromones. De même, la condensation des esters d’aci¬ des P-cétoniques avec des phénols en présence d’anhydride phospho- rique (réaction de Pechmann modifiée par Simonis (1916), conduit comme produit principal soit à des coumarines, soit à des chromones, suivant la nature du phénol et de l’ester P-cétonique employés. Source : MNHN, Paris M5S COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. Les coumarines, comme les chromones, se retrouvent dans de nombreuses plantes, et parfois sous forme de glucosides tels les glu- cosides de Fraxinus, formés par l’union d’un glucide avec les 5-6-7 ou 6-7-8 trihydroxycoumarines. ceux d'Orchid, de Melilotus, de Mél¬ it fis, d'Asperula, etc... On ne connaît qu’une seule benzalcoumaranone extraite des plan¬ tes : c’est la leptosidine, 7 méthoxy-3’-4’-6 trihvdroxvbenzalcouma- ranone : CO isolée par Geissman et Heaton (1944) de Coreopsis grandiflora Nutt. ainsi que son glucoside, la leptosine, et en même temps que la flavanone correspondante, la 8 méthoxv-3’-4’-7 trihydroxyflavanone. Tout récemment, Geissman et Fukushima (1948) ont montré que l’oxydation des 2-hydroxychalcones par l’eau oxygénée en milieu alcalin donnait des flavonols si la position 6 de la chalcone n’était pas substituée, tandis que l’on obtenait comme produit principal la benzal¬ coumaranone si un méthoxyle est présent en 6. Il est donc possible que des recherches plus complètes montrent l’existence de benzalcou- maranones dans un certain nombre d’autres végétaux, et établissent la possibilité de relations biochimiques entre ces deux types de substan¬ ces, soit directement, soit par l’intermédiaire des chalcones correspon¬ dantes. On a pu isoler en effet dans un certain nombre de plantes des chalcones, soit libres, comme la butéine de Butea frondosa (2-4-3’-4’ tétrahydroxychalcone), soit sous forme de glucoside (coréopsine ou glucoside de la butéine, isolée par Geissman de Cosmos sulphureus ) (Price, 1939). Dans ce même Butea frondosa, on trouve aussi la butine, la fla¬ vanone correspondant à la butéine (7-3’-4’-trihydroxyflavanone), soit libre, soit sous forme de glucoside, la butrine, (Lal et Dutt, 1935), que Rao et Seshadri ont montré être un 3’-7-diglucoside de la butéine (1941). Il est curieux de noter que la chalcone butéine n’a été trouvée jusqu’ici que dans les Composées ( Coreopsis gigantea et C. grandiflora ) et seulement, parmi les autres familles, dans une Légumineuse, Butea frondosa. Il existe donc, entre ces divers types de pigments, non seulement des relations structurelles chimiques, mais aussi des relations biochi¬ miques caractérisées par l’apparition de pigments des types chalcone, benzalcoumaranone et flavanone ayant le même degré d’-oxydation, donc la même structure fondamentale, donnant des réactions colorées com¬ parables (pigments jaunes formant des sels rouges) et sans doute reliés les uns aux autres génétiquement. Source : MNHN, Paris 112 CH. SANNIË ET H. SAUVAIN. La double liaison de la chaîne aliphatique intermédiaire des chal- cones est parfois hydrogénée dans les hydrochalcones, par exemple dans la phlorétine ou 4-7-4’trihydroxyhydrochalcone. L’analogie avec les flavanones à noyau pyronique hydrogéné est ici encore plus nette, mais le groupe chromophore —CO—CH = CH - a disparu et ces déri¬ vés ne sont plus colorés. Les formules suivantes explicitent nettement toutes ces relations chimiques : /OH .CK— CH Butéine. 2-4-3’-4’ tétrahydroxychalcone. Coréopsine. 2 ou 4 glucosides de la Butéine. CHALCONE. V x \/\ch—^ L !ch„ /OH %>H ^N/Ncil-^ C ^OH B A , vv®* CO Butrine. 3’-7 diglucoside de la Butine. R = glucide = glucose. 1" glucoside avec glucose sur le noyau C. FLAVANONE. HO v °£x 3 *2 ÏÏW> I 1 / >CH=C1I—^ ^OH Leptosidine de Coreopsis grandiflora. BENZALCOUMARANONE. Leptosine. 6-glucoside de la Leptosidine. Phlorétine Phlorizine. (dihydronaringénine). 2-glucoside de la Phlorétine. HYDROCHALCONE. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 113 Les relations d’ordre synthétique entre les orthohydroxychalcones et les flavanones sont encore plus étroites (voir synthèse des flavones, p. 85). Il semble du reste qu’il puisse s’établir un véritable équilibre entre les unes et les autres, et il n’est pas impossible qu’un tel équilibre soit réalisé dans la plante comme il se produit in vitro. Comme nous l’avons vu, cette transformation des 2-hydroxvchalcones en flavanones et en flavonols est à la base de la synthèse de ces derniers pigments. La réduction de la fonction carbonyle dans les flavones, avec déshydrogénation du noyau pyronique, aboutit aux anthocyanols. Si au contraire ou hydrogène complètement dans les flavonols ce même noyau pyronique, y compris le carbonyle en para, on obtient les caté- chols, constituants de nombreux végétaux et que l’on a pu isoler en particulier d 'Acacia Catechu, d* U varia Gambir, etc... Cette hydrogénation du noyau pyronique avec formation d’une fonction alcoolique secondaire entraîne une assymétrie complexe de la molécule ; en fait, on connaît six isomères, trois cis et trois trans, respectivement d, 1, et dl. Les uns correspondent aux trois catéchols d, 1 et dl, les autres aux épicatéchols d, 1, et dl. Ces relations de structure entre les pigments flavoniques et les catéchols se doublent d’une activité physiologique vitaminique P, ratta¬ chée comme nous le verrons, par certains auteurs aux flavanones, par d’autres aux épicatéchols. On a, d’autre part, pu réaliser le passage par voie chimique des épicatéchols aux flavones et des catéchols aux isoflavones (voir Freudenberg, Karimullah et Steinbrunn, 1935) par l’intermédiaire des éthers méthyliques, et inversement la réduction poussée de la cyanidine par ce même auteur lui a permis d’obtenir le d-1 épicatechol (Freudenberg, Fikentscher, Harder et Schmidt, 1925). L’oxydation du catéehol en cyanidine a été réalisée par Appel et Robin¬ son (1935) sur l’éther tétraméthylique, puis par Lavollay et Vignau (1943) sur le catéehol ou l’épicatéchol. Cl Quercétiiie Cyanidine F.picatéchnl Les catéchols existent en abondance, sous forme plus ou moins condensée, dans les tanins dits catéchiques. Ces tanins se retrouvent souvent, dans la cellule végétale, mêlés aux flavones et aux anthocyan- nes (Karstens, 1939) ou mêmes combinés avec eux (Guillermond, 1933). Voir co-pigments p. 140). Il faut enfin signaler que, d’après Reichel et Burkart (1938), les anthocyanols peuvent être réduits en catéchols par la levure en fermentation, bien que les produits aient été isolés seulement sous for- Mémoires du Muséum, Botanique, t. II. 8 Source : MNHN, Paris 114 CH. S AN NIÉ ET H. SAL’VAIN. me amorphe. Les feuilles rouges d’automne du raisin sauvage contien¬ nent de la cyanidine et du catèchol (phlobaphène). Du reste, i’oxydation des anthocyanols par l’eau oxygénée (Karrer et de Meuron, 19o2) aboutit à des polydepsides plus ou moins compliqués. Selon Freudenberg, il existerait dans les plantes d’autres substan¬ ces du type catèchol, ne différant entre elles, comme les flavones et les anthocyanols, que par la position des OH qu’elles contiennent. Ainsi une substance extraite de Pistacia Lcntiscus donne par fusion alcaline de l’acide gallique et du phloroglucinol, et serait le catèchol correspondant à la myricétine et à la delphinidine. De même une substance extraite de l’écorce de Quebracho, qui donne par fusion alca¬ line du résorcinol et de l’acide protocatéchique, serait le catèchol cor¬ respondant à la fisétine. L’analogie de constitution n’implique cependant pas que, dans la plante, les catéchols dérivent des flavones ou des anthocyannes, ou inversement. Bien que ces transformations soient possibles, aucune preuve certaine de leur existence n’a encore été apportée (voir p. 118). Le noyau benzopyronique spécifique des flavones se retrouve peut- être aussi comme constituant fondamental des lignines, dont le rôle dans la plante est si grand. Ressel (1947) serait parvenu à obtenir par synthèse un polymère de la 8-méthoxydihydrobenzopyrone, qui possède des propriétés physiques et chimiques semblables à celles de la lignine. Selon cet auteur, la lignine des angiospermes possède pro¬ bablement une structure de ce type, avec le noyau de l’éther 1-3 dimé- thylique du pyrogallol rattaché au précédent. II propose le modèle suivant : OCH3O CO OCH3O Nous serons très brefs sur les autres pigments dans lesquels on retrouve le noyau benzopyproniquè, parce que leur constitution s’éloi¬ gne notablement de celle des flavones et que leurs relations avec ces dernières sont plus lointaines. Citons seulement les pigments xantho- niques, dérivés de la xanthone O dans laquelle il existe un noyau benzopyronique, mais avec le deuxiè¬ me noyau benzénique accolé aux carbones 2 et 3 du noyau pyrone. Source : MNHN, Paris I.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 115 Le cycle xanthonique se trouve dans certaines substances natu¬ relles comme l’euxanthone du jaune indien, existant sous forme de conjugué glycuronique dans l’urine des vaches nourries de feuilles de Manguier, et la gentisine ho /N s/ de la racine de gentiane. Le noyau du chromanne se retrouve aussi dans les matières colo¬ rantes des bois colorants (bois du Brésil, bois de Campêche, etc...). Ainsi la brésiline et l’hématoxyline des bois rouges et bleus (bois de Campêche, Hœmatoxylon Campechianum) résulte de la condensation d’un hydroxvchromanne et d’un noyau indane : OH O ho^’V'N i d)H Brésiline Cette formule montre l’analogie structurelle avec les flavonols. La coloration des végétaux est donc, pour sa part la plus impor¬ tante, sous la dépendance d’un groupe de substances étroitement ap¬ parentées du point de vue chimique. Il reste à établir que de telle!; relations unissent ces mêmes pigments in vivo, et que la biosynthèse dans la plante se base sur des analogies comparables. Nous verrons dans un autre chapitre que ceci est loin d’être démontré. Appel (H.) et Robinson (R.). — J. Chem. Soc., 1935, 426. Bargellini (G.). — Congresso naz. Chim. pura e applicata, Atti 3, 134-49 (1930). Freudenberg (K.), Fikentscher (H.), Haroer (M.) et Schmidt (O.). — Ann., 444, 135-145 (1925). Source : MNHN, Paris 116 CH. SANN1É ET H. SAUVAIN. Freudenberg (K.), Karimullaii et Steinbrunn (G.). - Ann., 518, 47-49 (1935). Geissman (T. A.) et Heatox (C. O.). — J. Am. Chem. Soc., 66 , 4 8 6 (1944). Geissman (T. A.) et Fukushima (D. K. J.). — J. Am. Chem. Suc., 70, 1686 (1948). Guillermond (A.). — C. fl. Soc. Biol., 112, 648 (1933). Kaerstens (W. K. H.). — Rec. Trav. Botan. Néerland., 36, 85-179 (1939). Karrer (P.) et de Meuron (G.). — llelv. Chim. Acta, 15, 507-12 et 1212-17 (1932). Lal (J. B.) et Dutt (S.). — J. Indian Chem. Soc., 12, 262-7 (1935). Lavollay (J.) et Vignau (M.). — C. fl. Acad. Sci., 217, 86-88 (1943). Price (J. R.). — J. Chem. Soc., 1017-8 (1939). Rao (P. S.) et Seshajdri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 14, 29 (1941). Reichel (L.) et Burkart (W.). — Ann., 536, 164 (1938). Russel (A.). — Science, 106, 372 (1947). Simonis (H.). - Die Cumarine. Stuttgart (1916). Weill (P.) et Duckert (R.). - - Traité de Chimie Organique, XI, 933, Masson, édit., Paris (1945). Source : MNHN, Paris I.KS COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS 117 FORMATION DES PIGMENTS BENZOPYRANIQUES DANS LES PLANTES. La genèse des pigments benzopyruniques dans les végétaux peut être envisagée de trois points de vue notablement différents. On peut tout d’abord rechercher à partir de quels constituants végétaux et par quels mécanismes chimiques se forment les noyaux caractéristi¬ ques de ces pigments, et ces pigments eux-mêmes. On peut ensuite préciser le rôle des divers facteurs physiologiques internes, c’est-à-dire propres à la plante, dans la genèse et l’apparition des couleurs. On peut enfin rechercher quelle est l’influence, sur ces couleurs, des facteurs biologiques externes, tels que la température, l’insolation, etc... Nous nous proposons, dans ce chapitre, d’étudier successivement chacun de ces aspects particuliers du problème général de la formation des an- thocyannes et des flavones. A. — Biogenèse. Connaissant la constitution des pigments flavoniques et antho- cyaniques et les rapports qu’ils présentent entre eux et avec d’autres composés voisins, on ne s’étonnera pas que de nombreuses théories aient été proposées pour expliquer leur processus de formation. Id sem¬ blait assez logique en effet de penser que ces produits se formaient à partir de produits voisins préexistants ou coexistants dans la plante, sous l’influence de réductions, d’oxydations ou d’autres réactions bio¬ chimiques. Formation à partir des tanins. C’est une des premières hypothèses qui ait été émise ; elle est basée sur l’existence, dans le suc cellulaire de nombreux végétaux, de substances incolores (chromogènes) qui rougissent par oxydation, et sur les analogies chimiques qui ont été établies entre les tanins caté- chiques d’une part, et le noyau des anthocyanols et des flavones d’au¬ tre part. Gautier (1892), Ovkrton (1899), Mirande (1907), Laborde (1908) et bien d’autres se rangèrent à cette opinion ; on trouvera d’ailleurs dans le livre d’ONSLOw une bibliographie complète de cette question, du point de vue historique. Certaines observations histophysiologiques paraissent en faveur de- cette hypothèse ; ainsi Goris (1914) a remar¬ qué que les cellules des feuilles qui rougissaient étaient celles qui don¬ naient les réactions du tanin. Guillermond (1933) a signalé dans diver- Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIS. 118 ses cellules des granulés formés d’un complexe anthocyanne-tanin et Politis (1948) a décrit des corpuscules spéciaux, les tanninoplastes, qui produisaient des anthocyanosides. Un certain nombre de faits chimiques appuient aussi cette hypo¬ thèse. Au laboratoire, Freudexberg (1925) avait réussi à réduire le chlorure de cyanidine en dl épicatéchol par hydrogénation cataly¬ tique. Appel et Robinson (1935) réalisent la réaction inverse, en fai¬ sant agir du brome en solution dans le dioxane sur le tétramethyléther de la bromocyanidine ; on obtient le chlorure de cyanidine après démé¬ thylation. Robinson se demanda alors si l’oxydation des catéchols en dérivés anthocyaniques ne serait pas réellement un processus naturel de formation. Mais, dit-il, les preuves de l'oxydation du catéchol lui- même en cyanidine dans la nature ne sont pas suffisantes. Lavollay et Vignai: (1943) parvinrent à oxyder directement le catéchol en cvanidol, sans protéger les oxhvdryles phénoliques, en employant divers agents d’oxydation ; per exemple le persulfate de potassium, et en opérant dans l’acide sulfurique concentré. Mais les résultats obtenus au laboratoire ne suffisent pas pour faire admettre une évolution semblable dans la -plante. Aussi Karstens (1939), qui a étudié sur le sarrasin rouge la possibilité de formation de substances anthocyaniques à partir des tanins, conclut-il qu’il n’v a aucune relation entre ces substances. Formation à partir des pigments ilavoniques. A) Par oxydation. Palladin» en 1908, émit l’hypothèse que les pigments se formaient dans les plantes à partir de « chromogènes » de nature glucosidique qui seraient transformés par l’oxygène de l’air, grâce à une oxydase, en substances colorées auxquelles cet auteur attribuait un rôle respi¬ ratoire ; le chromogène n’existerait pas à l’état libre, mais à l’état de prochromogène qui, par hydrolyse, donnerait le chromogène. Les déri¬ vés flavoniques, si répandus dans les plantes, pouvaient constituer ces chromogènes. La théorie de la transformation par oxydation des flavones en anthocyanols a été soutenue par de nombreux auteurs (Wheldale- Onslow, (1911), Keeble et coll. (1912-1913), Koslowski (1936), Jones- co (1922) etc.). Ils se sont basés surtout sur des essais physiologiques ou des tests biochimiques, et la plupart n’ont pas identifié avec toute la sécurité nécessaire les produits de départ et les pigments formés. Quand on sait avec quelle facilité des substances colorées se forment par l’oxydation de nombreux constituants végétaux, et à quelles dif¬ ficultés se heurtent la séparation et l’identification des anthocyanols et de leurs glucosides, on comprend combien l’interprétation des - expériences physiologiques ou biochimiques doit être réservée. Source : MNHN, Paris LES COI'LU LU S DES F LE U H S ET DES FRUITS. 119 H) Par réduction. Lorsque les magnifiques recherches de Willstater el de ses col¬ laborateurs (1914-1918) eurent établi définitivement la constitution des anthocyanols et des anthocyanosides, il devint évident que si les fla- vones sont bien les chromogènes à partir desquels se forment les an¬ thocyanols, ceux-ci ne peuvent provenir que d’un processus de réduc¬ tion. Combes, en 1918, avait déjà signalé l’obtention d’un anlhocyanol par réduction d’une flavone, en acidifiant par l’acide chlorhydrique et en ajoutant de l’amalgame de sodium. En sens inverse, en oxydant l’anfchocyanoside d’ Ampélopsis par l’eau oxygénée, il obtenait, par oxydation, une flavone, ce qui confirmait son hypothèse. Cette transformation in vitro des flavones en pigments antho- cyaniques fut confirmée par les recherches de Kkebiæ, Armstrong et Jones (1913), qui estiment qu’une réduction doit précéder l’action des ferments oxydants. De même, les recherches physiologiques de Chaze (1933) dans les graines de certaines espèces de graminées telles que YHordeum, le Triticum, l’avoine, le seigle, montrèrent que les pig¬ ments flavoniques adsorbés sur les grains d’aleurone étaient trans¬ formés en anthocyanosides pendant la germination. Mais si la théorie de la réduction flavonique est exacte, on devrait observer dans une plante donnée une correspondance chimique stricte entre les flavones et les anthocyanols ; on aurait ainsi la pélargonidine à partir du kaempferol, la cyanidine à partir d.e la quercétine et la delphinidine devrait provenir de la myricétine. En réalité, il n’en est pas toujours ainsi; par exemple, dans Delphinium Consolida, on a trou¬ vé de la delphinidine et du kaempférol au lieu* de la pélargonidine attendue. Les fleurs d’Antirrhinum majus contiennent de la lutéoline et de l’apigénine, et un glucoside de cyanidine, l’anthirrinine, qui ne leur est pas relié. Cependant, comme Sando et ses collaborateurs l’ont montré, (1935-1937), la correspondance exacte est assez fréquente. En outre, dans une plante, plusieurs flavones peuvent coexister et l’une d’elles seulement subir la réduction. Il est même tout à fait logique de constater l’absence de la flavone correspondant à un anthocyanoside donné, si c’est précisément cette flavone qui est transformée en antho¬ cyanoside et si la transformation est quasi complète. Dans un mélange de flavones et de flavonols comme il s’en trouve fréquemment dans une plante, il n’est pas étonnant que l’une n’ait pas été isolée, si elle est en petite quantité. Il est encore possible qu’un flavonol puisse être réduit alors que les flavones qui l’accompagnent, comme la lutéoline et l’apigénine par exemple, ne puissent se transformer à cause de l’absence d’oxhydryle en 3 (Sando et coll., 1935). Noack (1921) avait émis l’hypothèse qu’un tel processus de for¬ mation ne s’appliquerait qu’aux espèces où la pigmentation semble conditionnée par la lumière, la réduction des flavonols se faisant, alors Source : MNHN, Paris 120 CH. SANNIÉ KT H. SAIVAIN. par voie photochimique. Zanom (191:8) pense que, là même où il n’y a pas de flavonols au stade préchromatique, alors qu’au moment de la pigmentation ils sont très abondants (comme dans Victoria rcgia étu¬ diée par Noack), on peut admettre que ceux-ci représentent toujours un stade précurseur de la formation de l’anthocvanoside. Dans Iris germanica, Guii.lermoni) (1981) a signalé la présence, dans les va¬ cuoles cellulaires, de flavonols dont les uns persistent dans la cellule alors que d’autres seraient transformés successivement en anthocyano- sides. Etant donné l’abondance des composés flavoniques dans les plan¬ tes, une réduction ou une hydrogénation de ces derniers peut être en rapport avec l’intensité des réactions hydrogénantes endocellulaires (Zanoni, 1938). Si l’on tient compte du mécanisme des réactions res¬ piratoires, il se ferait une activation, sous l’action des ferments déshy- drogénants, de l’hydrogène de certains substrats tels que les glucides, et sous l’influence du ferment respiratoire de Warburg une activation de l’oxygène qui devient accepteur de l’hydrogène libéré. Des substan¬ ces telles que le glutathion, les flavines, l’acide ascorbique, des dérivés de l’orthoquinone serviraient d’intermédiaires temporaires comme ac¬ cepteurs d’hydrogène, et ils céderaient ensuite celui-ci. Les flavonols pourraient aussi jouer un rôle dans cette chaîne de réactions, donnant lieu à un équilibre flavonol >• anthocyanol. Zanoni a déterminé également dans de nombreuses expériences que le « métabolisme ba¬ sal » de la plante est nettement plus intense dans les tissus pigmentés par les anthocvanosides, et que d’autre part il est augmenté par la lumière. Cet effet, qui peut se relier aux conceptions de Noack, ferait osciller les concentrations des deux composants du système. Nous au¬ rons l’occasion, à la Fin de ce chapitre, de parler à nouveau de l’effet de la lumière sur la formation du pigment. Si l’hypothèse de la formation des anthocvanols à partir des fla- vones est logique et basée sur des faits chimiques positifs, il faut re¬ connaître qu’aucune preuve certaine de la réalité d’un tel processus dans la plante n’a été apportée. Il est cependant bien établi qu’il existe dans les plantes, à côté des substances flavoniques, et sans doute indépendamment d’elles, des substances incolores qui peuvent facilement se transformer en antho- cyanols ou en anthocyanosides. Ce sont les « précolorants » de Karrer (1945), les « leuco-anthocyanosides », responsables en particulier du rougissement des feuilles à l’automne. Ce nom de « leuco-anthocyanosides » a été donné dès 1920 par Rosenheim à une substance blanche, amorphe, de nature glucosidique, soluble dans l’eau et qu’il avait extraite des jeunes feuilles de vigne. Traitée par l’acide chlorhydrique à 20 p. 100 à chaud, elle donne une matière colorante ayant les caractères d’un anthocyanol. Rosenheim, comme ensuite Jonesco (1923), les considérait comme des glucosides des pseudo-bases des anthocyanols. Ces chromogènes existeraient dans la plante à l’état de dihydrodé- rivés, et leur transformation en matière colorante n’est pas toujours Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 121 réalisée. Ils sont plus répandus que les pigments eux-mêmes, et on peut les trouver dans presque toutes les parties de la plante. Il est frappant de constater que, par ébullition de ces chromogè¬ nes, on obtient des dérivés de la cvanidine dans 84 p. 100 des cas. On retrouve donc pour ces substances, comme pour les autres pigments benzopyroniques, cette prédominance du squelette de l’acide protoca- téchique avec ses deux oxhydrvles en 3’ et 4’ sur le noyau latéral ; nous en verrons un peu plus loin tout l’intérêt. Par contre, comme pour les flavones, on ne retrouve pas toujours une correspondance absolue entre les anthocvanosides ou les antho- cyanols d’une plante et les pigments qui peuvent être formés à partir des chromogènes existant dans cette plante. D’après G. M. et R. Robinson (1933), le terme de leucoanthocyano- sides proposé par Rosenheim, impliquant la réduction d’une matière colorante, n’est pas exact, car le leuco-nnthocyanosidc et l’anthocyano- side seraient au même stade d’oxydation. D’autre part, leur degré de stabilité envers l’action des acides minéraux éliminerait l’hypothèse de Rosenheim, d’après laquelle ces substances seraient les glucosides des pseudo-bases des anthocyanols. Pour éviter ces difficultés, G. et R. Robinson proposent les for¬ mules suivantes pour les leuco-anthocyanosides : OH OH HO^ X ,/ CO-^ ^OH OH | CHOH (II) Le groupe —CHOH —CHOH— est en position 3-4 dans le cycle pyranique. Le générateur du chlorure de cyanidine est alors représen¬ té par la formule (I), forme tautomère en cycle fermé de la forme (II). Il faut donc, pour que se fasse la conversion en anthocyanol, une déshydratation (perte de l’oxhydryle en 4 et de l’H en 3). Comme l’oxhydryle en 4 est en position |5 par rapport à un groupe carbonyle, ce processus s’effectue certainement dans la direction qui aboutit à la formation d’un sel de flavylium plutôt qu’à celle d’une flavone. Les groupes oxhydryles des leuco-anthocyanosides peuvent porter des rési¬ dus glucidiques ou être acylés. Certains leuco-anthocyanosides ne sont pas complètement solubles dans l’eau ; on les obtient sous forme col¬ loïdale et, après floculation, ils deviennent insolubles. Il est probable que, dans ces cas, la molécule précurseur de l’anthocyanol est liée à un polysaccharide, (par exemple dans Eucalyptus marginata). G. M. et R. Robinson (1935), qui les ont particulièrement étudiés, distinguent dans une première catégorie ceux qui sont insolubles dans l’eau et dans les solvants organiques usuels ou donnent des solutions colloïdales ; dans la deuxième catégorie, ceux qui sont solubles dans O OH ho^Y N—Ç3°h yU ch °" OH | CHOH (I) Source : MNHN, Paris 122 H. SAl'VAIN. CH. SANN1É ET l'eau et ne sont pas extraits de leur solution aqueuse par l’acétate d’éthvle ; enfin ceux qui peuvent être extraits de leurs solutions aqueu¬ ses par l’acétate d’éthyle. Ceux de la deuxième catégorie seraient des glucosides ou des di- glucosides relativement simples, tandis que ceux de la 3 e catégorie ne posséderaient pas de groupes sucrés et devraient être considérés comme des lcuco-anthocyanols. La méthode la meilleure pour l'isolement des leucoanthocvanosi- des est le traitement du matériel végétal par l’alcool chlorhydrique à 5 p. 100 à l’ébullition. Mais l’isolement de ces substances est très diffi¬ cile, et leur constitution chimique mal connue. Bien souvent il est pos¬ sible d’identifier l’anthocyanol ou l’anthocvanoside qui en dérive, sans isoler le chromogène lui-même ; c'est ainsi que Mrs G. M. Robinson (1937) a pu isoler de la gomme de Butea frondosa du chlorure de cyani- dine, provenant du dérivé Ieuco, mais sans avoir réussi à isoler ce dernier. Il a fallu, dans ce cas, un « tour de main » consistant à trai¬ ter la gomme à l’air par une solution aqueuse bouillante d’acide picri- que ; l’ébullition à l’air, ou une oxydation préalable, est indispensable pooir que l’anthocyanol se forme. Les seuls leuco-anthocyanols qui aient été isolés avec des critères suffisants de pureté paraissent être le peltogynol de Peltogyne porphy- rocardia (G. M. et R. Robinson, 1935) et la cyanomaclurine d’Arto- carpus integrifolia (Appel et Robinson, 1935). Le cœur des bois de Peltogyne et Copaiflora, brun clair quand il vient d’être coupé, prend à l’air et à la lumière une couleur rouge pourpre très particulière. G. M. et R. Robinson isolèrent, par extraction des macérations aqueuses par l’acétate d’éthvle, une substance cristalline C tB H u O G , dextrogyre, qu’ils nommèrent peltogynol. Ils montrèrent que ce corps était formé par l’union d’un noyau résorcinol et d’un noyau catéchol 4-5 disubsti- tué, un des substituants étant un CH» OH ou un CHO. Le peltogynol présente beaucoup d’analogies avec la fisétinidine ; étant donné les réactions communes aux deux produits, G. M. et R. Robinson (1935) proposent pour le peltogynol la formule I, 0 H HO^' s /\ / - # ii U 0 M « v r- _I CIL O CH» ^OR qui est celle d’un dihydroanthocyanol, dans lequel l’état d’oxydation est stabilisé par le groupe céto acétalisé en 3. Cette formule, et l’idée que la formation des anthocyanols à partir de ces corps se ferait par une oxydation, sont proposées par Robinson comme hypothèses de tra¬ vail. Il suggère aussi que l’un des groupes OH d’une chaîne glucidique soit lié au groupe carbonyle en 3 dans le noyau pyranique, par une structure sémi-acétalique. Source : MNHN, Paris LES COULEURS UES FLEURS ET UES FRUITS. 123 La formule proposée par Appel et Robinson pour la cyanomaclu- rine est du même type, avec un carbonvle énolisé en 3. 0 H , || ! OH Le simple chauffage à 95° en présence d’une solution de carbo¬ nate de soude la transforme en morinidine que l’on peut isoler comme chlorure. II faut faire observer que les formules ci-dessus préconisées par les Robinson apparaissent nettement différentes de celles qu’ils avaient proposées en 1933. En particulier, la formule dihj'droanthocyanof est incompatible avec l’hypothèse d’après laquelle les anthocyanosides et les leuco-anthocyanosides seraient au même stade d’oxydation. Du reste les Robinson précisent bien en 1935 qu’une oxydation est néces¬ saire pour transformer le leuco-anthocyanol en anthocyanol. Les faits que nous venons de passer en revue montrent tout l’inté¬ rêt qu’il y a à établir un inventaire systématique des plantes, d’après les pigments et les chromogènes qu’elles renferment. C’est ce qu’ont fait R. et G. M. Robinson en 1935, puis Baxcroft et Rutzler en 1938 et Rutzler en 1939, d’un point de vue nettement différent. Ces auteurs, dans leurs mémoires de 1938 et 1939, étudiant en par¬ ticulier le rougissement automnal des plantes, ont recherché la répar¬ tition des « chromogènes » possibles pour les pigments anthocyaniques. Ils pensent que, contrairement aux idées de R. et G. Robinson, la ré¬ duction des flavones intervient en même temps que la transformation des leuco-anthocyanosides, et que suivant les cas l’un ou l’autre mé¬ canisme prédomine, ou au contraire qu’ils interviennent tous deux simultanément. Ainsi certaines plantes qui rougissent en automne contiennent des flavones et pas de leuco-anthocyanosides. D’autres au contraire n’ont pas de flavones, mais seulement des leuco-anthocyanosides. La vigne vierge japonaise ( Ampélopsis ) par exemple contiendrait les deux substances simultanément. Bancroft et Rutzler, pendant le rougissement des feuilles à l’automne, ont analysé les feuilles vertes avant l’apparition du rouge, afin de savoir de quelle substance provenait l’anthocyanoside. Ayant étudié 84 espèces de plantes appartenant à 50 genres dif¬ férents, Rutzler arriva à la conclusion suivante : 84 p. 100 des plantes contenaient des flavones ou des leuco-anthocyanosides. Dans 38 p. 100 de ces plantes, les flavones étaient seules présentes ; dans 14 p. 100, on trouvait des leuco-anthocyanosides seulement. Enfin, les deux substances coexistaient dans 48 p. 100 des cas. La distribution bota¬ nique des précurseurs est irrégulière ; en effet, alors que dans le Source : MNHN, Paris 124 CH. SANNIÉ HT H. SAUVA1N. genre Evonijmits toutes les espèces contenaient un leuco-anthocyano- side, au contraire dans le genre Forsythia six espèces seulement pos¬ sédaient des flavones. D’après ces expériences, on voit que dans la moitié des cas environ où coexistent les deux précurseurs possibles, on ne peut affirmer lequel donne naissance au pigment. A la suite des publications de Baxorokt et Rutzler, R. et (1. Robinson, en 1939, ont précisé leur position dans le problème des pré¬ curseurs des pigments anthocyaniques. Tout d’abord, les travaux de Willstate» et d’EvEREST sur la réduction des flavones se limitent à des expériences de laboratoire et n’ont aucunement la prétention de donner une réponse à la question de la biogénèse du pigment dans la plante. D’autre part, R. et G. Robinson n’ont jamais affirmé que les anthocyanosides courants dérivent toujours des Icuco-anthocyanosides. Leurs recherches ont montré qu’il existait une classe de produits natu¬ rels, assez difficiles à transformer en anthocyanols, très répandus dans la nature et que l’on pouvait transformer en anthocyanols ou en antho¬ cyanosides au laboratoire. Aucun véritable leuco-anthocyanoside n’a été isolé jusqu’à présent ; on sait seulement «pie la cyanoinaclurine et le peltogynol sont des substances de ce type. L’état d’oxydation de ces substances ne peut être précisé tant que l’on ne les aura pas isolées et purifiées. Si Robinson a émis l’hypothèse que le leuco-anthocyanoside est au même stade d’oxydation que la cyanidine qu’il produit, cepen¬ dant il y aurait des leuco-anthocyanosides à un stade d’oxydation infé¬ rieur, et c’est alors que la théorie de l’oxydation pourrait s’appliquer dans la biogénèse de la plante. Il ne faut pas opposer ce processus d’oxydation, démontré in vitro, à la théorie de la réduction des flavonols. D’ailleurs, la formation du pigment à partir des leuco-anthoCvanosides ne se produirait qu’occasionnellement, et non pas comme un « mécanisme standard ». Elle représenterait plutôt un système auxiliaire de formation qui agi¬ rait particulèrement dans le rougissement des feuilles à l’automne ou lorsque la pigmentation est consécutive à une blessure ou à un trau¬ matisme. La réduction des flavonols ne doit pas être exclue dans cer¬ tains cas spéciaux, mais elle ne correspond sans doute qu’à un proces¬ sus exceptionnel. Du reste il ne faut pas confondre tous les chromo¬ gènes incolores trouvés dans les plantes avec les leuco-anthocyano¬ sides. Cette mise au point de G. et R. Robinson montre que ce problème est loin d’avoir reçu une solution définitive. Formation à partir de petites molécules. On peut du reste l’envisager d’un tout autre point de vue, comme l’avait fait Robinson dès 1921. Cet auteur (1936), constatant que tous les pigments à structure benzopyronique avaient un squelette fonda¬ mental à 15 atomes de carbone, supposa qu’ils dérivaient d’une structu¬ re de base avant la forme C«—C :1 —C,,. Ce système peut être construit à Source : MNHN, Paris I.KS COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 125 partir de deux molécules d’hexoses et d’une molécule de triose, par condensations aldoliques avec formation de produits intermédiaires hypothétiques. On peut admettre un intermédiaire hypothétique I : %/\/' HO CH |CHO— { B ^OH chou _OMe H—if ^OII On trouve les trois atomes de carbone centraux dans différents produits naturels à presque tous les stades d’oxydation. L’oxydation de —CHOH en CO, une déshydratation entre 2 et 3 et la fermeture du cycle aboutiraient aux dérivés de la cyanidine : _OH ^Oll OH m< ^011 ^ ^\0H OH on passerait de même facilement à la lutéoline et à la quercétine. Le processus photosynthétique serait donc une condensation de C c (B) avec C 3 (II), suivie d’une condensation de C 6 (B)—C 3 avec Ce (A). Il est intéressant de remarquer que la disposition des groupes phé¬ noliques dans tous les types C (i —C 3 est la même que dans le noyau B des anthocyanols, des flavonols et des catéchols, et correspond à une structure moléculaire bien définie. Etant donné ce mécanisme, il pourrait se former simultanément dans la plante des anthocyanosides, des flavones ou des chromogènes du type des leuco-anthocyanosides. En fait, ces substances coexistent le plus souvent, comme l’ont établi Bancroft et Rutzler et les recher¬ ches génétiques de Lawrence et Scott-Moncrieff (1935). Selon ces derniers auteurs; anthocyanosides et flavones sont produits simulta¬ nément dans la plante, à partir de deux substances. L’une, en quantité limitée, constitue un élément structural de tous les pigments. La pro¬ duction de l’autre, en quantité et en qualité, dépend de l’influence et de l’interaction de divers facteurs. Le facteur limité en quantité serait C 6 (A) à un des stades de son développement ; C 6 (B)—C 3 correspondrait à l’élément variable. Bien que les voies suivies par le processus de formation des fla¬ vones et par celui des anthocyanosides soient partiellement indépen¬ dantes, l’hypothèse ci-dessus implique une même probabilité pour l’orientation des groupes phénoliques dans les noyaux aromatiques des deux classes de pigments, ainsi que dans les substances voisines telles que les catéchols. En effet, chez les uns et les autres, les groupes Source : MNHN, Paris 128 CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. hydroxyles sont au maximum de trois sur le noyau latéral, et placés le plus généralement en 3’, 4’ et 5’. La disposition la plus fréquente est celle dérivée du phlorogluci- nol pour le noyau A, du catéchol pour le noyau B. Effectivement, c’est ce type de dérivés oxydés (OH en 3, 7, 5, 3’ et 4’) qui se retrouve le plus souvent dans les plantes ; les autres en déri¬ veraient par oxydations ou réductions. Cette hypothèse de Robinson (1936) n’a, pas plus que les autres, reçue de confirmation expérimentale. On peut penser du reste que l’emploi des isotopes lourds ou radioactifs pourra permettre d’aborder ce problème sous un angle nouveau, et susceptible (l’apporter à l’un ou l’autre des modes de biogénèse des pigments dans la plante une confirmation expérimentale qui fait encore totalement défaut. En terminant cet exposé général, il faut signaler l’idée émise par Reichel et Schickle (1942), d’après laquelle les anthocyanosides pour¬ raient se former dans les plantes comme on les réalise au laboratoire, par union des glucosides des orthohydroxyacétophénones avec ceux des p.hydroxybenzaldéhydes ; il est en effet connu que les dérivés de ce type sont fréquents dans les plantes. Mais, ici encore, il n’existe aucune confirmation expérimentale. Rôle des actions iermentaires. Quels que soient les produits intermédiaires à partir desquels se fait la biogénèse, il est bien évident que celle-ci ne peut s’accomplir que grâce à des mécanismes fermentaires. Il y a déjà fort longtemps que l’on a tenté de relier la présence d’oxydases dans les plantes avec l’apparition des pigments (Wheldale, 1911). Karstens (1939) signala également dans Fagopyrum esculentum la présence de ferments oxydants intervenant dans la formation du pigment ; il avait remarqué que l’acide cyanhydrique et l’hydrogène sulfuré agissaient particulièrement sur ces pigments. BancrofT et Rutzler (1938) pensent que la réduction des flavones dans la plante dépend aussi d’une action fermentaire. Il est possibla’que ces enzymes agissent en même temps que les rayons ultra-violets pour accomplir la réduction in vivo. Ces auteurs estiment que si l’on pouvait faire pénétrer ces enzymes dans une partie de la plante, après les avoir concentrés, on en provoquerait le rougissement immédiat. Il est inté¬ ressant de noter qu’EDMONSON et Thimann (1950), dans un travail sur la biogénèse des anthocyanosides, arrivent à la conclusion qu’un en¬ zyme contenant du cuivre participe à la formation de ces pigments. De même, le passage des leuco-anthocyanosides aux anthocyanols, puis aux anthocyanosides, se ferait par des actions fermentaires, hydrolyse accompagnée parfois d’une oxydation ; il ne s’agit bien entendu que d’une hypothèse. En réalité, nous ne connaissons rien de Source : MNHN, Paris (.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 127 certain sur les mécanismes fermentaires qui président à la pigmento- génèse des plantes. Rôle des facteurs métaboliques dans la formation des pigments. La formation des pigments est-elle liée au métabolisme de cer¬ taines substances, telles que les glucides, les glucosides, les dérivés azotés du métabolisme protéique, les acides organiques, etc ?... Action des glucides. De nombreux auteurs ont soutenu que la formation du pigment dépendait de l’accumulation des sucres dans le végétal. Dès 1899, Overton, et en 1905 Katic, cultivèrent certaines plantes en milieu artificiel sucré ; les expériences faites sur de nombreuses Monocotylé- dones et Dicotylédones donnèrent des résultats positifs. Combes, en 1910, établit une relation quantitative entre la teneur en glucides et la formation des pigments. La formation des anthocya- nosides, de nature glucosidique, est corrélative d’une augmentation des glucosides totaux ; les organes rouges renferment plus de sucres et de glucosides. La production du pigment s’accompagne d’une accumula¬ tion, dans les organes pigmentés, de composés glucidiques solubles. Les mêmes constatations ont été faites sur les fleurs de Cobaea scan- dens (Rose, 1914; Jonesco, 1921). Les sucres, très abondants lorsque la fleur commence à peine à se pigmenter, diminuent dans l’organe bien coloré. C’est donc, pour ces auteurs, aux dépens des sucres et non des glucosides préexistants que se forme le pigment. Michel Durand (d’après Jonesco) trouva des résultats analogues en étudiant les feuilles d 'Ampélopsis. Plus récemment, Kosaka (1931) étudiant Abutilon Auicennae relie aussi la formation du pigment à la présence des sucres. Molisch, Roberts confirment ces conclusions (1937). Enfin, Edmondson et Thimann en 1947, ont recherché l’influence de divers facteurs physiologiques sur la concentration du pigment de Spirodela oligorrhiza (Lemnacées), qui est un diglucoside de cyani- dine, en particulier l’action de divers constituants du milieu de cul¬ ture ; saccharose, fructose, etc... Leur conclusion est que le pigment provient de- l’accumulation des glucides. Le saccharose agit à la fois sur la concentration du pigment et sur la vitesse de croissance de la plante, le fructose a moins d’action, le glucose encore moins. Notons que Lippmaa (1924), cultivant certaines plantes sur milieux artificiels sucrés, constata une nette augmentation des anthocyanosides et des caroténoïdes. En même temps, les chloroplastes étaient trans¬ formés en chromoplastes, ce qui modifiait la couleur des feuilles. Cet auteur ne pense pas qu’il existe un rapport direct entre la formation du pigment et le métabolisme des sucres, mais il attribue à ce dernier un Source : MNHN, Paris 128 CH. SANNIÉ ET H. SAUVAIN. rôle indirect comme facteur de « précipitation » dans cette formation. Cependant, Kukt Noack (1921) n’admit pas le rôle attribué aux sucres par ces auteurs. Gleisbehg (1922) n’obtint pas non plus de résultat positif par des cultures en milieu sucré, utilisant le saccharose comme élément nutritif. Enfin, bien que Frey-Wissling et Blank (1943) aient observé que les pousses du chou-rouge, plus riches en sucre, forment davantage d’anthocyanosides, ils n’admettent pas cependant l’existence d’une relation quantitative et régulière entre les glucides et le taux d’antho¬ cyanosides. Action des substances azotées. Wheldale en 1931, puis Frey-Wissling en 1938 ont avancé que les pigments se forment à partir des produits désaminés et décarboxy- lés des acides aminés, ceux-ci provenant de la dégradation des pro¬ tides. La migration d’azote plus élevée que la normale s’accompagne d’une diminution ou d’une augmentation des sucres. Ces modifications provoquent un «désaccord physiologique» (N ou C) favorable à la formation des anthocyanosides. Nous verrons plus loin en étudiant l’effet des conditions externes sur la formation du pigment que Ban- croft (1947) a émis ,1’hypothèse que tout changement tendant à « déstabiliser » la plante accroît la production du pigment. Les acides aminés décarboxylés et désaminés pourraient donner naissance à des produits secondaires incolores, qui sont ensuite trans¬ formés par oxydation. Ainsi toute cause de modification telle qu’ap- port artificiel de sucre dans une atmosphère débarrassée de C0 2 , manque de P et N dans la terre, manque d’eau, arrêt de la nutrition par strangulation ou brisure de jeunes pousses ou par blessures, for¬ mation de galles par les insectes, etc... augmente les chances de for¬ mation du pigment. Schulz (1935) avait constaté une augmentation des anthocyano¬ sides dans les grains d’orge en fermentation ayant une teneur en pro¬ téine plus élevée. Le pigment se forme dans les tissus transportant la chlorophylle quand l’assimilation atteint son maximum. Rutzler a lui aussi (1941) recherché s’il existait une relation entre le développement des anthocyanosides dans les plantes et l’azote du sol. Les fleurs de la violette africaine, du Géranium et du « Wonde- ring Jew», ainsi que le feuillage de cette dernière plante et de plu¬ sieurs autres du genre Coleus, et les racines de plants de radis, pro¬ duisaient plus d’anthocyanosides dans un sol fertilisé par le nitrate d’ammonium, et davantage avec de fortes doses d’engrais azoté. Au contraire les feuilles et les pétioles de Bégonia metallica et de la vio¬ lette africaine en produisaient davantage dans un sol non fertilisé ; il en conclut que dans les parties de la plante dans lesquelles l’azote disponible augmente la quantité de chlorophylle, la teneur en antho¬ cyanosides est diminuée ou n’est pas modifiée. Mais dans les parties Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS DES FRUITS. ias» de la plante où le taux de chlorophylle ne change pas notablement après addition de nitrate d'ammonium, la quantité de pigment est augmentée par l’engrais azoté. En opposition avec ces théories viennent les expériences de Gleis- herg (ÎS22) qui trouve une diminution du pigment anthocyanique quand on accroît les éléments nutritifs azotés, et celles de Heller ( 1948), d’après lequel le remplacement, dans le milieu nutritif, des nitrates de calcium et de potassium par les chlorures correspondants faisait virer au rouge, par formation d’anthocyanosides, les tissus de la vigne vierge avant qu’ils ne meurent. Il est possible que le rapport entre anthocyanosides et métabo¬ lisme azoté n’ait qu’une importance secondaire, ce dernier n’étant qu’un des aspects du métabolisme général. L'iniluence des facteurs externes sur la pigmentogénèse. Les conditions externes (lumière, température, insolation, etc...) ont-elles une influence sur la formation des pigments anthocyaniques ? De toutes les expériences, si nombreuses, faites pour répondre à cette question nous ne retiendrons ici que les principales. La lumière exerce certainement une influence importante sur la formation du pigment, mais il est difficile de préciser si cet effet est direct ou bien s’il s’agit d’une action sur la photosynthèse, qui inter¬ vient indirectement en modifiant l’accumulation de certaines sub¬ stances nutritives ou en favorisant la formation des chromogènes. D’une manière générale, la lumière semble favoriser l’apparition du pigment, mais l’absence de lumière n’est pas un obstacle absolu à la coloration. Dès 1863, Sachs avait étudié la pigmentation des plantes à l’obscurité et les avait divisées en deux classes : celles qui se colorent normalement à l’obscurité sans exposition préalable à la lumière (Tulipe, Iris, Jacinthe, Crocus) et celles qui ne sont pigmentées que si leurs boutons ont été exposés à la lumière avant leur épanouisse¬ ment ( Brassica, Papaver, Cucurbita). Les expériences d’OvERTON et de Katic sur cultures en milieu sucré confirmèrent cette différence de comportement. Le premier prétendit même que la lumière était indis¬ pensable au développement du pigment, mais le second prouva que cette formation se faisait aussi bien à l'obscurité. Le phénomène n’était donc pas identique pour toutes les plantes. Les fruits également se coloreraient en l’absence de lumière (Askenasy (1876), Laurent (1890), Müller Thurgau (1882). Les fruits de Crataegus, de Rosa\, de Sam- bucus, les raisins bleus en sont un exemple. Le plus souvent cependant, la lumière semble avoir un rôle favo¬ rable. C’est l’avis, de Kosaka (1931) qui étudia Chrysantbemum et Abutilon et de Keener (1924) (sur Diervilla Lonicera). La coloration des feuilles à l’automne fut également envisagée à ce point de vue. Abbott, dès 1909, avait observé que des feuilles de hêtre rouge qui Mémoires du Muséum, Botanique, t. II. 9 Source. : MNHN, Paris 130 CH. SANNlfi ET H. SAUVAIN. sont généralement.rouges au printemps, demeuraient vertes si on les enfermait dans des sacs à l’abri de la lumière. Dès qu’on les exposait au soleil, elles rougissaient. Gertz (1906) avait obtenu des résultats semblables. Cependant la lumière n’est pas indispensable dans tous les cas à la coloration, tout au moins en ce qui concerne les fruits (Allen, 1927). Si les prunes se pigmentent davantage lorsqu’augmente la quantité de lumière, cependant le pigiflent se forme aussi à l’abri de la lumière solaire. D’accord sur ce point avec les expériences de Findley et Rogers (d’après Bancroft, 1947), Allen (1927) admet que les pom¬ mes, les poires et les pêches ont besoin pour rougir de la lumière solaire, mais que les raisins bleus peuvent s’en passer. Il ne semble pas non plus qu’on puisse établir une relation entre la couleur du jus et celle de la peau du fruit. Le jus des grenades est toujours rouge. Les origines du pigment sont sans doute dans ce cas tout à fait diffé¬ rentes (flavone pour la peau, Ieuco-anthocvanoside pour le jus) (Ban¬ croft, 1947). Nati're de la lumière. - - Domaine spectral. La partie du spectre la plus favorable à la coloration se trouve entre 3600  et 4500 Â, région d’absorption maxima pour les flavonols, ce qui suggère à Pear.ce et Streeter (1931) l’idée que l’énergie lumi¬ neuse agit sur le flavonol pour le transformer en anthocyanoside. Mirande (1922) avait déjà noté, en observant le développement du pigment dans les écailles du bulbe de Lilium candidum, que la partie du spectre la plus active était dans le bleu et l’indigo. Schulz (1935) a soutenu que la formation du pigment dans les couches d’aleurone des Graminées était due à l’effet des radiations ultra-violettes. Arthur (1936), employant un arc à vapeur de mer¬ cure, étudia la coloration des pommes et constata que celle-ci ne se produisait que dans les cellules de l’épiderme. Braun en 1939 obtint la formation d’anthocyanosides sous irradiation par les ultra-violets, mais il l’expliquait comme provenant d’un traumatisme ainsi causé à la plante. Récemment, d’autres auteurs : Bunning (1939), Biebl (1943), ont observé un accroissement de la pigmentation sous l’influence des U.V. ; ils attribuent aux pigments un rôle de protection contre ces rayons. L’action des rayons X a été aussi envisagée et certains résultats ont été obtenus par Johnson (1939), Moore et Haskins (1935), etc... Enfin, Semmens (1931) a transformé les anthocyanosides en antho- cyanols en employant la lumière polarisée sur les graines en germi¬ nation de Tropaeolum, de Géranium et d’autres plantes. Il est certain que l’on relève des contradictions entre toutes ces expériences, selon la plante envisagée. Le fait que Mousch (1926) ait constaté la formation d’anthocyanosides en l’absence de lumière et plus particulièrement au point végétatif de la racine dans plusieurs Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 131 cas, les observations de Frey-Wissling et Blank (1943; sur la pig- jnentation des pousses de chou-rouge se produisant indifféremment à la lumière et à l’obscurité s’opposent aux conclusions de Karstens (1939) qui impliquent une réaction photochimique à l’origine de la chaîne des réactions déterminant l’apparition des anthocyanosides, et à celles de Kuilman (T930), attribuant aussi un rôle essentiel à cette réaction photochimique. Intensité et durée de l’illumination. 11 faut également tenir compte de l’intensité et de la durée de l’exposition à la lumière. Comme l’avait observé Linsbauer dès 1908, sur les pousses de Fagopyrum esculentum, plante qu’a utilisée Karstens pour ses expériences, la production du pigment se ferait sous l’influence du stimulus lumineux et varierait avec les différentes intensités lumineuses et selon la durée de l’illumination. On a d’ail¬ leurs remarqué qu’une illumination de longue durée, telle qu’elle se produit dans les régions polaires, favorise la pigmentation des fleurs et des fruits. Pour Floren (1941), la quantité de lumière totale reçue par la plante aurait plus d’importance que l’intensité ; pour Thimann et EdmOndson (1949) au contraire, la lumière est essentielle pour la formation continue du pigment, et celle-ci varie directement avec son intensité. Si l’on admet les hypothèses de Bancroft et Rutzler (1938) sur l’origine mixte des pigments anthocyaniques à partir des leuco- anthocyanosides et des flavones, on peut supposer que la photosensi¬ bilité d’une flavone est en jeu lorsque le pigment se développe rapi¬ dement sous l’action de la lumière, alors que l’hydrolyse d’un leuco- anthocyanoside sous l’action d’un acide est beaucoup plus lente. On pourrait ainsi établir que lorsque le pigment provient d’une flavone, il ne peut se développer sans l’action des ultra-violets, et que s’il provient d’un .précurseur leuco-anthocyanosique, il peut se déve¬ lopper même à l’obscurité. Dans le bourgeon du coton, par exemple, c’est ce second méca¬ nisme qui doit intervenir, car mis à l’abri de la lumière les pétales sont blancs le premier jour, roses le second et rouges seulement le troisième jour. S’il s’agissait d’une flavone, le bourgeon resterait blanc jusqu’à son épanouissement. Enfin, si les pigments présents .dans la plante ont à la fois les deux origines, il y aura seulement affaiblissement du coloris à l’obs¬ curité. Température. Bancroft (1947) fait d’ailleurs intervenir la température en même temps que la lumière. Les fleurs du Lilas mauve, même à l’obs¬ curité, sont pigmentées, mais à 33", dans des conditions identiques, elles sont blanches. Dès qu’on abaisse la température ou qu’on expose la fleur à la lumière, il y a coloration. Source : MNHN, Paris CH. SANNIK KT H. SAl'VAIN'. 132 La température a certainement une influence sur la formation du pigment. Frey-Wisslixg et Blaxk (1943) indiquent que la tempéra¬ ture optima se situe entre 10 et 30". Blank (1947) pense qu’elle coïn¬ cide avec la température la plus favorable au métabolisme de la plante. Floren estime que pendant la période de formation du pig¬ ment dans le bouton, qu’il appelle « période sensible », une tempéra¬ ture de 30 à 33" empêche cette formation dans les lleurs de Calceolaria hybrida. Mais Gloxinia hybrida grandiflora n’est pas modifiée par une température de 35 à 40", alors qu’Hibiscus mutabilis et Dieruilla cora- ensis ont un maximum de coloration vers 32-35". D’une manière générale, on a pensé que les basses températures sont des facteurs favorables ; c’est le cas des plantes alpines. Mais beaucoup d’auteurs contredisent cette opinion ; rien de précis n’a donc été établi à ce sujet. Rôle de la photosynthèse. La formation des pigments benzopvraniques est-elle reliée à la photosynthèse ? Certains auteurs ont observé que les feuilles rouges contenaient moins de chlorophylle par unité de surface que les feuilles vertes. On pensa donc qu’une diminution de la photosynthèse était favorable à la formation du pigment. Cependant, Kuilman (1930) obtint des résul¬ tats contradictoires selon les plantes étudiées ; ainsi dans Paeonia albiflora, les feuilles rouges contenaient plus de chlorophylle que les feuilles vertes. Nous verrons plus loin (rôle biologique) que le pigment accroît l’absorption de la lumière, plus spécialement des ultra-violets, et que d’autre part les feuilles rouges ont une assimilation égale et parfois supérieure à celle des feuilles vertes. Sen (1940) a observé une photosynthèse plus intense dans les feuilles rouges é'Eranthemum, bien que la teneur en chlorophylle y soit plus faible que dans les feuilles vertes. D’autre part, dans les tissus contenant des anthocyanosides, on a signalé (Zanoni, 1938), une aug¬ mentation du potentiel biologique se traduisant par une coloration chlorophyllienne plus intense des organes végétatifs, une élaboration plus active des produits spécifiques de réserve. Par contre, Politis (1928) prétend que dans le fruit vert, alors que l’assimilation chloro¬ phyllienne est intense, il y a retard dans la formation de l’antho- cyanoside, sans doute à cause des oxydations qui prédominent. Dans le cas des feuilles qui rougissent en automne, la formation du pigment commence dans les feuilles riches en chlorophylle puis elle se prolonge parallèlement à la disparition de la chlorophylle et jusqu’à la mort de la feuille (Lipmaa, 1926). Dans ce cas particulier, l’anthocyanoside serait un produit de déchet du métabolisme (Mo- iasch, 1928). Source : MNHN, Paris [.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. n:s Facteurs secondaires. En dehors des facteurs que nous venons d’étudier, et qui sont les plus importants, on peut signaler quelques éléments secondaires ou accidentels. Le degré hygrométrique de l’air interviendrait surtout dans les pays de la zone tropicale oit, pendant la saison sèche, on observe le développement d’une magnifique couleur rouge, qui s’étend bientôt à toutes les feuilles. Mais l’insolation très forte subie par ces plantes pourrait aussi bien être en cause. Nous verrons que la présence d’acides organiques peut intervenir pour intensifier la coloration, par formation de sels d’oxonium à partir de leucobases incolores. Certaines expériences tendent à établir que les pigments antho- cyaniques se forment en plus grande quantité en présence d’une abon¬ dante provision d’oxygène, et que si celui-ci est diminué, on observe une diminution corrélative des pigments (Katic (1905), Combes (1910), Rose (1914), etc...). La théorie de l’oxydation d’un chromogène s’ac¬ corde avec cette constatation. Enfin, tout^facteur accidentel tendant à modifier la circulation de la sève, la ralentissant ou l’arrêtant, provoque en certains points une accumulation de produits nutritifs ; on a pensé que la pigmen¬ tation pouvait en être favorisée. Il peut s’agir, soit de traumatismes d’origine mécanique, soit d’un état pathologique, soit encore d’une altération causée par l’attaque des insectes. Lonoley (1935) a noté une modification dans la répartition du pigment au cours d’une infec¬ tion de la tulipe par un virus mosaïque. Il semble que, dans tous les cas, le pigment n’apparaisse que dans les espèces produisant norma¬ lement des anthocyanosides. Griffin (1935) a entrepris toute une série d’expériences sur la formation des pigments provoquée par une inci¬ sion. Dans Acer Quercus et Rhus glubra, on trouve au-dessus de l’in¬ cision une plus vive pigmentation en même temps qu’une forte accu¬ mulation de sucres. Dans les plantes qui ne produisent habituellement pas d’anthocyanosides, aucune coloration n’apparaît, qu’il y ait ou non accumulation de sucres au-dess'us de l’incision. De nombreux auteurs ont observé une augmentation de la pig¬ mentation dans les tissus produisant des galles, ou infectés par d’au¬ tres parasites ( Cercosporn beticola, Ustilago Zeae, Ustilago violacea, etc...). Solacolu et Constantinescu (1937) ont pu provoquer la forma¬ tion de pigment anthocyanique par des injections d’acide indole-3- acétique à des plants de Ricin. Des pommes sur lesquelles on a pul¬ vérisé une solution de thiocyanate se sont colorées intensément (Dust- man et Duncan (1936), Reger (1944). Pour Robinson (19.-6), la pigmentation varie avec l’activité pho¬ tosynthétique consécutive aux changements saisonniers, et avec les divers types de blessures de la plante, celles-ci pouvant avoir une Source.: MhJHN, Paris 134 CH. SANN1É KT H. SAÜVA1N. cause purement mécanique ou être déterminées par des champignons parasites qui communiquent une maladie à la plante. Dans de telles conditions, les hydrates de carbone et les autres produits synthétiques tendraient à s’accumuler .sous l’action de l’obstacle qui s’oppose au courant de la sève. Notons qu’il faut prendre garde de ne pas assimiler à des pig¬ ments anthocyaniques des pigments de toute autre nature qui appa¬ raissent chez la plante malade. C’est ainsi que N.ierestein (1919) a établi, après une étude chimique, que le pigment de la galle rouge de Quercus pedunculata est très différent d’un anthocyanoside. Plus récemment, Duerenoy (1945) a donné une autre explication des effets produits par les blessures et le parasitisme. Les changements de coloration observés seraient dus à un défaut dans l’enchaînement des mécanismes de respiration intracellulaire. Dans les tissus normaux, celle-ci implique une déshydrogénation des composés phénoliques et de nouveau leur hydrogénation, contrôlées par des enzymes amenant une oxydation irréversible en mélanines, tanins, etc... Il s’agirait d’une respiration décompensée. L’infection des fleurs d’Azalea par Ovultinia azalea provoque l’oxydation des constituants de la cellule, principale¬ ment des anthocyanols et des acides organiques avec augmentation de la quantité d’anthocyanols et polymérisation en une substance fon¬ cée. L’infection de la canne à sucre par Colletrichum falcatum déter¬ mine la secrétion par la cellule de composés phénoliques qui se polv- mérisent en dérivés d’anthocyanosides rouges. En conclusion, la formation des pigments anthocyaniques ne peut être attribuée à un facteur isolé, mais à l’action complexe d’un certain nombre de facteurs internes et externes. Cependant il semble que, de toutes les observations faites, une idée intéressante soit à retenir. Toute modification, d’origine interne ou externe, qui trouble le méta¬ bolisme normal de la plante favorise la formation du pigment. Une variation de la photosynthèse, de la température, de l’éclairement, une augmentation dans l’apport des glucides modifient la pigmenta¬ tion. L’absence de certains éléments dans le sol, tels que calcium, potassium, phosphore, déterminerait aussi une augmentation de la coloration ; d’une manière générale, l’insuffisance de matières nutri¬ tives dans le sol concourerait au même résultat. En somme, toute per¬ turbation dans le métabolisme de la plante la « déstabiliserait » (selon Bancroft) et se révélerait favorable à la production des anthocya- nosides. Abbott (G.). — Nature, 80, 429 (1909). Allen (F. W.), Magness (J. R.) et Haller (M. H.). -- Calif. Agr. Expt. Sta. Bull., 428, 1-41 (1927). Appel (H.) et Robinson (R.). — J. Chem. Soc., 426-8 et 752-5 (1935). Arthur (J. M.). — Contr. Boyce Thompson Inst., 4, 1-18 (1932). Radiation and anthocyanin pigments. Biological effects of radiation, Vol. Il, 1109-18 (1936) (in Blank, p. 273). Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 135 Askenasy (E.). liot. Ztg., 34, 1-7, 27-31 (1876) (in Wheldale-Onslow, p. 249). Bancroft (W. D.) et «Wutzler (J. E.). — J. Am. Chem. Soc., 60, 2738-43 (1938). Bancroft (W. I).). - Science, 98, 99 (1943) ; J. Phus. Colloid. Chem., 51, 1078 (1947). Biebl (R.). — Protoplasmet, 37, 566-8 (1943). Blank (F.). — Iiotan. Rev., 13, 242-317 (1947). Braun (W.). lieitr. Biol. Pfl., 26, 331-98 (1939). Bunning* (W.). - Die Physiologie des Wachtums und (1er Bewegungen (1939). 88 Cuaze (J.). — C. R. Acad. Sci., 196, 952-5 (1933). Combes (R.). — Rev. Gen. Bot., 22, 177-212 (1910) ; C. R. Acad. Aci., 157, 1002-5 (1913). Dufrenoy (J.). — Biodynamicu, 5, 309-24 (1945). Dustman (R. B.) et Duncan (I.J.). — J. 4m. Chem. Soc., 58, 1511-14 (1936). Edmonson (Y. H.) et Thimann (K. V.). — Am. J . Bot., 34, 598 (1947) ; Arch. Biochem., 22, 33-53 (1949) et 25, 79-90 (1950). Everest (A. E.). — Proc. Roy. Soc. London, 88, 326-32 (1914). Flores (G.). Flora, 35, 65-100 (1941). Freundenberg (K.). — Ann., 444, 135 (1925). Frey-Wissling (A.). Naturivissenchaften, 26, 624-8 (1938). Freÿ-Wissiing. (A.) et Blank (F.). — Ber. Schweiz. Bot. Ges., 53 A, 550-78 (1943). Gautier (A.). - C. R. Acad. Sci., 114, 623-9 (1892). Hertz (O.). — Studier ôfver iinthocyan. Thesis, Lund (1906) ( j/j Wheldale- Onslow, p. 210). Gleisberg (W.). — Ber. Hôher. Staatl. Lehranst. Obst Gartenhan Proskau. 1920-1, 87-93 ; (Chem. Abstr., 19, 3289). Goris (A.). — Localisation et rôle des alcaloïdes et des glucosides chez les végétaux. Lechevalier, édit., Paris. 385 p. (1914). Griffin (A.). — Butler Univ. Botan. Studies, 3, 139-40 (1935). Guillermond (A.). — C. R. Acad. Sci., 193, 112-14 (1931) ; C. R. Soc. Biol., 112, 648-51 (1933). Heller (R.). — C. R. Soc. Biol., 142, 768-769 (1948). Johnson (E. L.). — Plant Physioi, 14, 782-95 (1939). Jonesco (S.). — C. R. Acad. Sci., 173, 850 (1921) ; Ann. Sci. Nat. Bot., 4, 301-403 (1922) ; C. R. Acad. Sci., 175, 904 (1923). Karrer (P.). — Traité de Chimie Organique, XVIII, p. 519. Masson édit., Paris (1945) Karstens (W. K. H.). — Rec. Trav. Bot. Neerl., 36, 85-179 (1939). Katic (D. L.). — Beitrag zur Kenntnis der Bildung des roten Farbstoffs in vegetativen Organen der Phanerogamen. Inaug. Dissert., Halle (1905) (in Wheldale-Onslow, p. 96). Keeble (F.) et Armstrong (E. F.). — Proc. Roy. Soc. London, 85, 214-18 (1912). Keeble (F.), Armstrong (E. F.) et Jones (W. N.). — Proc. Roy. Soc. London, 87, 113-31 (1913). Keener (A. E.). — Am. J. Bot., 11, 61-77 (1924). Kosaka (H.). — J. Depl. Agr. Kyushu Univ., 2, 208-40 (1929) ; 3, 29-45 et 99-119 (1931) ; Bot. Mag. Tokyo, 66, 551-560 (1932). Kozlowski (A.). — Science, 83, 465 (1936). Kuilman (L. W.). — Rec. Trav. Bol. Neerl., 27, 287-415 (1930). Laborde (J.). — C. /?. Acad. Sci., 146, 1411-13 (1908) ; 147 , 753-55 et 993-5 (1908). Laurent (E.). — C. R. Soc. Roy. Bot. Belgique, 29, 71 (1890). Lavollay (J.) et Vignau (M.). — C. R. Acad. Sci., 217, 87-8 (1943). Lawrence (W. J. L.) et Scott-Moncrieff (R.). — J . Genetics, 30, 155-326 (1935). Lawrence (W. J. L.) et Price (J. R.). — Biol. Rev., 15, 35-8 (1940). Source : MNHN, Paris CH. SANNIK II. SAl VAIN. 136 Lixsbauer (L.). — Wiesner Feslschrifl, Wien. 421-36 (1906) (in Whei.dale- Onsloav, p. 91). Lipmaa (T.). — Schr. Naturf. Ges. Univ. Jurjeff, 24, 1-104 (1924) ; S. B. Na- turf. Ges. Jurjeiv, 30, 58-111 (1924) (in Blank, p. 280). Rer. Déni. Roi. Ges.. 46, 267-77 (1928) (in Blank, p. 278). Longley (L. E.). Proc. Am. Soc. Hort. Sri.. 33, 674-7 (1935). Mirande (M.). — C. R. Acad. Sci., 143, 413-16 (1906) ; 175, 429-30 (1922). Molisch (H.). — Pflanzenbiologie in Japan auf Grund eigener Beobachtun- gen (1926) ; Rer. Dent. Rot. Ges., 46. 311-17 (1928). Der Einflusseiner PHanze auf die andere. AUelopathic (1937) (in Blank, p. 270). Moore (C. N.) et Haskins (C. P.). — J. Hered., 26, 349-55 (193o). Müller-Thurgau (H.). — Weinbaucongress zu Durkheim a.d.H. (1882) (in Wheldale-Oxslow, p. 89). Nierenstein (M.). — J. Chem. Soc., 115, 1328-32 (1919). Noack (K.). — Rer. Dent. Rot. Ges., 39 (1921) ; Z. Rot.. 14, 1-74 (1922). Overton (E.). — Jahrb. iviss. Rot. Leipzig. 33, 171-231 (1899) ; Nature. 59, 296 (1899) (in Bi-ank, p. 272). Palladin (W.). — Der. Dent. Rot. Ges., 26. 389-94 (1908) ; Rioch. 7... 18, 151-206 (1909). Pearce (G. W.) et Streeter (L. R.). ./. Riot. Chem., 92. 741-9 (1931). Politis (J.). — Praktika Akad. Athenon, 3. 440-1 (1928) ; C. R. Acad. Sci., 226, 1465 (1948). Reger (M. W.). — Proc. Am. Soc. Hort. Sci., 45, 11-12 (194 4). Reichel (L.) et Schickle (R.). — Ann., 553, 98-102 (1942). Roberts (H. F.). — Sci. Monthly, 427-35 (1937). Robinson (G. M.). — J. Chem. Soc., 1157-60 (1937). Robinson (R.). — Rep. Brit. Assoc., 89th Meet., 417 (1921) ; Nature, 137, 172 (1936). Robinson (R.) et 'Robinson (G. M.). — Biochem. J., 27, 206 (1933) ; J. Chem. Soc., 744-52 (1935) ; J. Am. Chem. Soc.. 61, 1605-6 (1939). Rose (E.). — C. R. Acad. Sci., 158, 955-8 (1914) ; Rev. Gen. Rot., 26, 2 57-70 (1914). Rosenheim (O.). Biochem. J., 14, 178-88 (1920). Rutzler (J. E.). — .7. Am. Chem. Soc., 61. 1161 (1939) ; Proc. Minnesota Acad. Sci., 9, 20 (1941). Sachs (J.). — Beilage zu Rot. Stg., 21, 30 p. (1863) (in Whelbale-Onslow, p. 88). Sando (C.). — J. Biol. Chem., 117, 45 (1937). Sando (C.), Milner (R. T.) et Sherman (M. S.). ./. Riol. Chem., 109, 203 (1935). Schulz (K. G.). — Wochschr. Rrau, 52, 33-6, 41-5, 51-4 (1935). Semmens (E. S.). — Bot. Gaz., 90, 412-26 (1931). Sen (P.). — J. Indian Bot. Sci., 19, 147-56 (1940). Solacolu (T.) et Constantinescu (D.). — C. R. Acad. Sci.. 204, 290,2 (1937). Tswett (M.). — Biochem. Z., 58, .225-35 (1913). Wheldale-Onslow (M. W.). — Nature, 128, 373-4 (1931). Willstâter (iR.) et Mallisson (H.). — Sitz. ber. Preuss* Akad. Wiss , 402-11 (1914). Willstâter (R.) et Stoll (A.). - Untersuchungen iiber die Assimilation der Kohlensaure (1918). Zanoni (G.). — Bull. Mus. Genova, 13, n° 103, 65-84 (1938). Source : MNHN, Paris l.ES COULKl'RS DES FLEl’HS ET DES FRUITS. 137 FACTEURS INTERVENANT DANS LES COLORIS DES PLANTES. La richesse du coloris des plantes a été de tous temps un sujet de curiosité autant que d’émerveillement. On s’étonnait à juste titre de l’infinie variété des nuances des fleurs, allant du rouge des roses et des pivoines au bleu des pieds d’alouette. On aurait pu croire que la composition chimique des pigments était fort différente selon leur couleur, et qu’une fleur jaune n’avait rien de commun avec les rouges ou les bleues. Nous savons maintenant qu’il n’en est rien. Les flavones, qui constituent les principaux pigments des fleurs jaunes et blanches, ont une proche parenté avec les anthocyannes qui les colorent en rouge, bleu, ou violet, ou même exceptionnellement en jaune (dans Papaver nlpinum). Il n’en est pas moins vrai que la pigmentation des végétaux est le résultat, extrêmement complexe, de toute une série de facteurs de nature différente ou dont les variations sont indépendantes. Il est cer¬ tain tout d’abord qu’à côté des pigments que l’on pourrait appeler « fondamentaux », et qui sont les anthocyanosides, les glucosides fla- voniques et les caroténoïdes, il faut faire une place à bien d’autres substances colorées qui interviennent tantôt comme pigments purs (tanins, pigments dérivés des phénols ou des anthraquinones par oxy¬ dation, noyaux xanthéniques, pigments à noyaux complexes comme les santalines des bois rouges, l’hématoxyline ou la brésiline des cam- pêches, etc.), tantôt comme facteurs essentiels du métabolisme végé¬ tal, comme la chlorophylle. On conçoit aisément que la coloration d’une fleur, d’un fruit, d’une feuille ou d’une racine dépende avant tout de la présence d’un seul ou de plusieurs pigments, et que le rouge d’un caroténoïde puisse être modifié par le vert de la chlorophylle ou le jaune d’une flavone. Nous aurons l’occasion de revenir sur ce point, à la fin de ce chapitre. Nous envisagerons, dans ce qui suit, les colorations des fleurs et des fruits qui sont essentiellement provoquées par les glucosides à anthocyanols ou à flavones. Nous verrons que la couleur dépend tout d’abord de la nature chimique du pigment, de l’état dans lequel il se trouve, enfin de toute une série de facteurs, internes et externes, qui viennent modifier la couleur. , 'Bien que de nombreux éléments nous échappent encore, on peut en effet expliquer les variations de la couleur des fleurs par l’action de divers facteurs que nous allons considérer successivement, en re¬ marquant toutefois qu’ils agissent simultanément dans la plante, leurs Source : MNHN, Paris J 38 CH. SANNIÉ ET H. SAt’VAlN. actions ne pouvant être séparées que très artiliciellemenl. Les facteurs internes dont dépend la couleur sont dominés par de nombreux gênes, chacun spécifique d’une réaction, oxydation, réduction, méthylation, formation de gîucosides, et qui sont en rapport étroit avec la structure chimique du pigment. C’est la combinaison de ces facteurs qui déter¬ mine l’existence de cette gamme si variée d’anthocyanosides, tous de couleur légèrement différente, qui sont à la base des nuances si déli¬ cates des fleurs et des fruits. Influence de la constitution chimique du pigment. Le nombre d’hydroxyles portés par le noyau phényle latéral de l’anthocyanoside est l’un des principaux facteurs dont dépend la cou¬ leur d’une fleur. Willstâter, le premier, étudia les rapports existant - entre la constitution chimique des pigments et la couleur qui semblait liée à la présence de chacun d’eux. Il nota que des anthocyanosides différents se trouvaient dans diverses variétés de la même espèce et que souvent ils coexistaient dans la même fleur. Ainsi, dans Centaurea, les fleurs bleues et pourpres contenaient de la cyanidine, alors que dans la fleur rose il n’v avait que de la pélargonidine, tandis que le Zinnia elegans contenait à la fois des dérivés dé la pélargonidine et de la .cyanidine. On trouve des mélanges d’anthocyanosides dérivés d’anthocyanols à des degrés d’oxydation différents, par exemple des mélanges de dérivés de pélargonidine et de cyanidine, de delphini- dine, mais il faut noter qu’on ne trouve jamais de mélange de déri¬ vés de pélargonidine et de delphinidinc seulement. G. et R. Robinson en 1931 tentèrent d’établir une correspondance précise entre la présence de certains dérivés et la coloration. Les nuan¬ ces orange, écarlate indiqueraient un dérivé de la pélargonidine (un seul OH) qui ne se trouverait jamais dans les fleurs bleues. Dans les Phlox d’un rouge bleuâtre, les Dianthus cramoisis, on trouve des mé¬ langes de dérivés de la pélargonidine, de la cyanidine et de la delphi¬ nidine. La détermination est alors difficile ; cependant ces auteurs concluent à une progression générale, allant du rouge orange au rouge bleu lorsqu’on trouve respectivement pélargonidine, pæonidine, cyani¬ dine, malvidine (syringidine) et delphinidine. R. et G. Robinson notent aussi que les anthocyanols les plus bleus se trouvent dans la betterave, dans Celosia criât ata, dans A triplex hor- tense à l’état d’anthocyanols azotés. L’étude faite par Lawrence et ses collaborateurs (19S9) sur Strep- iocurpus est en accord avec ces résultats. Aux six types de couleurs des hybrides : bleu, mauve, magenta, rose, crème, saumon, correspondent les dérivés de la delphinidine, de la cyanidine et de la pélargonidine. L’augmentation du nombre d’atomes d’O sous forme de groupes OH correspond bien à un accroissement du bleu ; l’oxydation entraîne au¬ tomatiquement'le bleuissement. Celui-ci est même sensible dans la gamme des rouges, car si l’on considère le Pélargonium écarlate, la Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 139 rose rouge foncé et le Delphinium pourpre, on y trouve respectivement des dérivés de la pélargonidine dans le premier, de la cyanidine dans le second, de la delphinidine dans le troisième. Gascoigne, Ritchie et White (1948) ont aussi constaté que pres¬ que toutes les fleurs bleues contiennent de la delphinidine, la majorité de fleurs rouges de la cyanidine et que la présence de pélargonidine s’observe presqu’uniquement dans les fleurs rouges. La méthylation des groupes hydroxyles, le plus souvent en 3’ ou 5’, modifie également la couleur. Les anthocyanols ou les anthocyanosides méthylés sont plus rouges que les autres, par exemple la malvidine est plus rouge que la delphinidine, la pæonidine plus que la cyani¬ dine. Trois groupes peuvent être méthylés en 3’, 5’, 7 comme dans Pri- mula hirsuta qui contient un dérivé triméthylé de la delphinidine, l’hirsutidine, cas rare qui ne se rencontre que dans quelques espèces. Il faut tenir compte du fait que souvent la méthylation est incomplète, bien que les gênes déterminant la méthylation soient présents. Par exemple, dans Lathyrus odoratus, on trouve un mélange de malvidine et de pétunidine. Selon la série envisagée, la présence des gênes est plus ou moins active ; dans celle de la delphinidine, il y a très peu d’anthocyanosides non méthylés, alors que dans la série de la cyani¬ dine, il y en a jusqu’à 50 p. 100. Cette méthylation est d’ailleurs liée au type de glucoside présent. On sait que généralement, dans les anthocyanosides, le groupe gluci¬ dique est fixé en position 3 ; le glucide est alors un monose ou un biose. Mais il peut y avoir un deuxième groupe glucidique, toujours un monose, qui se combine soit à la première molécule de sucre déjà fixé en 3, soit à l’anthocyanol en position 5. Ainsi les anthocyanosides se divisent en deux classes : ceux dont la position 3 seule est occupée par un monose ou un biose, ceux dont les positions 3 et 5 sont toutes deux à la fois occupées par des monoses. Or ces 2 classes correspon¬ dent à des colorations différentes, les 3-5 dimonosides étant nettement plus bleus. La couleur est donc certainement influencée par ce troi¬ sième facteur. Dans Streptocarpns, les formes rose, saumon et mauve contiennent un mélange de 3-pentoseglucosides alors que les formes bleues, magenta et rosées renferment des mélanges de 3,5 dimonosides. De plus, il y a certainement une interaction entre la méthylation et la forme glucosidique ; dans la série cyanidine, la méthylation est plus complète chez les 3,5 dimonosides que chez les 3-pentosides. L’intervention combinée des trois facteurs internes dont nous ve¬ nons de parler détermine une gamme de coloration allant de l’écarlate au pourpre. Ces facteurs dépendent de la structure interne de l’antho- evanoside. Les pigments flavoniques ne déterminent qu’une coloration jaune plus ou moins vive chez la fleur, aussi n’ont-ils pu être étudiés d’une manière aussi précise que les anthocyanosides. Cependant, on a noté que l’accroissement du nombre de groupes hydroxyles avait également une action sur la coloration qui est alors plus intense. Mais les flavo- nes et les flavonols coexistent généralement dans la fleur avec les an- Source : MNHN, Paris 140 Cil. S A N NI H KT H. SA l'VA IN. thoryanosides, el il est difficile d’évaluer exactement leur rôle. Sou¬ vent ils modifient la couleur produite par le pigment anthocyanique, et c’est la couleur résultante qui apparaît. Si une fleur contient un anthocyanoside rouge et une flavone jaune, elle sera rouge-orangé. Les pigments fîavoniques interviennent aussi comme « co-pig¬ ments », c’est-à-dire qu’ils forment avec l’anthocvanoside des com¬ plexes additifs faibles qui modifient la nuance de la fleur. D’autres substances jouent le même rôle. La co-pigmentation est un élément important dans les variations de couleur des fleurs. R. et G. Robinson (1932), ont apporté une importante contribu¬ tion à la question des co-pigments, en étudiant in vitro l’action de di¬ verses substances sur les anlhocyanols. D’une manière générale, ce sont les flavones et les tanins qui accompagnent les anthocyanosides dans la plante et modifient la couleur. Dès 1915, Willstater et Mal- lison avaient remarqué que les pigments jaunes atténuaient la teinte des violettes et que, d’autre part, un tanin fonçait la coloration d’une solution d’oenine bleue. R. et G. Robinson (1931), puis Lawrence (1932) étudièrent les complexes formés. Ils notèrent d’abord que la co-pigmentation variait avec la nature de l’anthocyanoside : les déri¬ vés de la delphînidine étaient la plupart du temps co-pigmentés et ceux de la pélargonidine l’ctaient rarement. De plus, la flavone la plus active semble être la flavone « ivoire » qui augmente nettement le bleuissement. R. et G. Robinson ont trouvé dans le fuchsia un tanin dérivé de l’acide gallique qui donnait aux pétales internes de la corolle une cou¬ leur violette, alors que les pétales externes ne contenant pas de tanin étaient rouges bleuâtres. Ils étudièrent l'effet de différentes substances pouvant se trouver dans le suc cellulaire sur une solution de chlorure d’oenine ; de ces expériences, ils établirent que certains corps n’avaient que peu d’effet à faible concentration ; ce sont l’alanine, l’asparagine, les acide nicotinique, quinolinique, anthranilique, m-aminobenzoïque, phtalique, benzylique, le glucose, le maltose, l’amidon, l’inuline, la rutine, le catéchol, l’hespéridine. Par contre, la tyrosine, l’aldéhvde protocatéchique, le pyrogallol, les acides salicylique, p-hydroxyben- zoïque, la 2-hydroxyanthraquinone, la catéchine ont un effet légère¬ ment bleuissant. Plus actifs sont les acides fl-résorcylique, gentisique, protocatéchique, la vanilline, l’aloïne, la quercitrine, le glucoside de la 4-hydroxyxanthone. Mais l’action la plus puissante est attribuée à l’esculine, au gallate d’éthyle et au tanin. Le tanin est en effet recon¬ nu par différents auteurs comme co-pigment très actif. Seul Currey (1927), étudiant le bleuissement des roses rouges, prétend que la va¬ riété Hadley, dont la fleur tend à devenir bleue plus facilement qu’une autre variété, contient moins de tanin (6,33 p. 100 au lieu de 7,58 p. 100 ) et que ce bleuissement est dû à la quantité insuffisante de tanin dans le suc cellulaire des pétales. Or l’anthocyanoside présent dans les deux variétés est un diglucoside de cyanidine. Il se pourrait que l’action du tanin ne soit pas uniforme vis-à-vis de tous les anthocyanosides ; on a remarqué en effet que la nature de Source : MNHN, Paris l.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 141 ces derniers entre en ligne de compte. Ainsi le glucoside de la 2-hy- droxyxanthone, un des co-pigments les plus actifs, voit son action diminuer de l’oenine à la chrysanthémine et à la mécocyanine. En sa présence, la solution de pélargonidine fonce, mais ne bleuit pas. Bancroft et Rutzler (1938) attribuent la coloration bleue de Salvia païens à la présence de certains co-pigments ; tanin, glucoside de la 2-hydroxyxanthone, ratine, quercétine, vanilline et quinaldine. Un grand nombre de substances peuvent donc agir dans la co¬ pigmentation : tanin, pigments flavoniques, composes oxycarbonés et même alcaloïdes. Bien d’autres seront certainement identifiés. Il est intéressant de noter que dans les fleurs de Streptocarpus contenant toutes des flavones, certaines sont co-pigmentées et d’au¬ tres ne le sont pas. La différence proviendrait d’un gêne qui modifie la structure de la flavone pour la rendre capable de former un com¬ plexe d’addition avec l’anthocvanoside et par conséquent crée la co¬ pigmentation. Différents tests ont été indiqués pour révéler la co-pigmentation. Si l’on chauffe les solutions diluées de deux échantillons contenant le même anthocyanoside, puis qu’on laisse refroidir, seule la solution copigmentée se décolore puis redevient bleue quand elle est froide. En faisant agir sur les extraits par l’alcool amylique une solution de soude diluée, il se fait une coloration jaune foncé si une flavone est présente. ^ Tout récemment, Commonkr (.1948) a indiqué qu’il était possible d’obtenir le spectre d’absorption du pigment dans la cellule même, avec un spectrophotomètre spécialement étudié. Dans les cellules d’un seul poil de Coleus, il a pu vérifier que le spectre n’est pas le même que dans une solution du pigment ; l’auteur attribue cette différence à la présence de certains autres constituants de la cellule qui joueraient dans ce cas le rôle de co-pigments. Un autre facteur externe intervient également dans la coloration, c’est le pH du suc cellulaire. Dès 1913, Willstater et Everest avaient pensé que les variations de couleur des fleurs étaient déterminées par des modifications du pH du suc cellulaire. Le caractère amphotère des anthocyanosides explique ces variations ; ainsi la cyanine est rouge dans les solutions de pH 3 ou moins, violette à pH 8,5 et bleue à pH 11. Les formes rouge, violette et bleue sont respectivement le sel d’oxo¬ nium, la couleur basique et le sel de la couleur basique. H Cl \/ Sel d’oxonium Sel de Xn Source : MNHN, Paris 142 CH. SANN1É KT H. SA U VAIN. Il semblait normal que le suc cellulaire fût alcalin dans le bleuet et acide dans la rose, la cyanine étant présente dans les deux fleurs ; les spectres d’absorption des extraits aqueux colorés leur correspondaient. L’anthocyanoside pouvait donc servir d’indicateur coloré et permettre de mesurer le pH du suc cellulaire. Inversement, en utilisant des solu¬ tions tampons, on pouvait caractériser les anthocyanosides. Mais la mesure du pH des sucs cellulaires révéla des anomalies. Les méthodes électriques (électrode de verre) montrèrent que les sucs cellulaires sont tous du côté acide du point neutre ; Scott-Moncrieff (1936) confirma ces résultats. Cependant l’écart de pH entre les fleurs rouges et bleues contenant le même anthocyanoside est net, généralement de l’ordre de 0,5-2,0 pH. G. et R. Robinson, constatant que le pH du suc cellulaire des fleurs bleues n’était pas conforme au résultat escompté, tentèrent de trouver une explication complémentaire. Etudiant le bleuet, ils avaient observé que le suc cellulaire de cette fleur avait un pH de 4,9. et pouvait faire virer au rouge le tour¬ nesol bleu. L’anthocyanoside présent était la cyanine, comme dans la rose ; un autre élément devait donc modifier la forme de la cyanine dans le bleuet. Robinson pensa que l’anion de la cyanine devait se trouver sous une forme complexe, donnant un agrégat stable avec une charge négative. Le suc cellulaire contenait un colloïde lyophobe, et la microcataphorèse montra que la solution contenait des micelles char¬ gées négativement. Ainsi la cyanine, dans ce cas, n’avait pas la forme d’un sel de potassium comme le pensaient Willstater et Everest. Le xylane et d’autres polysaccharides trouvés par ces derniers dans l’extrait de bleuet pourraient constituer les particules colloïdales sur lesquelles se ferait l’adsorption de la cyanine. Robinson a en effet pré¬ paré des solutions bleues de pH 7,5, en ajoutant du xylane ou de l’agar-agar dans la solution ; il n’a cependant pu obtenir line solu¬ tion telle que celle du bleuet, stable à pH 5. Si donc on peut admettre que la couleur de la fleur dépend en partie du pH cellulaire, il faut remarquer que l’échelle des pH est bien plus petite in vivo que les expériences in vitro ne voudraient le prouver, et ceci est dû à la combinaison de la couleur basique du pigment avec des colloïdes tendant à stabiliser l’anion de l’anthocya- noside à un pH qui ne pourrait se maintenir dans les solutions pures. Il semble que toutes les fleurs bleues soient colorées par des solutions colloïdales de leur pigment respectif. Une autre remarque de G. et R. Robinson a trait au rapport entre la nature de l’anthocyanoside et les valeurs du pH. Il semble que ce soient avec les dérivés de la delphinidine qu’on note les pH les plus éle¬ vés du suc cellulaire dans la plante. Ainsi, dans le Tropaeolum Empress of India, le suc cellulaire de la feuille qui contient un glucoside de delphinidine a un pH de 5,6, celui du calice contenant un 3-bioside de cyanidine a un pH de 5, et dans la fleur on trouve un pH de 4,5 avec un 3-bioside de pélargonidine. L’emploi des solutions d’anthocvanols comme indicateurs de viTa- Source : MNHN, Paris COULEURS DES FLEURS BT DES FRUITS. ge est précisément basé sur ces modifications de couleur, en fonction du pH. Smith (1933) avait utilisé les couleurs des pigments anthocyani- ques in vilro pour les comparer à celles de la cellule végétale vivante et déterminer ainsi le pH de la sève à différents stades de l’évolution de la fleur : épanouissement, flétrissure, effet des* conditions exter¬ nes, etc... L’emploi des colorations anthocyaniques de VAlthaea rosea et du Chou Rouge fut proposé par Matcla et Maceck (1936) pour des titra¬ tions. Mais l’étude spectrophotométrique faite par Di Bella (1946) sur un extrait alcoolique des feuilles de Papaver Rhoeas contenant prin¬ cipalement de la mécocyanine semble retirer quelque valeur à cette méthode. Enfin, en 1949, Shihata, Hayashi et Isaka, en étudiant les couleurs et les valeurs du pH de la sève de deux cent plantes, aboutissent aussi à cette conclusion qu’il n’v a pas corrélation entre la couleur et le pH. D’après Beale et ses collaborateurs (1940), on a observé aussi, dans Verbena, des différences de pH selon qu’il s’agit d’anthocyanosi- des acétylés ou non. Les fleurs rouges et pourpres contiennent des an- thocyanosides acétylés, les fleurs couleur prune sont pigmentées par un 3.5 dimonoside de pélargonidine non acétylé. Or, le suc cellulaire de ces dernières est d’environ 0,4 unités pH plus alcalin que celui des fleurs rouges. Ces fleurs couleur prune sont donc plus bleues, et en outre l’anthocyanoside semble jr exister sous forme d’un agrégat très dense, alors que dans la fleur rouge le pigment se répartit uniformé¬ ment dans la cellule. Cependant certains auteurs expliquent d’une manière très diffé¬ rente la coloration bleue des fleurs. Selon Heilbron et Buck (1922), Dickinson et Heilbron (1927), seuls les composés du benzopyrylium contenant un groupe OH en 4’ fournissent des sels alcalins bleus ou violets. Les anthocyanols bleus libres et leurs combinaisons alcalines dériveraient d’une molécule à structure quinoïde. ^OH 1 ur I i Lo Or tous les anthocyanosides naturels ont un groupe OH en 4’ et tous virent au bleu en milieu alcalin. Lorsqu’il y a au moins quatre groupes OH répartis dans la molé¬ cule, on a des colorations purement bleues en milieu alcalin (Pratt et Robinson, 1924). Si un résidu glucidique prend la place d’un OH, on a encore une coloration bleue, mais à condition que l’hydroxyle en 4’ ne soit pas touché ; c’est ce qu’on observe dans les fleurs. Parfois, Source : MNHN, Paris 144 CH. SAN NIÉ ET H. SAUVAIN. néanmoins, des anthocyanols n'ayant pas d'OH libre donnent une colo¬ ration violette en présence de soude (Karrer, 1945). Hayashi (1934) croit que la réaction bleue avec les alcalis est due, non pas à la formation de sels de phénol, mais plutôt à celle d’un com¬ plexe. Il nie la nécessité de deux OH libres simultanément en 7 et 4’ soutenue par certâins. Bancroft et Rutzler (19. 8) pensent qu’il existe dans les fleurs bleues un « stabilisant » de la couleur, encore inconnu. Dans certains cas, ce pourrait être Cl Na ou N0 3 Na, mais on ne sait pas exactement quels sels contiennent les fleurs bleues. Karrer et ses élèves (1927) ont eu l’idée de comparer la teneur en cendres des pétales de fleurs rouges et bleues, afin de voir si la cou¬ leur bleue est déterminée par la présence de sels alcalins. Karrer trouva un taux plus élevé de cendres pour les fleurs bleues, ce qui semblait confirmer cette hypothèse. Cependant Mihailescu (1942) n’obtint pas les mêmes résultats et nota seulement que, dans les cen¬ dres des fleurs bleues, il y avait plus d’éléments alcalins que dans celles des fleurs rouges. Les observations de Shirata, Hayashi et Isaka (1949) confirment celles de Mihailescu. Aucune relation ne put être établie entre la cou¬ leur des fleurs des vingt-six espèces étudiées et leur teneur en cendres. G. et R. Robinson (1939) trouvèrent dans les cendres de nombreu¬ ses fleurs bleues une teneur de un à deux p. 100 de Fe 2 0 3 . Ils étu¬ dièrent en particulier l’hortensia bleu. Les pétales de la fleur rose d’hortensia ont un pH de 3,75 tandis que celui de la fleur bleue est de 4,9. Les fleurs d’hortensia contiennent des dérivés de la cyanidine, de la pétunidine, de la delphinidine qui donnent une réaction bleu foncé avec le perchlorure de fer. Des tiges d’hortensia à fleurs roses immergées dans une solution très diluée de perchlorure de fer don¬ nent progressivement des fleurs bleues. G. et R. Robinson reproduisi¬ rent les couleurs exactes de l’hortensia (rouge, bleu, violet) en versant sur du papier filtre des solutions du 3-monoglucoside de delphinidine synthétique. La présence d’acides organiques à une certaine concen¬ tration et de tanin permit une reproduction exacte des couleurs de l’hortensia. Les solutions diluées( rouges) donnèrent du bleu sur le papier, les solutions plus concentrées, du rôuge et le violet de l’horten- sia fut obtenu avec des solutions intermédiaires. Dans tous les cas, il se fait une marge bleue, sauf si la concentration en acide est trop élevée. L’action des sels ferriques ne serait donc pas nécessaire, et ceux-ci ne serviraient dans le sol qu’à déclencher des phénomènes, physiolo¬ giques qui diminueraient la concentration de l’anthocyanoside et par suite changeraient la couleur. Nous verrons en effet plus loin que la concentration du pigment modifie évidemment la couleur. Blank (1947) .suggère l’idée que les sels ferriques auraient une influence sur les colloïdes du sue cellulaire, donc pourraient agir indirectement sur la coloration. D’autres auteurs attribuent au contraire la coloration de l’horten- Source : MNHN, Paris I-ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 145 sia à un autre métal, l’aluminium. En 1931, Wiggin et Gourley avaient remarqué que le sulfate d’aluminium acidifiait le sol et que les horten¬ sias poussaient mieux dans une terre acide que dans un sol alcalin ; il était probable qu’ils absorbaient le métal. Allen étudia les fleurs û'Hydrangea macrophylla ayant poussé dans du sable. Les fleurs bleues contenaient plus de 250 p.p.m. d’aluminium, les fleurs mauves environ 150-250 et les roses moins de 150. Les sels d’aluminium pro¬ voqueraient un changement de couleur du rose au bleu quand les tissus des fleurs épanouies absorbent les ions métalliques. Storck (1942) trouva d’ailleurs dans les cendres d’Hydrangea bleu plus d’alu¬ mine que dans celles des fleurs roses. Bancroft (1947) attribue le bleuissement de l’Hortensia au pouvoir adsorbant du sulfate d’alumi¬ nium vis-à-ys de certains co-pigments : «acides organiques, tanin, fer, mais il se demande avec raison pourquoi le phénomène ne se produit q>as dans d’autres fleurs. Dès 1937, Chenery avait étudié la composition du sol dans lequel poussaient les Hortensias. Il admettait que le fer et l’aluminium déter¬ minent le bleuissement, mais l’aluminium plus que le fer. Après absorption des ions Al dans le sol, il se formerait dans la plante un complexe Al-delphinidine, de couleur bleue. Tout récemment, cet au¬ teur (1948) essaya de reproduire ce virage au bleu chez d’autres fleurs contenant le même pigment qu 'Hydrangea, c’est-à-dire le glucoside de delphinidine ; le résultat fut négatif. Mais il était possible que l’aci¬ dité du suc cellulaire de ces plantes fut trop faible pour transporter le métal. Chenery étudia alors la corrélation entre la couleur bleu vif des fruits et l’accumulation de l’aluminium. Sa conclusion fut que dans les fruits bleus la couleur est due à une laque delphinidine-Al, stable et acide, et dans les espèces à fruits rouges, à une laque acide et stable de cyanidine-Al. Ce rôle des métaux a été repris tout récemment par Shibata et Hayashi (1949), qui ont essayé de préciser quels éléments métalliques peuvent être responsables de la couleur bleue. Se basant sur les résul¬ tats de l’analyse spectrochimique des cendres des pigments de plu¬ sieurs plantes, ils attribuent un rôle essentiel au magnésium et au cal¬ cium. Ils parvinrent à réaliser une « synthèse » de la forme bleue des anthocyanosides en ajoutant à leurs solutions rouges de la magnésie ou de là chaux. Cette action bleuissante des alcalino-terreux fut confir¬ mée par comparaison avec les solutions de pigments naturels. Mrs. G. Robinson (1939) trouve dans les fleurs rouges de l’Horten- sia plus de flavones que dans les bleues. Le rapport des concentrations de I’anthocyanoside de la fleur rouge à la bleue est généralement de 6 à 1 et dans la fleur bleue très foncée de 4 à 1 ; les différences de pH sont très faibles. Dans le Delphinium également, les pétales bleus ont un pH de 5,6 et les violets un pH de 5,7. Il y aurait donc dans ce cas association colloïdale, peut-être avec des polysaccharides. Le rapport des concentrations co-pigments-anthocyanoside, le changement de pH dû à un phénomène de surface (diffusion des ions mobiles), enfin Mémoires ne Muséum, Botanique, t. II. Source : MNHN, Paris CH. SAXXIÉ ET H. SAL'VAIN'. 141» l’abondnnce et la concentration du pigment sont tous des facteurs qui interviennent plus ou moins selon la plante. Il est certain que la quantité de pigment présent modifie la cou¬ leur. Si, selon Robinson, flavones et anthocyanosides sont formés à partir des mêmes matériaux qui existent en quantité limitée, les « pré¬ curseurs », il se fait une sorte d’équilibre dans la production des deux classes de pigments. Lorque le précurseur produit beaucoup de fla- vone, il se forme peu d’anthocyanoside et l’on a dans ce cas des fleurs très faiblement colorées. Le cas inverse se produit aussi probablement, sous l’action de certains gènes. De plus, si la flavone joue un rôle de co-pigment, la nature de la couleur est modifiée autant que son in¬ tensité. Pour BancrofT (1947), certains autres facteurs extérieurs, altitu¬ de, lumière, température, pourraient modifier la coloration. Dans les Alpes, certaines fleurs ( Myosotis sylvatica, Campanula rotundifolia, Géranium sylvatica, etc...) ont une coloration plus vive qu’en plaine. Des fleurs blanches, telles que Silene rupestris, Bellis perennis, Silene inflata, deviennent roses lorsqu’elles vivent à une grande altitude, mais aucune ne devient bleue, alors que dans d’autres régions (Colo¬ rado) beaucoup sont bleues sur les montagnes. Au Japon, les fleurs blanches sont plus riches en flavones à mesure qu’on s’élève, mais elles ne se colorent ni en rose, ni en bleu. L’edelweiss, fleur de haute- montagne, est toujours blanc. iBancroft émet i’hypothèse que tout changement des conditions externes produit chez la plante une « déstabilisation » qui se traduit par des modifications ayant pour but d’éliminer les facteurs de trouble. Ainsi, dans les terrains au bord de la mer, le sel pourrait jouer un rôle de déstabilisant et la coloration serait accrue. Terminons en rappelant certaines constatations de Môbius (1937) qui étudia d’un point de vue assez différent la coloration des fleurs. Il ne s’agit plus ici de modifications chimiques, mais simplement d’effets produits par la localisation variable du pigment et par la coexistence d’autres matières colorantes. Il est évident qu’un anthocyanoside, s’il existe seul dans le suc cellulaire, fera apparaître une couleur propre, alors que la présence d’autres pigments modifiera cette teinte. C’est ce que nous avons vu avec les flavones. Une couche d’air peut aussi modi¬ fier la transparence et faire varier l’intensité de la couleur. Môbius définit deux combinaisons colorées : les couleurs additionnelles, par exemple un suc rouge contenant des pigments jaunes, et les couleurs soustractives, lorsque la lumière incidente est absorbée en partie par la couche supérieure, en partie par la couche inférieure et que le reste seul est réfléchi. Dans Citrus Aurantium, on a l’effet combiné de l’huile jaune vif dans les cellules excrétrices avec les chromatophores jaune rouge dans les cellules épidermiques et corticales, et de l’antho- cyanoside rouge dans les autres cellules épidermiques ; au total, ceci donne une nuance orange. La localisation plus ou moins superficielle a un rôle certain dans Source : MNHN, Paris I.KS COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 147 l'intensité de la coloration. Le pigment rose se trouve généralement dans l’épiderme des pétales et des feuilles, mais dans les racines il est situé dans les zones externes et internes des régions corticales. Dans la betterave, les cellules du parenchyme sont pigmentées. Dans certains cas, l’épiderme est incolore et le suc pigmenté en rouge est situé dans le tissu palissadique ; la coloration est alors peu intense. D’autre lois, il se trouve à la fois dans les deux tissus et même le parenchyme spongieux est également rouge ; la coloration est d’au- tant plus vive. Le pigment bleu apparaît le plus souvent dans l’épiderme des pétales ( Linum usitatissimum, Ccntaurea cyanus, Gentinna acaulis). Dans le bleuet, l’aivthocyanoside est intimement associé aux grains d’aleurone. Le violet peut être produit, comme nous le savons, par l’état neutre du pigment, mais il peut exister une combinaison additionnelle. Dans Viola odorata, l’épiderme de la couche inférieure des pétales con¬ tient un pigment anthocvanique bleu tandis que la couche sous- épidermique est colorée par un anthocvanoside rouge. A la face supé¬ rieure, on trouve un anthocvanoside rouge dans la couche sous-épider¬ mique et l’épiderme est incolore. L’ensemble donne une coloration violette d’une nuance particulière. La couleur noire serait donnée par la coexistence d’anthocyano- sides avec d’autres pigments. Enfin, il faut aussi remarquer que sous certaines influences, encore mal connues, la couleur d’une fleur peut changer assez rapide¬ ment. C’est dans les pays chauds que l’on observe le mieux ces varia¬ tions, car elles sont très apparentes et se font en quelques heures. Ainsi furent étudiés aux Indes Hibiscus mutabilis, Capparis horrida, Datura metel, etc... dont les couleurs varient du blanc au rouge ou du violet au blanc. Molish <1929) attribue ces changements à la présence d’oxygène libre car, immergées dans l’eau, les fleurs blanches ne se colorent pas. Kuijper (1931) a observé en l’espace d’une journée le passage du blanc au rouge chez Hibiscus mutabilis, et l’attribue à la réduction d’une flavone en anthocvanne dans la plante sous l’effet de la lumière et de la température. Ces facteurs semblent intervenir aussi pour modifier le pH cellulaire d ’lpomoea Leerii, ce qui détermine un changement de couleur entre le moment où la fleur est en bouton et son épanouissement (rose magenta puis bleu vif) (Smith, 1931). Différents auteurs, Harder et collaborateurs (1935), Marheixeke (1936), Schrôder (1934) etc... ont essayé de reproduire artificielle¬ ment des variations de couleur, en faisant varier la température ou l’intensité de lumière. Il semble que la période sensible pendant laquelle on peut agir sur la coloration se place environ un mois avant la florai¬ son et se termine 10 jours avant le plein épanouissement. Mais Floren (1941) remarque que, selon les fleurs, les résultats obtenus varient considérablement. Là aussi, il est probable que des considérations génétiques interviennent. Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ ET H. SAUVA IN- 148 En conclusion, et dans l’état actuel des recherches, on connaît plusieurs facteurs, internes et externes, qui modifient certainement la coloration des fleurs. Il est fort probable qu’il en existe d’autres encore inconnus, dont l’action s’oppose ou s’ajoute à ceux que nous avons étudiés. Le phénomène de la coloration est probablement très com¬ plexe ; il est dominé par de très nombreux gênes qui déterminent l’action des multiples facteurs impliqués dans ce mécanisme. La génétique constitue certainement le meilleur moyen d’étudier les modi¬ fications de couleur et leurs causes, dans le cas des 'pigments antho- cyaniques et flavoniques. Allen (R. C.). — Contr. Boyce Thompson Inst., 13, 221-42 (1943). Bancroft (W. D.) et Rutzler (J. E. jun.). — J. Am. Chem. Soc., 60, 2793 (1938). Bancroft (W. D.). — J. Phys. Colloid. Chem., 51, 1078 (1947). Beale (G. H.), Price (J. R.) et Scott-Moncrieff (R.). — J. Genetics, 41, 66-74 (1940). Blank (F.). — Botcm. Rev., 13. 241-317 (1947). Chenery (E. H.). — J. Roy. Hort. Soc., 62, 304-20 (1937) ; Ann. Botany, 12, 121 (1948). Commoner (G.). — Ann. Missouri Botan. Garden, 35, 239-54 (1948). Currey (G. S.). — J. Proc. Roy. Soc. N. S. Wales, 61, 307 (1927). Di Bella (L.). — Atti Soc nat. e mat. Modena, 77, 62-94 (1946). Dickinson (R.) et Heilbron (I. M.). — J. Chem. Soc., 1927, 15. Floren (G.). — Flora, 35, 65-100 (1941). Gascoigne (M.), Ritchie (E.) et White (D. E.). — J. Proc. Roy. Soc. N. S. Wales, 82, 44-70 (1948). Harder (R.) et Dôring (B.). — Nachr. Ges. Wiss. Gôttingen. Math. Phys. KL, Fachgruppe VI (Biologie), 2, 89-95 (1935) (in Blank, p. 283). Harder (R.) et Marheinekf. (J.). — Nachr. Ges. Wiss. Gôttingen. Math. Phys. KL, Fachgruppe VI (Biologie), 2, 97-105 (1935) (in Blank, p. 283). Hayashi (K.). — Acta Phytochim. Japan, 8, 65-105 (1934). Heilbron (I. M.) et Buck (J. S.). — J. Chem. Soc., 121, 1203 (1922). Karrer (P.). — Traité de Chimie Organique, XVIII, p. 519, Masson, édit. Paris (1945). Karrer

. Dans le Verbena, on trouve à la fois des facteurs dominants et récessifs qui transforment le dimo- noside en monoside, et on explique ce fait de la même manière que la transformation de la delphinidine en pélargonidine. Un cas particulièrement intéressant est celui de Dahlia nariabilis, étudié par Lawrence et Scott-Moncrieff (1935). Ces auteurs ont suivi les effets de quatre gênes dont deux produisent des anthocyano- sides, un troisième déterminant la formation d’une flavone, l’apigé- ’nine, et le quatrième celle d’un pigment jaune vif, probablement fla- vonique également. Ces gênes exerceraient l’un sur l’autre des actions cumulatives ou suppressives. Ils contrôleraient aussi l’accumulation des matières premières devant servir à former les pigments. Les très nombreuses variations de couleurs que l’on observe dépendraient donc de leur dominance ou de leur récessivité réciproque. Dans Dianthus Caryophyllus, Geissman et Mehlquist (1947) trouvent dans les pétales de la fleur deux flavonols : quercétine et kaempférol, sous forme de glucosides, et deux anthocyanols, cyani- dine et pélargonidine, à la fois à l’état de mono et de diglucosides. Dans certaines fleurs, la cyanidine n’est accompagnée d’aucun autre anthocyanol (forme magenta). L’un des flavonols prédomine toujours aux dépens de l’autre dont on a peine à déceler la trace, sinon par des réactions colorées. Certains gênes sont nécessaires à la production d’anthocyanols. Ces auteurs ont montré que, dans ce cas, trois gênes complémentaires Y, I et A étaient nécessaires. Lorsque Y ou A sont récessifs, la fleur est blanche ; lorsque I est récessif, et Y et A dominants, elle est légè¬ rement pigmentée, etc... Des gênes « suppresseurs » donnent aussi aux pétales des nuances très pâles. Par exemple, les diglucosides d’anthocyanols sont produits par un gêne M alors qu’avec l’allèle récessif m, les monoglucosides se forment. Le processus est le même, qu’il s’agisse de cyanidine ou de pélargonidine. Certains gênes auraient aussi des effets « épistatiques » (Bateson, 1909), c’est-à-dire qu’ils arriveraient à masquer complètement les effets d’autres gênes, que pour cette raison on nommerait « hyposta- tiques». Dans Çheirantas Cheiri par exemple, la présence d’un pig¬ ment caroténoïde jaune, dissimulerait celle d’une flavone. Mais il est difficile de préciser ces effets dans chaque cas. L’épistasie serait due Source : MNHN, Paris les couleurs dus fleurs kt des fruits. tôft à l’action simultanée de gènes dont l’un ne se manifesterait pas en présence de l’autre. Elle proviendrait également de certaines interfé¬ rences dans les chaînes de réactions. La méthylation, qui dépend de l’oxydation antérieure en certaines positions, est gouvernée par des gênes dont l’action est plus ou moins complète. Ainsi, dans 'Streptocarpus, la méthylation est complète avec les dérivés de la delphinidine, mais incomplète avec ceux de la cvani- dine. Dans ce cas où la méthylation est incomplète, on a des mélanges d’anthocyanosides. Dans Lathyrus odoratus, il existe de la malvine avec un peu de pétunidine. Les anthocyanosides non méthylés des séries de la dephinidine apparaissent en petites quantités, alors que l’on trouve 50 p. 100 d’anthocyanosides non méthylés dans la série cyanidine. Nous avons vu que le type glucosidique était en corrélation avec la méthylation. Dans les séries cyanidine, la méthylation est plus complète chez les 5-5 dimonosides que chez les 3-pentose- glucosides. La méthylation peut aussi dépendre de la présence d’un co-pigment ; en l’absence de celui-ci, elle est incomplète. La co-pigmentation dépend elle-mcme de certains gènes. Une flavone, ne formant pas normalement de complexe d’addition avec l’anthocyanoside coexistant dans la même plante, peut être rendue active et se combiner avec ce dernier par l’intervention d’un gêne spécifique. Dans Lathyras odoratus, on observe des différences dans la quantité relative de co-pigment flavonique et d’anthocvanoside chez les fleurs diversement colorées. Les anthocyanosides peuvent même être remplacés complètement par des flavones (lutéoline, dans les fleurs jaunes, flavone non précisée dans les fleurs blanches). Bien que Robinson ait montre que le pH du suc cellulaire n’a pas une action aussi générale qu’on l’avait cru sur la couleur des fleurs, il intervient cependant dans certaines limites. Or, ces différences d’aci¬ dité qui vont d’une demi à une unité de pH, et qui se limitent stricte¬ ment aux cellules des pétales, sont gouvernées également par des gênes. L’exemple de Primula sinensis est assez caractéristique. On a trouvé qu’un gêne P augmentait considérablement l’acidité du suc cellulaire. En son absence, celle-ci étant diminuée, la coloration de la fleur est modifiée. Trois autres gênes coexistent dans la plante. L’un conditionne la présence du 3-galactoside de la syringidine, l’autre, récessif, celle de la pélargonidine, et le troisième celle d’une flavone. On a observé, par interaction de ces quatre gênes, onze couleurs dif¬ férentes pour cette même fleur. Toutes ces observations et ces hypothèses s’accordent parfaite¬ ment avec l’étude de Streptocarpus faite par Lawrence, Scott-Mon- crieff et Sturgess (1939) ; il nous paraît utile d’en donner un aperçu un peu plus détaillé. Il existe deux groupes distincts de Streptocarpus, l’un acaule, l’autre pétiolé, comprenant chacun cinquante à soixante espèces. Ces groupes diffèrent par leur distribution géographique, leur morpho- Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ KT H. SAUVAIS’. 156 logie et aussi le nombre de chromosomes, l’un en possédant trente- deux, l’autre trente. La plupart des espèces sont colorées de différentes nuances de bleu, à l’exception de S. Dunnii, rouge brique, contenant le 3-pentose- glucoside de la cyanidine et un 3 bioside de la cyanidine. Le S. lutea est blanc ivoire. Dans la majorité des espèces, oh trouve de la syrin- gidine ainsi qu’un peu de cyanine. Cependant, chez S. polyanthus et S. gracilis, il existe un mélange de 3-5 dimonosides de la syringidine, de la pétunidine et de la delphinidine. La culture des hybrides, poursuivie pendant plus d’un siècle, a permis d’étudier à fond les individus obtenus. Ces hybrides peuvent être de sept teintes différentes : bleu (3-5 dimonoside de la syringi¬ dine), mauve (3-pentoseglucoside + 3-5 dimonoside de la syringidine), magenta (pæonidine + 3-5 dimonoside de la cyanidine), rose (pæoni- dine + 3-pentoseglucoside de la cyanidine 4- 3-5 dimonoside), rose pâle (c-5 dimonoside de la pélargonidine), saumon (3-pentoseglucoside + 3-5 dimonoside de la pélargonidine), ivoire (sans anthocyanosides). La couleur dépend en grande partie du changement dans l’état d’oxy¬ dation de la molécule et de variations dans le nombre des groupes glu¬ cidiques et leur point d’attache. Ces sept pigments sont déterminés par quatre paires de gênes : A.a, R.r, O.o et D.d, combinés de manières variées. A est indispen¬ sable à la production des anthocyanols, puisque S. lutea n’en possède pas, et son action est également quantitative. L’anthocyanol produit par A est dérivé de la pélargonidine, mais si R est présent, il y a substitution en position 3’ et l’on a des dérivés de la cyanidine. O pro¬ voque deux substitutions et donne des dérivés de la delphinidine, car il est épistatique par rapport à R. R et O sont indépendants et contrô¬ lent le degré d’oxydation. Pélargonidine, cyanidine et delphinidine constituent une série multiple allélomorphe. Le degré de méthylation est également sous la dépendance de gênes chez les homozygotes, car R produit un mélange de cyanidine et de pæonidine et O de la malvidine. D, produisant les 3-5 dimono¬ sides existant dans les fleurs bleues, magenta et rose pâle, est domi¬ nant, et en son absence deux autres paires de gènes donneraient des mélanges de pentoseglucosides et de 3-5 dimonosides. O, D et o, d déterminent les couleurs bleu, mauve, magenta et rose, O d et o D étant responsables des espèces mauve et magenta. Finalement, les combinaisons de ces gênes peuvent donner naissance aux sept diffé¬ rentes classes de couleurs. L’étude de Lathyrus odoratus, -faite par Beale et ses collabora¬ teurs (1940), est en accord avec les observations précédentes. Plusieurs facteurs caractéristiques : couleur, forme des pétales, sont pris en considération et l’on peut différencier tes espèces et les genres, non seulement par les variations de ces facteurs, mais par la nature chi¬ mique du génotype. Une différence chimique ne portant que sur un seul facteur exprime l’activité d’un gêne spécifique. Ainsi ces auteurs, ayant déterminé une série de facteurs, ont suivi entre autres la trans- Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 157 mission du facteur « salmon » (s m) et du facteur « bright » (b r). Dans le premier cas, sm est récessif par rapport au type sauvage pourpre et hypostatique au facteur « rouge » (e) et le type salmon ne se produit qu’en l’absence de e et sm à la fois ; sm n’est pas allélo- morphe pour e. On a les types : pourpre : ESm ou E sm ; salmon : e sm ; rouge : e Sm. Le facteur « bright » (br) rend la fleur plus foncée et plus rouge ; on n’observe son action que dans les fleurs pâles, par exemple mau¬ ves (co). Bright n’est pas complètement récessif vis-à-vis du type nor¬ mal, bien que les hétérozygotes ne se distinguent absolument pas des homozygotes. Au point de vue chimique, « bright » augmente la quantité d’an- thocyanoside et diminue celle du co-pigment, c’est-à-dire qu’il a une action opposée à celle du « mauve » qui contient moins d’anthocya- noside et plus de co-pigment, sauf dans le cas où le facteur « mar- roon » (m) est présent ; alors co n’a pas d’action sur le co-pigment. La fleur pourpre contient de la delphinidine ou ses dérivés, la fleur rouge de la cyanidine et la fleur « salmon » de la pélargonidine ou leurs dérivés. Le facteur « rouge » (e) se relie à la perte d’un seul hydroxyle en 3’, quand l’allélomorphe dominant du « salmon » est présent, et avec la perte de deux OH en 3’ et 5’ quand coexiste l’allé¬ lomorphe récessif du salmon. Il en est de même pour sm vis-à-vis de e. On note aussi des différences dans la concentration du pigment, les « salmon » étant les plus pâles et les pourpres les plus foncées. Enfin, il semble que, dans ce cas, les flavones et les anthocyano- sides ne soient pas supprimés par les mêmes facteurs, alors que dans Antirrhimim ma jus et Pharbitis Nil, les mêmes facteurs suppriment les deux substances. Beale et collaborateurs (1940) déterminent sept facteurs qui agissent sur les quantités de flavones et d’anthocyanosides. Ainsi, le facteur « mauve » réduit la quantité d’anthocyanoside et augmente celle des flavones, alors que les facteurs « dark wing » et « bright » ont l’action opposée ; « bright » et « marroon » suppriment complè¬ tement la flavone sans toucher à l’anthocyanoside. Il semble bien qu’on puisse constater ici une sorte de « balance » entre flavones et anthocyanosides, tous deux issus d’un précurseur commun. Le même phénomène jouerait en ce qui concerne les chalcones et Beadle (1945) rappelle le fait que les pigments de la couleur des yeux de la Droso- phile sont soumis à la même loi de compensation. L’étude de Lathyrus a prouvé que les facteurs modifiant par exemple l’état d’oxydation de l’anthocyanoside n’agissent pas toujours en même temps sur la flavone, ainsi qu’on pourrait le croire. Eelle-ci peut demeurer au même degré d’oxydation et il n’y a pas de corres¬ pondance régulière entre la flavone et l’anthocyamoside présents. La copigmentation ayant une action considérable sur les varia¬ tions de couleur, Beale et coll. (1940) admettent que les gênes qui la contrôlent doivent avoir une vitesse de mutation bien supérieure à celles des autres variations, à moins que les variations des teneurs Source : MNHN, Paris CH. SAN NI fi RT II. SAUVAIS'. relatives en llavones et anthocyanosides ne soient bien plus variées que tout autre facteur. Le fait que les leucoanthocyanosides de l’enveloppe des graines correspondent aux anthocyanosides de la fleur et suivent ses varia¬ tions d’une manière régulière, les uns et les autres ayant les mêmes réactions pour e et sm, confirme la relation établie par Robinson entre les deux classes de substances. Les caractères génétiques de Lathynis suivent donc bien les règles générales définies jusqu’à présent. 11 n’en est pas de même pour Ver- bena où les dérivés de la pclargonidine sont parfois dominants, parfois récessifs pour la delphinidine, où les monosides ont la même attitude incertaine vis-à-vis des dimonosides, où l’on trouve enfin des mélanges d’anthocyanosides dus à des facteurs incomplètement dominants ou qui amènent des modifications. Cependant, ces quelques études très poussées du Dahlia, du La- thyrus et du Verbena, ont fait progresser considérablement le problème de la pigmentation des fleurs qui s’éclaircit utilement en associant la chimie à la génétique. Les progrès réalisés dans d’autres domaines de la génétique s’ac¬ cordent avec les connaissances acquises par la culture et l’étude des fleurs colorées. Le travail de Beadle (1945) représente une intéressante mise au point de la génétique sur un plan général. En ce qui concerne la pigmentation des végétaux, cet auteur a précisé l’action des gênes qui interviennent dans la formation des anthocyanosides, en parti¬ culier du maïs. 11 en tire des conclusions siir la spécificité de ces gênes qui seront sans doute utilisables dans des recherches ultérieures. Le développement du pigment dans les différentes parties de la plante dépend d’une série de gênes non alléliques. Un de ceux-ci est la paire d’allèles A^a. Les allèles favorables des autres gênes étant présents, la plante sera colorée ou non selon qu’elle contient dans ses cellules un ou deux allèles A (AA ou Aa), ou seulement a. Les génotypes possédant A (AA et Aa) possèdent un dérivé de la cyanidine dans la tige, les feuilles et autres parties de la plante, alors que la forme homozygote récessive (aa) contient le dérivé de la quercétine corres¬ pondant. On sait que certains gênes sont considérés comme « stables » lorsqu’ils n’entraînent que des mutations rares, alors que des muta¬ tions fréquentes seraient soumises à des gênes « instables ». Dans le cas étudié, l’allèle a est généralement très stable, mais il peut subir des mutations fréquentes s’il est en présence d’un gêne dominant dif¬ férent ; a se transforme en A ou en d’autres gênes dominants. Ce con¬ trôle par le gêne d’une mutation spécifique indique tout d’abord que a ne représente pas la perte complète de A ; en somme, il est « amorphe » (inactif), n’ayant plus sa fonction hétérocatalytique (c’est- à-dire qui catalyse la formation d’autres substances), mais seulement son rôle d’autocatalyseur (formation d’éléments semblables à lui- même). De plus, il est probable que le gêne stable est impliqué dans Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 159 une des réactions de synthèse de l’anthocyanoside, bien que nous ne sachions pas encore de quelle manière agit ce gêne. On voit combien l’étude des gênes permet déjà actuellement de mieux expliquer ces variations de couleur dont nous ne pouvions jus¬ qu’ici qu’observer les causes apparentes. D’autre part, les pigments anthocyaniques apparaissent comme des substances infiniment précieuses du. point de vue de la génétique, par les facilités qu’elles présentent pour étudier les variations de cou¬ leur déterminées par les gênes. Dans le domaine des végétaux, ces pig¬ ments fournissent un champ d’expériences utilisables pour les recher¬ ches génétiques appliquées aux êtres supérieurs. Bateson (W.). — Mendel’s principles of heredity. Cambridge (1909). Beadle (G. W.). — Chem. Rev., 37, 15 (1945). Beale (G. H.), Robinson (G. M.) et Scott-Moncrieff (R.). — J. Genetics, 37, 375-88 (1939). Beale (G. H.), Price (J. R.) et Scott-Moncrieff (R.). — J. Genetics, 41, 65- 74 (1940). Gascoigne (M.), Ritchie (E.) et White (D. K.). ./. Proc. Roi/. Soc. N. S. Wales, 82 , 44-70 (1939). Gkissman (T. A.) et Mehlquist (G. A. L.). -- Genetics U.S.A., 32, 410-33 (1947). Goldschmidt (R.). — Physiological Genetics, 375 p., Mac-Graw Hill Book C ", édit. New-York (1938). Lawrence (W. J. C.) et Price (J. R.). — Biol. Rev., 15, 35-37 (1940). Lawrence ■ O bivalent. HO ' ' { ^OH /C-Oll ^OH Il faut bien constater avec Frey-Wysslino (1942) et Robinson que rien n’est solidement établi en ce qui concerne le rôle physiolo¬ gique des pigments anthocyaniques. Sans aller jusqu’à les considérer, selon Frey-Wyssling (1942), comme des produits de déchets ayant la forme de glucosides afin d’être solubilisés dans l’eau et ainsi éli- minables dans le suc cellulaire, on peut douter cependant qu’ils inter¬ viennent, comme le prétendent Stiles (1936) et Jonesco (1922), par leur nature de glucosides, soit dans la respiration, soit dans la nutri¬ tion de la plante. Au contraire, il semble qu’ils puissent jouer un rôle important dans l’attraction des insectes et des oiseaux. Dès 1793 Sprengel avait affirmé que c’était la vraie signification des couleurs des fleurs. D’après certains auteurs, les abeilles seraient particulièrement sensibles aux bleus et aux violets, les oiseaux aux rouges. Ces idées sont fort dis¬ cutées, mais il est possible qu’on arrive à déterminer une certaine correspondance entre la nature et la quantité de pigment d"une fleur et les insectes ou les oiseaux qui les préfèrent à d’autres. On expli¬ querait ainsi la grande variété des anthocyanosides et leur distribu¬ tion géographique. En ce qui concerne les flavones, le rôle physiologique principal qu’on leur attribue se rattache à leur intervention dans les mécanismes d’oxydo-réduction ayant lieu dans la plante. Si Zanoni <1934) avait déjà pressenti ce rôle des flavones, c’est Szent-Gyorgyi (1937-1938) qui a établi le mécanisme de leur action. Source : MNHN, Paris 164 CH. S ANN II-' ET H. SAl'VAIN. Dans les végétaux, les oxydations cellulaires, c’est-à-dire la com¬ bustion des atomes d’hydrogène arrachés aux métabolites par l’action des diastases déshydrogénantes, s’accomplit sous l’action d’un certain nombre de ferments intervenant chacun dans une chaîne de réactions spécifiques. Parmi ces chaînes de réactions, les deux plus importantes font intervenir - , d’une part des oxydases capables d’oxyder certains polyphénols, en l’espèce le catéchol ou orthodihydroxybenzène, d’autre part les oxydases qui oxydent l’acide ascorbique, les acide-ascorbique- oxydases. En même temps, line peroxydase intervient pour détruire l’excès d’eau oxygénée qui se forme au cours de l’auto-oxydation des catéchols par la polyphénoloxydase ou de l’acide ascorbique par l’acide-ascorbique-oxydase. Au cours de cette oxydation, une molécule de catéchol est trans¬ formée en un quinol, qui est ensuite réduit par l’hydrogène des méta¬ bolites. Mais l’eau oxygénée qui en résulte est immédiatement décom¬ posée par la peroxydase présente, l’oxygcne libéré étant utilisé pour oxyder une seconde molécule de catéchol. On explique ainsi le noir¬ cissement qui apparaît si souvent lorsque l’on coupe ou que l’on trau¬ matise de nombreux organes végétaux, en particulier beaucoup de fruits ; dans ce cas le mécanisme fermentaire est perturbé, le quinol formé à partir du catéchol n’est plus réduit et s’oxyde spontanément à l’air libre en pigments mélanoïdiques. De même, en présence d’acide ascorbique et de son oxydase, il existe toujours une peroxydase très active. Cette peroxydase pourrait oxyder une deuxième molécule d’acide ascorbique, mais cette réaction est relativement lente ; c’est sur un phénol qu’elle agit et ce phénol est précisément un dérivé flavonique. Ce dérivé est transformé en un quinol, qui à son tour oxyde une deuxième molécule d’acide ascor¬ bique en se retransformant en flavone. . Ainsi les flavones interviennent dans la chaîne des réactions d’oxydation comprenant l’acide ascorbique et son oxydase spécifique, servant d’intermédiaire entre le peroxyde formé et la fixation de l’oxy¬ gène de ce peroxyde sur une deuxième molécule d’acide ascorbique. Effectivement, Huszak, en 1937, a pu montrer que l’ériodictyol et le quercétol accéléraient l’oxydation de l’acide ascorbique dans la plante. Ce même auteur attribue les colorations rouges, violettes ou brunes de certaines parties des plantes à l’oxydation des pigments flavoniques. On peut résumer la chaîne des réactions proposées par Szent- Gyorgyi dans le schéma suivant : (ac. ascorbique-oxydase) 0 2 + ac. ascorbique ->■ ac. déhydro-ascorbique + H,0., (l*e molécule) (peroxydase) H 2 0 2 + flavone -> H,0 + Forme quinonique de la flavone | F. quinonique de la flavone + ac. ascorbique->• ac. déhydroascorbique (2* molécule) + flavone Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 165 Si l’on accepte les conceptions de Szent-Gyorgyi (1937-38), on voit que les flavones ont un rôle de premier plan dans le métabolisme de la plante, puisqu’une partie importante des oxydations végétales nécessite leur présence. Nous verrons dans un autre chapitre que ces conceptions jouent aussi un rôle essentiel pour expliquer l’acitivité vitaminique des flavones dans les organismes animaux. Ahmed (Z. F.) et Fahmy (1. H.). — J. Ain. Pharm. Assoc., 38, 479-83 (1949). Blank (F.). — Hotan. Rev.. 13, 241-317 (1947). Boulanger (P.). — Exposés annuels de Biochimie Médicale, 4° série, Masson, édit., Paris (1944). Comes (O.). Rend. Acc. Sc., Xapoli, 12, 267-82 (1879) ; Mem. Acc. Lincei, Roina, 7, 55-88 (1880) ; C. R. Acad. Sri., 91, 335 (1880) (in Wheldale- Onslow, p. 135). Ermolaeva (E. Y.) et Shcheulova (O. A.). Dokladtj Akad. \’auk S.S.S.R., 60, 901-3 (1948) ; (in Chem. Abstr.. 43, 2 79). Ewart (A. J.). — Ann. Rot., 11, 439-480 (1897) (in Wheldale-Onslow, p. 138). Frey-Wissling (A.). — Xatnrwissenschaften, 30, 500 (1942). Grober (J.). — Zeits. Xaturforsch., 77, 68-85 (1944). Hiroshi (K.). J. Dept. Agr. Kyushu lmp. Univ., 3, n“ 9 (1933). Huszak (I.). Z. Physiol. Chem., 247, 239-47 (1937). Jonesco (S.). — Ami. Sci. Nat., 4, 310-400 (1922). Keeble (F.W.). Ann. Bot., 9, 59-93 (1895) (in Wheldale-Onslow, p. 133). Kerner Von Marilaum (A.) et Oliver (F. W.). The natural history of plants, London (1894). Kny (L.). — Estratto dagli atti del Congresso Botanico Internaziole (1892). Kosaka (H.). — J. Dept. Agr. Kyushu lmp. Univ., 4, 95-126 (1933). Kuilman (I.. W.). — Proc. Acad. Sci. Amsterdam, 33, 876-8 (1930). Lawrence (W. J. C.), Price (J. R.), Robinson (G. M.) et Robinson (R.). — Trans. Roy. Soc., 230, 149-78 (1939). Molisch (H.). — Pflanzenbiologie in Japan auf Grund eigener Beobachtun- gen (1926). Noack (K.). — Z. Botan., 14, 1-74 (1922). Palladin (W.). — Ber. Deut. Botan. Ges., 26, 389-94 (1908) ; Biochem. Z., 18, 151-206 (1909). Reichel (L.) et Burkart (W.). — Xaturwissenschaften, 25 , 318 (1937). Seybold (A.). — Chem. Ztg., 66, 497-8 (1942). Shear (G. M.) et Horspali, (F. L.). — Proc. Am. Soc. Horl. Sci., 52, 57-60 (1948). Smith (A. M.). — Ann. R. Bot. Gard. Ceylan, 4, 229-98 (1909) (in Wheldale- Onslow, p. 142). Smith (J. H. C.). — J. Chem. Education, 26, 631-8 (1949). Sprengel (C. K.). — Das entdeckte Geheimnis der Natur im Bau und in der Befruchtung der Blumen (1793) (in Blank, p. 284). Stahl (E.). — Ann. Jard. Bot. Buitenzorg, 13, 137-216 (1896) (in Wheldale- Onslow, p. 136). Stiles (W.). — An introduction to the principles of plant physiology (1936). Szent-Gyorgyi (A.). — Biokhimiya, 2, 151-3 (1937) ; Bull. Soc. Chim. biol., 20, 846-58 (1938). Wiesner (J.). — Sitzber. Akad. Wiss. Wien, 103, 8-36 (1894) (in Wheldale- Onslow, p. 133). ... .. ...... Willstatter (R.) et Stoll (A.). — Untersuchungen uber die Assimilation der Kohlensaure (1918). Source : MNHN, Paris CH. S A N NI K JiT H. SACVAIN. 166 ACTIONS PHARMACOLOGIQUES DES ANTHOCYANNES ET DES FLAVONES. Flavones et vitamine P. C’est en 1936 que Szent-Gyorgyi et ses collaborateurs décrivirent pour la première fois l’action sur les symptômes vasculaires des extraits de certains fruits, en particulier du Paprika et du jus de Citron. Au cours du scorbut, les symptômes hémorragiques ne sont pas améliorés par l’acide ascorbique seul, alors que les extraits de ces fruits ramènent à la normale la résistance capillaire. Il se trouvait donc, dans certains fruits, à côté de l’acide ascorbique, une ou des substances agissant spécifiquement sur la perméabilité capillaire. Szent-Gyorgyi isola du jus de citron une substance bien cris¬ tallisée, de couleur jaune, qui avait certains caractères des dérivés flavoniques ; elle fut appelée citrine. Les premiers résultats obtenus au point de vue clinique avec la citrine se montrèrent remarquables, en particulier dans des cas de purpura vasculaire chez l’homme. Par injections intraveineuses, on obtenait la disparition des symptômes hémorragiques et le retour à la normale de la perméabilité capillaire. D’une manière générale, l’action thérapeutique était si nette que l’on pouvait considérer la citrine comme une véritable vitamine, que Szent-Gyorgyi appela vitamine P (vitamine de perméabilité). Avec Brückner, en 1936, Szent-Gyorgyi établit la nature chi¬ mique de la citrine. Il s’agissait d’un mélange de deux glucosides du groupe des substances flavoniques, et plus particulièrement de glu¬ cosides flavanoniques. L’un serait l’hespéridine, l’autre un glucoside de l’ériodictyol, ces deux corps étant deux formes différentes de la flavanone des oranges et des citrons. Nous avons vu que l’hespéridine est un flavanonoside ayant pour aglycone l’hespérétine liée à deux sucres : un rhamnose et un glu¬ cose ; c’est un rhamnosido-6-glucoside. L’ériodictyne est un rhanmo- side de l’ériodictyol qui diffère du précédent en ce qu’il ne possède pas de groupe méthyle en 4’. Le fait que dans les fruits qui ne sont pas encore mûrs, on trouve beaucoup d’hespéridine et peu d’ériodic- tyne, permet de supposer que pendant la maturation il se ferait une déméthylation de l’hespéridine en ériodictyne. Ces deux substances ont toutes les propriétés des flavanones, mais l’hespéridine est inso¬ luble dans l’eau et cristallise facilement alors que l’ériodictyne est soluble et ne cristallise pas. Szent-Gyorgyi (1938) a également montré que la citrine contenait aussi un autre glucoside, flavonolique et non flavononique, la quérci- Source : MNHN, Paris LES COL'LliL'HS DES FLEURS ET DES FRUITS. 167 trine, glucosidc de la quercétine, qui provoquerait une hypotension passagère après injection de citrine. La quercitrine donne par hydro¬ lyse une molécule de rhamnose et une molécule de quercétine (5,7,3’,4’ tétrahydroxyflavonol). Bentsath, Rusznyack et Szent-Gyorgyi en 1937 montrèrent, par des expériences sur le cobaye, que le scorbut expérimental est une avitaminose mixte C et P. L’hespéridine et l’ériodictyne seraient actifs sur l’avitaminose P, mais le quercitroside est inactif. C’est donc la structure tlavanonique qui conditionnerait l’activité vitaminique P. Mais Zilva (1937), ayant étudié ces mêmes substances sur le cobaye, obtint des résultats en contradiction avec ceux de Szent- Gyorgyi. La citrine, pas plus que l’hespéridine et l’ériodictyot n’agis¬ sent sur l’apparition des hémorragies. Les résultats obtenus par l’école hongroise s’expliqueraient, selon Zilva, par la présence d’acide ascor¬ bique dans les préparations employées. Effectivement, Bensath et Szent-GyorgyT (1937) admirent peu de temps après que de petites quantités d’acide ascorbique étaient indispensables pour que la citrine fut active. Nous avons vu plus haut (p. 164) le rôle attribué par Szent- Gyorgyi aux dérivés flavoniques dans les phénomènes d’oxydation de l’acide ascorbique. La découverte d’HusZACK en 1938 prouvant que le système peroxyde-peroxydase n’oxyde que lentement l’acide ascor¬ bique, alors que certains diphénols, et en particulier les flavonols, accélèrent notablement cette oxydation (quercétol, ériodictyol), inclina Szent-Gyorgyi à modifier son schéma de la manière suivante, en ce qui concerne les plantes à peroxydase : I. Ac. ascorbique + ac. ascorbique-oxydase — > ac. déhvdroascorbique + h 2 o 2 II. H 2 0 2 -(- peroxydase + flavone + ac. ascorbique — > ac. déhydro¬ ascorbique La flavone joue donc le rôle de co-ferment de ce système fer- mentaire. Dans l’organisme animal, les flavones auraient une fonction ana¬ logue et c’est pourquoi une trace d’acide ascorbique est nécessaire pour rendre la citrine active. De nombreux auteurs se sont ralliés à cette hypothèse, et Zacho (1939) en particulier a bien établi que le cobaye scorbutique dont la résistance capillaire est diminuée n’est pas amélioré par l’acide ascorbique seul, alors que les extraits pré¬ parés par Szent-Gyorgyi se montrent actifs dans ce cas. Rusznyack et Benko en 1941 ont confirmé ces résultats sur le rat qui, soumis au régime scorbutigène, ne montre que des symptômes d’avitaminose P, disparaissant par administration de citrine et de glucosides flavoniques. Lavollay avait, dès 1940, émis l’hypothèse suivante : le tonus des capillaires est contrôlé par l’adrénaline, qui s'oxyde très rapide¬ ment. L’action de certaines substances, plus particulièrement de l’extrait d’oranges, sur la résistance et la perméabilité capillaire, Source : MNHN, Paris CH. S ANNIE ET H. SAUVA IN. Ifi8 pourrait s’expliquer par le fait qu'elles inhibent fortement l’auto- oxydation de l’adrénaline ; une telle inhibition a pour conséquence de prolonger l’effet pharmacodynamique de l’adrénaline. L’activité sur la résistance capillaire et le pouvoir protecteur sur l’oxydation de l’adrénaline vont de pair. D’autre part, dans le système pcroxyde- peroxydase indiqué par Szent-Gyorgyi, l’adrénaline pourrait rempla¬ cer la deuxième molécule d’acide ascorbique et l’on aurait, dans le règne animal, le schéma suivant : « peroxyde-peroxydase-flavene-adrénaline > adrénochrome ». Des essais furent alors entrepris par Lavollay et Neumann avec des dérivés flavoniques variés. L’oxydation dans le système : eau oxygénée - peroxydase - flavone - adrénaline serait accrue par ces substances dans l’ordre suivant : morine, quer- cétine, lutéoline, rhamnétine, quercitroside, rutoside ; l’hespéridine et le naringoside sont sans effet. Lavollay (1942) a d’ailleurs mis au point un appareil permettant de mesurer l’effet inhibiteur de l’adréna¬ line sur l’intestin isolé de cobaye dans une solution de Tyrode ; cet effet est abrégé par autooxydation de l’adrénaline. Quand on ajoute au bain de Tyrode certains dérivés hydroxylés flavoniques, la durée de l’action de l’adrénaline est considérablement augmentée. L’ordre d’acti¬ vité indiqué pour les dérivés flavoniques marche de pair avec leur effet physiologique. Clark et Geissman (1949) ont étudié sur l’intestin isolé du lapin l’augmentation des effets de l’adrénaline par différents composés fla¬ voniques. La structure moléculaire, essentielle à l’activité est la 3, 3’, 4’-trihydroxyflavone. Un noyau o.dihydroxybenzène n’est pas absolu¬ ment nécessaire. Ont à peu près la même action que la rutine : la 3’-4’ dihydroxyflavone, le d.catéchol, le l.épicatéchôl, la 3-hydroxy 3’-4’ diméthoxyflavone, la citrine. Lecoq, Chauchard et Mazoué, ayant constaté sur le cobaye privé d’acide ascorbique que les symptômes neuro-musculaires sont retar¬ dés par administration de vitamines P, admettent que celle-ci protège aussi l’acide ascorbique de l’oxydation. Les expériences de Von Euler et Malmberg (1937) sur le taux d’érythrocytes du sang de cobaye, ont montré que l’activité des vita¬ mines C et P ne s’exercait que sur le cobaye scorbutique et non sur l’animal sain. L’association des deux vitamines avait un effet prolongé que ne montrait pas chacune d’elles isolément. Schmidt et Saubermann (1942) observent également une action favorable de la citrine sur la pression oculaire du lapin avec un hydro- phtalmus congénital et non sur celle du lapin normal, mais l’associa¬ tion d’acide ascorbique à la citrine n’accroît pas cette action. Il est certain qu’on se heurte dans l’expérimentation sur l’animal à de multiples difficultés, et qu’il est difficile d’évaluer exactement les résultats obtenus avec telle ou telle substance. Etudiant in vivo avec Parrot l’action des dérivés flavoniques sur Source : MNHN, Paris l.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 109 la membrane nictitanle du chat, Lavollay constata que les dérivés de la phénylbenzo-Y-pvrone 11 e modifiaient pas sensiblement la contrac¬ tion provoquée par l’adrénaline, alors qu’une autre substance, le caté- chol : 3,5,7,3’,4’,pentahydroxyphényl-benzo-Y-pyrane, provoque une amplification importante de la contraction de la membrane nictitante. De plus, chez le cobaye, une seule injection intrapéritonéale de 2 mg de catéchol augmente considérablement la résistance capillaire et pro¬ longe les effets physiologiques de l’adrénaline. On sait que les catéchols s’apparentent aux flavones. Certains au¬ teurs ont même émis l’hypothèse qu’au cours du développement de la plante, il pourrait se faire un passage de la flavone à l’anthocyanol, puis au catéchol. A la mort de la plante, le catéchol constituerait en grande partie le produit terminal (voir p. 118). Les catéchols possèdent dans leur formule deux carbones asymé¬ triques ; on en connaît quatre isomères, qui sont les d- et 1-catéchols et d- et 1-épicatéchols. C’est le mélange de ces isomères qui serait actif pour Parrot, Lavollay, Sevestre et Galmiche, et d’autant plus que la teneur en épicatéchol est plus grande. Par des cristallisations successi¬ ves, ils ont isolé un produit cependant encore impur qui, injecté dans un cas de purpura chronique, a augmenté la résistance capillaire et amélioré l’état général. Gero, en 1947, compara l’action des catéchols et de la citrine sur l’oxydation de l’acide ascorbique. H utilise la méthode de dosage de cet acide par réduction photochimique du bleu de méthylène. En pré¬ sence d’un mélange d’épimères du d-catéchol pris comme type de vita¬ mine P, la quantité de bleu de méthylène décoloré est moindre pour une même quantité d’acide ascorbique si ..l’on accroît la concentration des catéchols. Il y aurait donc action inhibitrice. Or les catéchols, seuls, ne décolorent pas le bleu de méthylène. Avec la citrine, l’oxy¬ dation de l’acide ascorbique fut également diminuée et même davan¬ tage qu’avec le catéchol. On peut se demander si l’activité biologique est liée à cette propriété, comme le pensent ParroT et ses collabora¬ teurs qui croient les préparations de catéchol plus actives sur la résis¬ tance capillaire que la citrine. On doit évidement tenir compte de la difficulté de se procurer des préparations d’égale valeur, l’activité dé¬ pendant de la teneur en épicatéchol qui n’a pu être obtenu à l’état de pureté. D’autre part, en 1943, Hiüby, ayant constaté lui aussi que l’hespéri- dine et l’ériodictyol purs obtenus à partir de la citrine n’étaient pas actifs sur la résistance capillaire, pensa que l’insolubilité dans l’eau de l’hespéridine était en cause. Il rechercha des combinaisons solubles à partir du citron, ayant 'les effets de la vitamine P. Il trouva un pig¬ ment jaune hydrosoluble actif, et établit qu’il était identique à la for¬ me chalcone de l’hespéridine synthétique. Déjà Wawra et Webb avaient trouvé en 1942 un complexe protéique de la forme chalcone de l’hes¬ péridine dans l’extrait aqueux de peaux de citron, actif sur la résisr tance capillaire. - _ Scarborough, ayant isolé en 1945 le même pigment jaune, con- Source : MNHN, Paris 17G CH. SANNIÉ ET K. SAUVAIS'. sidéra l’hespéridine comme une provitumine dont le composé actif, après absorption par l’organisme, serait précisément cette forme chal- cone. D’autres substances seraient également efficaces, tels certains extraits solubles dans l’eau dont la nature n’est pas exactement connue et que Poli.ard considère comme des glucosides de type flavonique. En fait, le nom de vitamine P serait une désignation collective compre¬ nant un certain nombre de substances plus ou moins bien définies. En 1942, Wawra et Webh, au cours de leur étude du complexe protéine-hespéridine-chalcone, démontrèrent qu’il doit exister un équi¬ libre entre l’hespéridine sous forme de glucoside flavanonique et son isomère ouvert : la chalcone-hespéridine (3’, 2’, 4’, (P tétrahydroxy-4- méthoxychalcone), équilibre penchant vers cette dernière en milieu alcalin et vers la forme flavanone en milieu acide. La chalcone peut former des complexes avec d’autres protéines et il est probable qu’à l’intérieur des tissus, ces complexes expliquent sa solubilisation. Ces mêmes complexes pourraient aussi servir de transporteurs d’hydrogène dans les tissus animaux. Et, comme nous l’avons déjà dit, Wawra et Webb ont observé expérimentalement qu’en effet la forme chalcone de l’hespéridine diminue la fragilité capillaire et empêche les hémorragies locales. Hughes et Parkes à la même époque (1946) différenciaient les formes chalcones les plus actives de celles qui le sont moins. L’hydro¬ génation de la double liaison en 2 et 3 supprime l’activité. Les for¬ mules données ci-dessous indiquent, dans le schéma A, les substitu¬ tions les plus efficaces : R ,=OH.... R s =OH.... R 3 =H actif » OH.... » OCII 3 .. » OH actif » OCH 3 .. » OH.... » OH peu actif » H. » OH.... » H actif Ces mêmes auteurs ont préparé toute une série de dérivés hydro¬ solubles des chalcones (glucosides d’esters phosphoriques, etc.) qui sont tous extrêmement actifs. D’autre part, Lavollat a trouvé que la phlorétine (hydrochalcone) et son glucoside, la phlorizine, agissent également. Et, fait plus curieux, une coumarine comme l’esculétine aurait un effet remarquable, ainsi . 100 des malades, non pas sur la tension, mais seulement sur les ca¬ pillaires. Même après arrêt du traitement, les capillaires demeurèrent normaux, (’.e rétablissement de l’état normal des capillaires pourrait permettre d’arrêter et de guérir des hémorragies de la rétine, du cer¬ veau, et des hémorragies post-opératoires, chez les sujets hypertendus, bien qu’elle n’ait effet ni sur la tension, ni sur les hémorragies dues au manque de vitamine C. La rutine pourrait servir aussi à neutraliser l’action de substan¬ ces telles que les thiocyanates, les salicvlates et les arsenicaux qui accroissent la fragilité capillaire. Wilson, Mortarotti et Fi.ovd de Eus ont estimé le pouvoir antioxydant de la rutine sur l’adrénaline en mesurant l’inhibition de la contraction adrénalique sur une portion isolée du colon de cobaye. Ce test a donné de bons résultats quantitatifs. Ils ont étudié aussi l’effet de la rutine sur le cobaye ayant reçu des injections d’histamine. L’activité ne se manifeste que si l’injection de rutine a été faite de 10 à 30 minutes avant celle d’histamine ; elle est négative sur les orga¬ nes isolés. Cette protection de l’animal contre le choc histaminique s’explique par le retard que la rutine détermine dans la destruction in vivo de l’adrénaline, celle-ci ayant une teneur élevée dans le sang. Beiler et Martin (1947) ayant observé que l’hyaluronidase ac¬ croissait la fragilité capillaire, ont essayé de démontrer l’action inhi¬ bitrice vis-à-vis de l’h 3 'aluronidase de toute une série de substances. Ils trouvèrent que l’acide ascorbique et le dicoumarol inhibaient la diastase alors que, de tous les autres composés : hespéridine, sa mé- thylchalcone, esculine, esculétine, son dérivé méthylé et la rutine, seule cette dernière était active à une concentration élevée. Cependant ces composés, combinés à l’acide ascorbique, devenaient inhibiteurs, en particulier la méthylchalcone de l’hespéridine. Treize flavonoïdes furent étudiés récemment (Rodney, Swanson, Wheeler, Smith et Worrel, 1950) in vitro et in vivo pour leur action sur l’hyaluronidase bovine. In vitro, les aglycones furent plus actifs que les glucosides et les groupes OH en 3’ et 4’ étaient indispensables à l’activité. In vivo, celle-ci serait accrue par l’oxydation des dérivés flavoniques par la peroxydase et par l’élévation du pH. L’action inhi¬ bitrice sur l’hyaluronidase streptococcique, là ft.gtycuronidase, le lyzo- zvme et l’oxydation de l’adrénaline par la tvrosinase obéirait aux Source : MNHN, Paris 172 CH. S AN NI 6 ET H. SAITVAIN. mêmes exigences structurelles que dans le cas précédent. Ces résultats furent obtenus avec la rutine, la quercitrine, la quercétine, la dihydro- quercétine, le d.catéchol, l’ériodictyol, l’homoériodictyol, la rhamnéti- ne, la naringénine, l’hespéridine, la inéthylchalcone de l’hespéridine. D’une manière générale et connue l’avait déjà vu Szent-Gyorgyi, l’association des vitamines P et C est nécessaire. La vitamine C agit à elle seule déjà sur les hémorragies scorbutiques, mais son effet serait «ccru par les substances constituant la vitamine P. Il est certain qu’avec la multiplicité des substances auxquelles on accorde un pouvoir vitaminique P, il faudrait, pour établir avec certi¬ tude la valeur de ces composés, les obtenir dans un état de pureté qui permette d’en connaître la composition exacte, ce qui n’est pas tou¬ jours le cas. D’autre part, il faudrait pouvoir normaliser les tests utilisés, et surtout posséder un test biologique quantitatif permettant à coup sûr de mesurer l’activité relative de ces substances. Or les méhodes em¬ ployées sont multiples et discutables. Bacharach, Coates et Middleton (1942), établirent un rapport entre la dose de vitamine P utilisée et la réduction minima de pression provoquant un certain degré d’hémorra¬ gie. Majovsky et ses collaborateurs (1944) déterminèrent le degré d’hémorragie pulmonaire produite chez la Souris par une brusque chute de pression de 700 mm pendant une minute ; Kibrick et Gold- farb (1944) n’accordent aucun crédit à cette méthode. Hughes et Parkes (1946) employaient la méthode de Bourne modifiée. A des cobayes en avitaminose C, Bourne (1943) administrait 0,5 mg d’acide ascorbique par jour jusqu’à ce que la résistance capillaire tombe à un minimum. Puis il leur donnait la substance à étudier et notait les changements qui survenaient dans la résistance capillaire. Hughes et Parkes provoquaient un hématome et relevaient la proportion des animaux chez lesquels la résistance des capillaires s’élève à ce mo¬ ment. Il faut observer en outre que les tests employés par les différents auteurs sont difficilement comparables, suivant qu’ils cherchent à dé¬ terminer la résistance des capillaires ou leur perméabilité. Pour mesurer l’activité de la rutine, GoThlin (1947) a proposé d’observer et de compter le nombre de pétéchies (hémorragies cuta¬ nées) qui apparaissent sur le bras d’un individu, d’abord à l’état nor¬ mal, puis à la suite de surpressions de valeur déterminée. On calcule ainsi « l’index pétéchial », test de résistance capillaire. Cette méthode, diversement modifiée, a été utilisée par plusieurs auteurs : Hecht, Bacharach (1942), etc., qui apprécient sa grande sen¬ sibilité. Paris et Vairel (1949) pour la même raison la préfèrent aux méthodes qui mesurent la perméabilité. L’animal de choix est le Lapin, à qui il n’est pas nécessaire d’administrer de la vitamine C en même temps que les substances étudiées, comme il faut le faire avec le Co¬ baye. On mesure le temps d’apparition des premières pétéchies au niveau de la région lombaire. Les résultats obtenus en utilisant divers dérivés flavoniques montrent que les glucosides sont, d’une manière Source : MNHN, Paris l.liS COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. générale, plus actifs que les aglycones, sans doute parce que plus solubles. La naringine et l’hespéridine ont peu d’action. La rutine est la plus active, les catéchols également. Muschaweck (1950), par cette méthode, a étudié l’action de la rutine intra-musculaire sur la résistance capillaire. Celle-ci augmente beaucoup en deux heures et persiste parfois vingt-quatre heures. Les diméthyl et triméthylesters de la rutine agissent de même, mais sans effet prolongé. La mesure de la perméabilité peut être basée, selon Ambkose et De Eds (1949), sur la diffusion du bleu Trypan chez le Lapin. On me¬ sure le temps de disparition du colorant injecté par voie intraveineuse dans les régions préalablement irritées par le chloroforme. On a ainsi étudié en particulier l’action de la quercitrine et de la méthylhespéri- dine chalcone, qui est la même que celle de la rutine, alors que le phtalate d’hespéridine est inactif. Paris et Vairel (1949) ont légèrement modifié cette méthode pour évaluer l’action de la quercitrine et du scoparoside et la comparer à celle de la rutine. Dans ces conditions, la rutine, beaucoup plus effi¬ cace, allonge le temps de diffusion du bleu Trypan d’environ 50 p. 100. Cependant, les catéchols qui augmentent, comme nous l’avons vu, la résistance des capillaires, ne modifient qu’à peine la perméabilité. Bohk, Mc Ivor et Rinehart (1949) ont remplacé le bleu Trypan par le bleu Evans en injection intra-veineuse, associé aux flavones expéri¬ mentées. La mcthylhespéridine chalcone retarde la coloration de la peau, mais dans des proportions bien inférieures à celles de la rutine (40 p. 100) et la chalcone de l’hespéridine est presque inactive (3 p. 100). Haley, Clark et Geissman (1947) ont étudié le pouvoir vitamini¬ que P de divers composés sur les capillaires d’une préparation de mésentère de rats auxquels ont été faites des applications locales. La réaction vaso-motrice est observable au microscope ; seuls les caté¬ chols montrèrent un important pouvoir vasoconstricteur. Mais à toutes ces méthodes peut s’appliquer la critique de Munro et coll. (1947). Il est toujours difficile de réaliser une absence com¬ plète de vitamines C ou P chez le sujet en expérience, et la valeur de la résistance capillaire n’est pas spécifique de cette déficience. L’action physiologique de ce qu’on appelle la vitamine P peut se résumer par une augmentation de la perméabilité de la paroi des vais¬ seaux capillaires, se manifestant par des hémorragies cutanées (pété¬ chies), sous-cutanées, des muqueuses, et par tous les symptômes for¬ mant le tableau initial des signes hémorragiques du scorbut. L’action sur le temps de saignement est discutable, les expériences donnant des résultats contradictoires. Cependant, l’hespéridine asso¬ ciée à l’acide ascorbique et à des doses massives de vitamine D n’a pas d’effet sur des poulets privés de vitamine K (Correll et Wise, 1942). Ungar (1944) prétend que la vitamine P administrée au Cobaye réduit le temps de saignement sans avoir aucun effet vaso-constricteur. Source : MNHN, Paris 174 CH. SANNIÉ ET H. SA U VAIN. Les modifications de la formule sanguine n’ont aussi été observées que par certains auteurs. Une injection intraveineuse ou l’absorption per os de la vitamine P déterminerait une augmentation du taux tle calcium sanguin qui serait liée à l’action hémostatique. La rutine, administrée par voie orale au Hat adulte, abaisserait le temps de coagulation (Pu ngian, Min ch et Wolffk, 1948). Le temps de saignement est certainement diminué par les déri¬ vés flavoniques {Paris et Vairel, 1949), mais le temps de coagulation l’est aussi ; l’adjonction de sels biliaires et de rutinatc de calcium renforcent cet effet. L’efficacité des composés vitaminiques P dans leur action anta¬ goniste du pouvoir anticoagulant du dicoumarol a été étudiée par Martin et Swayne (1949) sur le Rat. La rutine et le d.catéchol s’oppo¬ sent à l’action du dicoumarol. L’acide ascorbique agit en association avec le d.catéchol. L’hespéridine est sans effet. Elimination. — Il semble que la citrine soit complètement éli¬ minée de l’organisme ; au bout d’une heure, on en retrouve 60 p. 100 dans l’urine du lapin après injections intraveineuses de 100 mg par kg de poids. Dans l’urine normale, on n’a pas établi nettement lu présence de dérivés flavoniques. De même, des injections intraveineuses de 60 mg de citrine n’ont laissé apparaître qu’une trace de citrine dans le lait de vache et le lait de femme, alors qu’on en trouvait des quantités importantes dans l’urine. Sources. — La vitamine P est extraite principalement des oran¬ ges et des citrons, des pamplemousses et du paprika. Le raisin serait le fruit le plus riche en vitamine P active, mais le pouvoir vitaminique diminuerait dans les fruits stockés (Scarborough, 1945). La teneur en vitamine P de sept différentes variétés de Citrus a été indiquée par Lo et Chen (1944). D’autre part, pendant la germination de quatre variétés d’haricot Mung ( Phaseolus ) ainsi que d’une variété de lentil¬ les, on constata une augmentation de la teneur en vitamine P, le temps optimum de germination différant selon la variété (Lo et Chen, 1944). Une fraction obtenue à partir du jus de cassis présente un pou¬ voir vitaminique P, mais le flavonol que l’on en a séparé sous forme cristallisée est inactif (Pollard, 1945). La rutine a été isolée à partir des feuilles de Ruta graueolens, d’Heracleum Spondylium, de Solarium tuberosum, de Sambucus nigra, ■du Tabac, de la Tomate et surtout des feuilles de Sarrasin qui ont un rendement en rutine de 3 à 5 p. 100. C’est à l’époque où le Sarrasin porte trois à cinq inflorescences que la teneur est maxima, puis elle diminue. L’intérêt du Sarrasin réside dans le fait que l’on peut faire plusieurs récoltes dans Tannée, car on peut extraire les feuilles cinq semaines après avoir semé les graines. Les feuilles fraîches, aussi Source : MNHN, Paris I.KS COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. bien que les sèches, sont utilisables. La méthode d’extraction a été mise au point et la fabrication de la rutine se fait maintenant en Amé¬ rique sur le plan industriel. On voit, par cette brève revue, qu’il reste encore beaucoup à faire pour déterminer l’élément spécifiquement actif dans les syndromes du types vasculaire. On peut penser que les recherches ultérieures per¬ mettront, soit d’isoler La véritable vitamine P si elle existe, soit d’obte¬ nir des substances à fort pouvoir vitaminique, avec tous les emplois thérapeutiques qui en découleront, soit enfin de préciser les conditions nécessaires pour réaliser cette avitaminose. Nous ne pouvons que ren¬ voyer le lecteur à la revue récente de Lavollay et Neumann (1949) où il trouvera l’état actuel de ce problème. Actions diverses. L’intérêt suscité par la vitamine P a vivement attiré l’attention sur les dérivés flavoniques et l’on a pensé que ces substances pou¬ vaient avoir diverses activités physiologiques, autres que celles qu’elles exercent sur la perméabilité capillaire. Les expériences réalisées par de nombreux auteurs ont permis de mettre en évidence certaines de leurs propriétés, présentant un intérêt du point de vue thérapeutique ou biologique. On a pu ainsi constater que les unes agissent sur le cœur, d’autres sur la pression, d’autres sur la diurèse, etc... Action sur la pression artérielle. Elle est loin d’être générale ; ainsi l’hespéridine et l’ériodictyne sont inactifs. Mais on nota une forte baisse de la pression sanguine chez le Chat et le Chien à la suite d’injections intraveineuses de quer- citrine, de citrine, de naringénine et de rhamnétine. Armentano (1938) attribua cet effet à une vaso-dilatation. Sokoray et Czimmer (1938) ont eux aussi constaté une telle chute de tension dans la rate et le rein du Chien après injection de quercitrine, provoquée par une dila¬ tation des vaisseaux mésentériques isolés. Par contre, avec le glucoside de Forsythia (quercitrine), Czimmer (1936) n’observe aucun effet sur la pression sanguine chez le chat. Raunert a constaté chez l’homme, après injection intraveineuse de 55 mg de citrine, une baisse légère de la pression artérielle (10 à 15 mm), très fugace. Action cardiaque. Les dérivés flavoniques ont une action réelle sur le cœur. Dès 1932, Fukuda avait signalé que la morine, la quercitrine, la rutine et la myricétine étaient des stimulants cardiaques, des vaso-constricteurs et des hypertenseurs. L’action est particulièrement nette sur le cœur Source : MNHN, Paris CH. SANNIÉ ET H. SA U VAIN. 176 de grenouille fatigué ou intoxiqué (Jeney et Czimmer, 1936). La quer- . citrine et la quercétine sont des stimulants cardiaques ; les battements d’un cœur affaibli sont renforcés et régularisés. Le cœur arrêté par le chloroforme, Puréthane ou la quinine, se remet à battre. La querci- trine et la quercétine neutralisent ces actions toxiques et restaurent l’amplitude et la fréquence normale des contractions. Sur un cœur paralysé par l’acide lactique, ces substances agissent rapidement et l’action est proportionnelle à la dose administrée. La qucrcitrine et d’autres flavonols joueraient le rôle de coenzymes de la vitamine B t vis-à-vis du système de la déhydrogénase de l’acide lactique présent dans le muscle cardiaque. Le complexe de la vitamine B! et de son coenzyme auraient une certaine importance dans le métabolisme nor¬ mal du cœur. Le glucoside de Forsythia, apparemment identique à la querci- trine, agit de la même façon (Czimmer, 1936). Il augmente fortement l’activité du cœur fatigué ou hypodynamique de la grenouille et, en solution concentrée seulement, il diminue la vitesse des battements du cœur normal. Sa toxicité est faible et il ne s’accumule pas. La quercitrine et la quercétine auraient une action stimulante sur les cœurs isolés de cobaves, de lapins et de chats (Sokoray et Czimmer, 1938). Enfin la rhamnétine exercerait un effet favorable, analogue à celui de la quercétine, sur le cœur de grenouille fatigué ou intoxiqué par les narcotiques ou l’acide lactique. (Jeney et Czimmer, 1938). Il est intéressant de remarquer que certaines substances flavoniques ont une action différente sur le cœur. Ainsi l’hespérétol, bien qu’insoluble dans l’eau, serait toxique pour le cœur. La variété des propriétés pharmacologiques s’expliquerait par le fait que dans le noyau phénol de l’hespérétol par exemple, un groupe oxyméthyle se trouve en position 4’, tandis que dans le noyau de la quercétine et de la rhamnétine, les groupes OH sont libres et utilisa¬ bles pour des oxydations biologiques (Jeney et Czimmer, 1938). L’hypéricine, galactoside de la quercétine, extrait d’Hypericum perforatum (Millepertuis), est également toxique pour les rats. Il y a là d’ailleurs un phénomène curieux ; lorsqu’on fait l’extraction par les solvants organiques et qu’on opère à l’obscurité ou en lumière arti¬ ficielle, on obtient un pigment fluorescent qui serait l’hypéricine, et un pigment non fluorescent qui le devient à la lumière du jour. Lors¬ qu’on fait l’extraction à la lumière du jour, on a un pigment de fluo¬ rescence rouge, dont l’activité pharmacologique est différente ; il est plus toxique pour les rats que le pigment non fluorescent, aussi bien avant qu’après sa transformation par la lumière. On ne s’explique pas encore très bien la différence de nature des deux pigments, qui sont cependant tous deux toxiques (Bétty et Trikojusi, 1943). De même le gossypol serait lui aussi toxique pour l’animal. Chez le chien, les signes d’empoisonnement commencent à apparaître avec des doses journalières de 5 mg par kg de substance cristallisée, et en solution huileuse, avec 3 mg par kg et par jour, on observe en 20 à Source : MNHN, Paris I.IÏS COULEURS DBS FLEURS ET DES FRUITS. 177 50 jours un certain degré d'inflammation et de dégénérescence organi¬ que. Avec des doses de 150 à 200 mg, il se produit en 6 à 32 heures une réaction localisée, suivie d’une ulcération et d’une nécrose des tissus, avec troubles fonctionnels du cœur. Eaiîle (1950) donne à des chiens, par tubage gastrique, des doses île gossypol de 15 à 200 mg par kg pendant cinq à douze jours. L’ani¬ mal perd du poids, la diarrhée et l’anorexie apparaissent et il meurt. Avec des doses de 1 à 5 mg par kg, les mêmes troubles s’installent, mais l’issue n’est pas fatale. Le gossypol serait donc essentiellement un poison de la cellule, des vaisseaux et des nerfs (Mozc.ov, 1940), Action diurétique. L’action diurétique des flavones est bien connue et signalée depuis longtemps. Tous les fiavonols et leurs glucosides, y compris la morine, la quercitrine, la rutine, |a myricétine, modifient la fonction sécrétoire du rein. Il se produirait une diminution passagère du volume du rein, suivie d’une vaso-dilatation plus durable accompagnée d’une augmen¬ tation de la diurèse. Dans Digitnlis purpurea, Nakamira, Ota et Fuku- (’.hi (1930) ont trouvé un 7-glucoside de la lutéoline qui, en solution aqueuse, a une forte action diurétique ; de Houttuynia cordata Thumb ils obtinrent une substance qui serait identique à la quercitrine : 3- rhamnoside de la quercétine, ayant en solution aqueuse à 1:100.000 une forte action diurétique. Clerc et Paris (1940) constatent le même effet thérapeutique, par injections intraveineuses à des chiens, de la digitoflavone de Digitalis purpurea, par ailleurs inactive sur le cœur, des pigments flavoniques de Digitalis lutea et de la luteolinc de Réséda luteola. La digitofla¬ vone, à la dose de 0,1 mg par kg, double ou triple l’excrétion urinaire en produisant une vasodilatation rénale, le scoparoside de Sarotham- nus scoparius Koch produit aussi une diurèse marquée chez le chien. L’excrétion des flavones dans l’urine pourrait présenter un inté¬ rêt thérapeutique dans certains cas ; elle semble être modifiée par certains états pathologiques. D’après Armentano et ses collaborateurs (1938), chez un individu normal, des doses journalières de citrine (50 à 100 mg) données par voie intraveineuse amènent la saturation en deux à six jours. Dans les cas de polyarthrites,» les flavones seraient retenues une semaine ou plus, dans celui de purpura thrombopénique, la saturation se fait comme dans les cas normaux, alors que dans les purpuras vasculaires on ne peut atteindre la saturation. D’excrétion normale journalière de citrine est de 11 à 30 mg ; elle est inférieure dans de nombreuses conditions pathologiques, mais par contre supérieure dans les pneumonies. Aussi Armentano et ses colla¬ borateurs (1938) ont-ils proposé sa recherche dans l’urine, comme test Mémoires du Muséum, Botanique, t. II. 12 Source : MNHN, Paris 178 CH. SANXIK liT H. S.U'VAIN. pour certaines affections. A 2 cm 3 d’urine, ils ajoutent 5 cm 3 d’une solution de lactate d’argent et 50 cm 3 de soude à 10 p. 100. Après cen¬ trifugation, on ajoute au liquide 5 cm 3 de NaCN à 5 p. 100 et 5 cm 3 de carbonate de sodium à 20 p. 100. Au bout de vingt-quatre heures, on mesure la coloration jaune. On a attribué aux pigments flavoniques d’autres propriétés phar¬ macologiques. Ainsi la quercitrine inhiberait l’hyperthermie provoquée chez le rat par l’atropine et le dinitrophénol. La température du corps et la producton de chaleur sont abaissées, la consommation d’oxygène légèrement diminuée. Elle serait aussi antagoniste du dinitrophénol (Jeney, Ari et Baranyai, 1939). Cette même action antagoniste se retrouve aussi vis-à-vis de l’action du dinitrophénol sur l’acide lacti¬ que sanguin, chez le chien (Jeney et ses collaborateurs, 1940). D’après Rabaté et Courtois (1940-1941), le naringoside et le rutoside inhiberaient fortement l’action des phosphatases A, (classi¬ fication de Folley et Kay). L’action serait plus marquée avec les phosphatases du rein, de l’os et du cartilage qu’avec celles du foie ou du sérum sanguin. Les phosphatases A 2 des amandes et de l’urine ne sont pas modifiées ; celles du rein et du foie ne le sont que légère¬ ment. La phosphatase A 3 de la takadiastase est à peine inhibée et la phosphatase A 4 des globules rouges l’est fortement. C’est le rutoside qui paraît, dans ce cas, le plus actif. Uri, Korossy et Szeplaki (1947) ont signalé l’effet des substances flavoniques et anthocyaniques sur les déshydrogénases du muscle de pigeon. La quercitrine « B », la rhamnétine, inhibent l’action de cet enzyme, la quercétine et le chlorure de pélargonine sont moins actifs. En augmentant la concentration, l’effet est plus accusé mais non pro¬ proportionnel. Il varie avec le composé envisagé. L’inhibition de la décarboxylase de l’histidine, responsable de la formation de l’histamine, a été déterminée chez l’animal sous l’action de divers dérivés flavoniques. Seuls les aglvcones agissent à une dose de 1 mg par cm 3 . La quercétine a 100 p. 100 d’action, l’homoério- dictyol, 30 p. 100, le d.catéchol, 100 p. 100 et l’acide ascorbique, 15 p. 100. La combinaison de ce dernier avec la méthylhespéridine-chal- cone ou avec la rutine, produit 50 p. 100 d’inhibition. L’activité des flavonoïdes serait due à la formation de quinones qui réagissent avec le groupe sulfhydryle ou amino des protéines (Martin, Graff, Brf.n- del et Beiler, 1949). L’effet de la citrine sur le métabolisme de l’acide ascorbique et sur l’oxydation de certains composés cycliques a été étudié par Ekman (1947) qui observe sur des cobayes une forte augmentation de l’excrétion de l’acide ascorbique, aucune action pour la sulfanilamide, mais une diminution de l’excrétion de phénol et d’acide indoxyl-sulfu- rique. L’auteur pense que la citrine peut être impliquée dans le méta¬ bolisme de certains composés cycliques lorsqu’elle a été oxydée en quinone. In vitro, l’acide ascorbique est oxydé par la citrine, la quer¬ cétine en solution phosphatique tamponnée à pH 7 en présence de citrate ferrique, l’hespéritine en solution phosphatique tamponnée à Source : MNHN, Paris I.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 179 [>H 5,8 en présence d’eau oxygénée el de sulfate ferreux. De faibles concentrations de flavones augmentent l’oxydation de l’acide ascor¬ bique, mais de plus grandes quantités le protègent contre l’oxydation. La présence d’une grande quantité de flavones dans les légumes et les Iruits pourrait expliquer le fait que la concentration en acide ascor¬ bique reste constante pendant longtemps. Cruz Coke (1947) a montré que la quercétine pouvait être rangée dans les substances goitrogènes. Elle réduit in vitro le cytochrome oxydé en présence de tissus dont la teneur en cytochrome-oxydase n’est pas trop élevée ; c’est le cas de la thyroïde. Elle se comporterait comme une substance oxydo-réduetrice, agissant comme oxydante entre pH 4 et 7 et réductrice à pH 7. Ceci s’expliquerait par ses trois groupements OH en 3,8’ et 4’ capables de se quinoniser, cédant leur hydrogène. En milieu acide, ces groupements ne s’ionisent pas ; c’est le groupement en 4’ qui agit alors comme oxydant. La quercétine, comme goitrogène, est active à des concentrations de 10' 3 , donnée comme eau de boisson à des rats. Elle agit sur le métabolisme basal, par son action à la fois sur le cytochrome et sur l’iode. De fait, en 1947, Cri: z Coke et Los Reyes ont signalé chez le rat, avec un rhamno- side de la quercétine, une diminution du métabolisme basal de 20,5 p. 100. Dans deux cas d’arthrite chronique, Ekmax (1948) n’a pas obtenu de modification des symptômes cliniques, mais l’indol libre et l’acide indoxylsulfurique du sérum furent diminués. De bons résultats furent obtenus dans plusieurs cas de toxémie de la grossesse avec albuminurie, en utilisant la citrine et l’acide as¬ corbique. Ces substances pourraient donc avoir un effet désintoxi¬ quant. Les composés flavoniques paraissent encore intervenir dans divers processus physiologiques. Ainsi ils auraient une action protectrice vis- à-vis de la lumière sur les infusoires ciliés de l’infusion du foin. Ce phénomène pourrait présenter de l’intérêt au point de vue des affec¬ tions cutanées avec porphyrinurie. Enfin, Murti, Rao et Seshadri (1947) attribuent à certains dérivés Ilavoniques un pouvoir toxique vis-à-vis des poissons. La 7-hydroxy- flavone, la 3-7 dihydroxyflavone, la galangine, le kaempférol, la quer¬ cétine et la myricétine ont une action faible, mais les esters méthyli- ques de ces composés et ceux de l’herbacétine, de la gossypétine et de la quercétagétine sont très actifs. La calycoptërine (3-6-7-8 tétra- méthoxy 4’-5 dihydroxyflavone), et son éther inéthylique en 4’, sont extrêmement toxiques pour les poissons. Le groupe toxophore serait le cycle pyrone contenant la structure —CO—C=C—O—. On avait déjà attribué à la calycoptérine un pouvoir antihelmin- tique. Il semble, d’après les travaux de Khorana, Motiwala et Ven- kataraman (1948) que cette action soit maintenant bien établie ; la calycoptérine est plus toxique pour les vers que la santonine ou l’huile de Chenopodium. Murti et Seshadri (1948) ont confirmé cette action de la calycoptérine et de son ester 4’-méthylique. Source : MNHN, Paris 18" CH. S ANNIE ET H. SAUVAIN. D’une manière générale, les composés inéthoxylés sont plus toxi¬ ques que les hydroxylés. Les coumarines et les chromones sont moins actives, car c’est la présence du noyau phényl latéral qui augmente la toxicité. Les flavones et les chalcones correspondantes sont aussi utilisées comme insecticides. Nous ne pouvons nous étendre sur cet aspect nouveau de la physiologie des flavones ; on trouvera des ren¬ seignements plus complets dans une revue récente de Seshadri (1948). Dans un tout autre ordre d’idées, il faut signaler l’action de. l’a-naphtoflavone signalée parmi d’autres substances par Zimmerman et Hitchcock (1939), considérée comme hormone de croissance des plantes. On l’utilise sous forme de vapeurs. Elle détermine ainsi le développement parthénocarpique des baies de Houx, des ovules de Fuchsia et d ’Orchis et l’augmentation de la taille du réceptacle des fraises. Particulièrement intéressant est le rôle qui a été attribué à cer¬ tains dérivés flavoniques dans le déterminisme sexuel. D’après Moewus, toute cellule sexuelle possède une bisexualité potentielle, et la détermi¬ nation définitive de son sexe dépend de facteurs modificateurs inter¬ nes ou externes, ou de facteurs héréditaires. Kuhn et ses collaborateurs ont soutenu que les cellules bisexuées de certaines algues monocellulai¬ res du groupe Chlamydomonas (Chlamydomonas eugametos f. sy- noïca ) devenaient des gamètes féminins dès qu’on les mettait dans une solution contenant ou ayant contenu des gamètes féminins, et qu’inversement un filtrat de gamètes mâles rendait mâles ces cellules sexuelles indifférenciées. Les gamètes sécréteraient donc des « termo- nes », androtermones ou gynotermones, qui déterminent les caractères sexuels primaires, alors que les hormones sexuelles conditionnent les caractères sexuels secondaires. D’autre part, la copulation des gamètes, dans ce même groupe de Chlamydomonas eugametos, est conditionnée tout d’abord par l’ap¬ parition de cils ou flagelles qui rendent les gamètes mobiles, puis par l’existence de facteurs de copulation, mâles ou femelles, qui rendent possible l’union des gamètes. Kuhn et ses collaborateurs auraient pu isoler le facteur de mobi¬ lisation qui ne serait autre que la crocine, glucoside de la crocétine extrait du safran, provoquant la mobilisation des gamètes à la dilution extraordinairement faible de 4 10" 1 *, soit sensiblement 1 molécule de crocine par gamète. Le facteur de copulation est un mélange des dérivés cis et trans du diméthylester de la crocétine, l’aglycone de la crocine. Suivant la proportion relative de chacun de ces dérivés, on obtient une substan¬ ce de copulation femelle (3 parties de cis pour une de trans) ou mâle (une partie de cis pour trois de trans). C’est encore du Safran que Kuhn isola les termones qui détermi¬ nent le sexe de ces mêmes algues. L’androtermone correspond aux produits de l’hydrolyse d’un glucoside isolé du safran : la picrocrocine. L’hydrolyse acide ou alcaline aboutit à un aldéhyde, le safranal et Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 1.81 l’hydrolyse fermentaire à un autre aldéhyde voisin ayant en plus une fonction alcoolique ; il suffit de 1,3 molécule de cet aldéhyde par gamète pour le transformer en cellule mâle ; la picrocrocine elle-même se comporte comme une gynotermone, mais il en faut 10 8 molécules par gamète. En 1944, Kuhn et ses collaborateurs isolèrent du pollen de Crocus, et particulièrement du Crocus Sir John Bright, un glucoside cristallisé, P.F. 188-90°, [a] 2 °„=—85° dans la soude N/10 qui, même à une dilu¬ tion de 1 mg dans 6 x 10' 2 cm 3 d’eau, immobilise les gamètes de l’algue en faisant tomber les cils. Par hydrolyse de ce glucoside, on obtient un aglvcone qui se comporte comme une gynotermone, ayant la même action que la picrocrocine, mais actif à une molécule pour un gamète, c’est-à-dire 100.000 fois plus que celle-ci. On pensa donc que ce n’est pas la picrocrocine qui est active, mais certaines impuretés de l’aglycone. En effet, après hydrolyse et élimination du safranal à la vapeur, la solution reste active. Kuhn et Loew ont pu établir la constitution du glucoside du pollen ; ce serait un mélange de deux produits à partie égale, l’un ayant un groupe méthoxy, l’autre n’en ayant pas. Le produit actif est l’isorhamnétine ou 3’-méthyléther de la quercétine. L’effet en est extra¬ ordinairement spécifique : 1 mg dans 4 x 10* cm 3 d’eau donne aux cellules bisexuées un caractère femelle. Or, la quercétine, la rhamné- tine, la rhamnazine, l’hespéridine, l’hcspérétine, le kaempférol, la sa- kuranine, etc... sont sans action. Le 3-méthyléther du 3-4’ diglucoside de la quercétine du pollen de safran (Crocus) immobilise les gamètes de l’algue Chlamydomonas (les cils tombent) à une concentration de 1 mg dans 6 X 10 n cm 3 d’eau. Trois autres substances ont la même action : le tétra-acétate du 3-méthyléther du glucoside du safran et l’héxacétyl et la tribenzoylgénistéine. La rutine de Ruta graveolens (1 mg dans 10 T cm 3 d’eau) empêche la conjugaison des gamètes mâles et femelles sans faire disparaître leur motilité. Les extraits de tabac qui contiennent beaucoup de rutine ont la même action. Bien que les travaux que nous venons d’exposer aient fait l’objet de sévères critiques, on ne peut les négliger. S’ils sont confirmés, il faudra envisager pour les dérivés flavoniques un rôle physiologique de toute première importance. Cette brève revue des propriétés pharmacologiques des flavones et de leurs dérivés donne un aperçu des rôles qu’elles peuvent être appelées à jouer en thérapeutique. On peut du reste penser que de nouvelles applications leur seront attribuées lorsque des études plus systématiques auront permis de mieux connaître leurs propriétés phy¬ siologiques ; voir par exemple les résultats d’ Anderson et Berry (1947) sur l’action de la quercétine sur la toxicité des cultures de Clostridium botulinum, et ceux de Schraufstatter (1948) qui attribue aux chal- cones, aux flavonones et aux flavones, une action bactériostatique sur Staphylococcus aureus ; la morine n’a qu’une faible activité et les fla- vonols n’en ont aucune. Source : MNHN, Paris 182 Cil. SANNIK KT II. SAUVAIS. Les études sur le rôle des pigments iinlhocyaniques sont beaucoup plus rares, et il ne semble pas qu’ils possèdent une activité pharma¬ cologique intéressante. Cependant, des recherches sont actuellement en cours sur leur éventuel pouvoir bactériostalique (Bî.axc.k et Sutf.h, 1048), bien qu'aucun résultat positif n’ait jusqu’ici pu être obtenu. Ambrose (A. M.) et Fi.ovo de Los. ./. Pharmacol. Exptl. Therup., 97, 115- 19 <1949). Anderson (A. A.) et Berry (J. A.). Science, 106, 644 (1947). Armentano (L.). Hutz (F.. B.) et Hcs/.nyack (I.). Klin. Wochschr., 17, 739-41 (1938). Armentano (L.), Bentsath (A.), Berks (T.), Rusznyack (I.) et Szent-Gyorgyi (A.). — Dent. med. Wochschr.. 62, 132(1-8 (193(1). Bacharach (A. L.), Coates (M. E.) et Middi.eton (T. H.). liiochem. ./., 36, 407 (1942). Beiler (J. M.) et Martin (G. J.>. ./. Biol. Chem.. 171, 507-11 (1947). Bentsath (A.), Ruszxyack (1.) et Szent-Gyorgyi (A.). — Xalure, 138, 798 (1936) ; 139. 326-7 (1937). Bentsath (A.) et Szent-Gyorgyi (A.). Xalure, 140, 426 (1937). Betty (R. C.) et Trikojus (V. M.). -- Austral. J. Exp. Biol., 21, 175 (1943). Bohr (D. F.), Mc’Ivor (B. C.) et Rinehart (J. F.). ./. Pharmacol. Exptl. Therap., 97, 243-9 (1949). Bourne (G. H.). — Nature, 152, 659 (1943). Bruckner (V.) et Szent-Gyorgyi (A.). — Nature, 138, 1057 (1936). Clark (W. G.) et Geissman (T. A.). J. Pharmacol. Exptl. Therup.. 95. 362-81 (1949). Clerc (A.) et Paris (R.). — C. B. Soc. Biol.. 133. 46-48. 59-50 (1940). Correll (J. T.) et Wise (E. C.) — Poultry Sci, 21, 256-9 (1942). Couch (J. F.), Naghshi (J.) et Krewsox (C. F.). — Science, 103, 197 (194 6). Cruz Coke (E.) et Plaza de los Reyes (M.). — Bull. Soc. Chim. Biol., 29, 573-82 (1947) Cruz Coke (E.) et Plaza de los Reyes (M.). Bol. Soc. Biol. Santiago, Chile, 4, 103-7 (1947). Czimmer (A. G.). — Arch. Exptl. Pat h. Pharmak., 183, 587-94 (1936). Eagle (E.). — Arch. Biochem., 26, 68-71 (1950). Ekman (B.). — Kffl. Fysiograf. Sàllskap. Land. Fôrh., 17, 155-69 (1947) (Chem. Abstr., 42, 6437). Ekman (B.). — Nord. Med., 38, 1112-15 (1948). Fuler von (H.) et Malmberg (M.). — Z. Physiol. Chem., 249, 85-92 (1937). Fukudda (T.). — Arch. Exptl. Path. Pharmak., 164, 685-94 (1932). Gero (E.). — C. R. Soc. Biol., 141, 566-67 (1947). Gilbert (F. A.). — Chem. Rev, 39, 201 (1946). Griffith jun. (J. K.), Couch (J. F.) et Lindauer (M. A.). — Proc. Soc. Exptl. Biol. Med., 65, 339 (1947). Haley (T. J.), Clark (W. G.) et Geissman (T. A.). — Proc. Soc. Exptl. Biol. Med., 65, 202-7 (1947). Highby (R. H.). — J. Am. Pharm. Ass.. 32, 74 (1943). Hughes (E. G.) et Parkes (M. W) — Festchrift Emit Barrel, p. 216, Bâle (1946). Huszak (L). — Z. Physiol. Chem., 247, 239 (1937). Jeney (A.) et Czimmer (A. G.). — Arch. Exptl. Path. Pharmak., 183, 571 (1936) ; 190, 648-51 (1938). Jeney (A.), Mehes (J.), Czimmer (A. G.) et Sokoray (L.). — Arch. Exptl. Path. Pharmak., 187, 553-64 (1937). Source : MNHN, Paris . OULEURS DKS FLEURS ET DES FRUITS. 188 1 (!'•)• — Arch. Exptl. Path. Pharmak., 191, Arch. Exptl. Jenf-y (A.), Am (L.) et Bahany, 407-22 (1939). Jeney (A.), Valyi-Nagy (Y.), Vacki (L.) et Micheuk (S.). Path. Pharmak., 194, 718-24 (1940). Johnson (E. F.). — Am. ./. Phurrn., 118, 104-75 (1940). Kekers (P. E.) et Field (J. B.). Science. 107, 10-17 (1948). Imhkic.k (A. C.) et Goldfarb (A. E.). ./. Phurmac.. 82, 21 1-14 (1944). K rouan a (M. L.), Motiwala (D. K.) cl Vknkataraman (K.). Proc, indian Acad. Sci.. 27, 121-7 (1948). Kuhn (R) et Lôw (I.j. — Ber., 77, 196 (1944). Kuhn (R.) et Lôw (I.). — Chem. Ber., 81, 363-7 (1948). Lavollay (J.). — C. R. Acad. Sci., 214, 287-90 (1942) ; Structure et rôle fonc¬ tionnel de la vit. P. Hermann, édit., Paris (1943) ; Congrès de l’Asso¬ ciation Française pour l’Avancement des Sciences. Paris (octobre 1945). Lavollay (J.) et Neumann (J.). — C. R. Acad. Sci., 212, 251 (1941) ; 213, 193-5 (1941). Exposés Annuels de Biochimie Médicale, 10, 59-75 (1949). Lecoq (R.), Chauchahd (P.) et Mazoué (H.). — C. R. Soc. Biol., 141, 52 (1947). Majovsky (G. S.), Lesser (A. J.), Lawson (H.), Carne (H. O.) et Thienes (C.). — J. Pharmacol. Exptl. Ther., 80, 1 (1944). Martin (G. J.), Graff (M.), Brendel (R.) et Beiler (J. M.). — Arch. Bio- chem., 21, 177-80 (1949). Martin (G J.) et Swayne (V.). — Science, 109, 201-2 (1949). Mozgov (I. F.). — Veterinariya, 23, n" 23, 38-42 (1948) (in Chem. Abstr., 40, 7393). Munro (H. N.), Lazarus (S.) et Bell (G.). — Nutrition Abstracts et Rev., 17, 298 (1947) (in Ann. Rev. Biochem., 17, 408 (1948). Murti (V. V. S.), 'RiAO (S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 25, 22-4 (1947) Murti (V. V. S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 27, 217-22 (1948). Nakamura (H.), Ota (T.) et Fukuchi (G.). — J.. Pharm. Soc. Japon, 56, 107-8 (1936) ; id. p. 68. Oser (B. L.). — Ann. Rev. Biochem, 17, 405 (1948). Paris (R.) et Vairel (V.). — Ann. Pharm. franc., 7, 510-14 (1949). Parrot (J. C), Lavollay (J.), Sevestre (J.) et Galmiche (P.). — C. R. Soc. Biol, 138, 179-81 (1944). Persike (E. G.) et Ureen (H. .T.). — Proc. Soc. Exptl. Biol Med., 65, 339 (1947) Plungiax (M. B.), Munch (J. C.) et Wolffe (J. B.). ./. Pharmacol. Exptl. Therap., 93, 383-7 (1948). Pollard (A.). — Fruits Products J., 24, 139 (1945). Rabaté (J.) et Courtois (J.). — C. R. Soc. Biol., 134, 468-9 (1940) ; Bull. Soc. Chim. Biol., 23, 190-5 (1941). Raunert (M.). — Z. urol., 32, 630-3 (1938). Rodney (G.), Swanson (A.), Wheeler (L. M.). Smith (G. N.) et Worrel (C.). — J. Biol, chem., 183, 739-47 (1950). iRiusznyack (I.) et Szent-Gyorgyi {A.). — Nature, 138, 27 (1936). iRIusznyack (I.) et Benko (S.). — Science, 94, 25 (1941). Scarborough (H.). — Biochem. J., 39, 271 (1945). Schmidt (A. E.) et Saubermann (G. B. C.) - Ophtalmoloyica, 104, 201-2 (1942). Schraufstatter (E.). — Experientia, 4, 484 (1948). Seshadri (T. R.). — J. Indian Chem. Soc.. Ind. et New, Ed., II, 35-40 (1948). Seshadri (T. R.) et Wiswanadham (N.). •— Proc. Indian Acad. Sci., 25, SokorayML) et 9 CziMMER (A. G.). — Arch. Exptl. Path. Pharmak., 190, 622- 26 (1938). Steinegger (E.). — Pharm. Helv. Acta, 23, 70 (1948). Source : MNHN, Paris 1X4 CH. SANNTÉ ET H. SAl'VAIX. Szent-Gyorgyi (A.) et coll. .Y attire. 138. 27. 1057 (1930) ; Dent. med. Wochschr., 62, 1135 (1936). Texg Yi Lo et Shax Ming Chen. J. Chinese (.hem. Soc., 11, 52-01 (1944). Uxgar (G ). Physiol., 103. 18 (1944) Uni (J.), Korossy (S.) et S/hpi.aki (S ). 7.. Yiliimiii.. Hormon-nnil l'ermenl- forsch.. 1 , 137-42 (1947). Wawra (C. Z.) et Webb (J. L.) Science, 96. 3U2 (1942). Wilson (II H.), Mortarotti (T C.) ci Fi.oyi» de Eus. ./. PhnrmacoL, 90, 120-7 (1947). Zacho (C.). — Acta Path. et Microb. Scandinav., 16. 144-155 (1939). Zilva (S. S). -- Biochem. 31, 915-19 (1937). Zimmerman (P. W.) et Hitchcock (A. K.). Conlv. Boyce Thompson Inst., 10, 481-508 (1939). Source : MNHN, Paris SYSTÉMATIQUE Source : MNHN, Paris FLAVONES. Flavone —- C 15 H 10 O 2 [7-24]. F. 100°. Aiguilles blanches. Sol. alcool, insol. eau et lessive de soude froide. H 2 S0 4 conc. : fluorescence bleu violet. Fusion alcaline : acétophénone, o.hvdroxyacétophénone, ac. benzoïque et salicylique. A l’état pur sur les organes de certaines Primulacées. .ï-hydroxyflavone — Primulétine ( Primulétol ) — C 15 H 10 O 8 [7-19]. F. 157°. Aiguilles jaunâtres. FeClj : pourpre intense. Sous forme d’un enduit farineux sur les tiges et les fleurs de Primula imperialis. Hydroxyflavones — C 15 H ]0 O 8 [7], Substance jaune, F. 185°. Enduit farineux sur Primula florindae. Substance jaune, F. 153°. Enduit farineux sur Primula verticillata. Dihydroxyflavone — C 15 H 10 O 4 [7]. F. 228°. Cristaux orangés. Dér. acétylé, F. 183°-4°. Sur Primula denticulata. 5-7 dihydroxyflavone — Chrysine ( Chrysol ) — Çi 5 Hi 0 O 4 [5-11-35]. F. 275°. Tablettes jaune pâle. Sol. alcalis, ac. acétique et alcool éthylique chauds, à peine sol. éther, sulfure de carbone, benzène, chloroforme, insol. eau. Alcalis : solution jaune ; FeCl 3 : violet. Dér. acétylé, F. 192° ; diacétylé, F. 194-6°. Fusion alcaline : acétophénone, phlorogluçinol, ac. acétique et ben¬ zoïque. Hétéroside : TORING1NE (Toringoside) — C^H^Og ; 5 ou 7 glu- coside, F. 135-7°. Hydrolyse : chrysol + glucose. Bourgeons de Peuplier, écorce Pinus Toringo, cœur Pinus Strobus, écorce Oroxylum indicum, cire d’Abeilles. Source : MNHN, Paris CH. SA N N II’: KT H. SAUVAIN. 5-hydroxy, 7-méthoxyflavone Tectochrysine ( Tectochrysol) (éther inéthylique de la chrysine) C„|H 1;! 0 4 fil]. F. 163". Prismes jaunes. Dér. acétylé, F. 149 '. Bourgeons de Peuplier, cœur de Pinus Strobus et Pinus Cembra. Dihydrochrysine - Pinocembrine ( Pinocembrol ) C ls H 1L >0 4 [11J. F. 198-200°. Cristaux (alcool mcthylique). Dans Pinus Cembra L. Métln/ldihi/drochri/sine - Pmostrobine (Pinoslrobot t C 10 H 14 O, [HJ. F. 90°.' Dans le cœur de Pinus Strobus. 5-8 dihydroxyflavone — Primétine ( Primêtol > - C,.-,H u ,0 4 [4-17-25-40]. F. 230-231". Prismes jaunes (EtOH). Sol. H 2 S0 4 , en donnant une solution jaune, sol. alcalis en donnant une solution rouge. FeCl 3 : vert ; + NH 4 OH : brun rouge. Fusion alcaline : acide benzoïque. Dér. diacétylé, F. 189“ ; dér. méthylé, F. 211-12". Feuilles de Primula modesta, souvent mélangée à la tlavone. 7-hydroxy-b’-méthoxyflaiM>ne Pratol — C )(i H 12 0 4 [31-36]. F. 263“-264". Aiguilles jaune pâle ou incolores. Sol. alcool éthylique chaud, à peine sol. eau, éther, chloroforme et benzène. Dér. acétylé, F. 176-177". Feuilles de Trifolium pratense, var. incarnata et autres. 7-hydioxy-ô-méthoxyflavone — Alpinétine ( Alpinétol ) — C 10 H 12 O 4 ' [38]. F. 223°. Dans Alpinia chinensis. 5, 6, 7-trihydroxyflauone — Baïcaléine ( Baïcaléol ) — C 13 H 10 O r , [39]. F. 264°-266°. Prismes jaune or. Sol. alcools éthylique, méthylique, éther, acétone, ac. acétique, chloro¬ forme, nitrobenzène et ac. sulfurique. FeCl 3 : brun noir verdâtre. Fusion alcaline : ac. benzoïque et acétophénone. Dér. diacétylé, F. 198-200° ; dér. triacétylé, F. 190-192°. Dans les racines de Scutellaria baïcalensis, dans l’écorce et les graines «le Oroxylum indictim. Hétéroside : BAICALÏNE (Baïcaloside), F. 223°, [a]o — —145° (pyrid. aq.). Hydrolyse : baïcaléine, acide glycuronique (glvcuronoside en 7). Dans Scutellaria columnae. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 189 J, 7-dihydroxy, (i-méthoxyflavone Oroxyline A ( Oroxulol) C, 0 H 12 O r . [37 -38]. F. 231-232°. Aiguilles jaunes. Dér. diacétylé, F. 131-132° ; dér. 7-benzoylé, F. 210''. Dans les racines d ’Oroxytum indicum. 5, 7, A’-trihydroxyflavone - Apigénine ( Apiqènol) — C n H Hl O- [18- 21-28 c]. F. 347-348°. Aiguilles jaune pâle. Sol. pyridine, un peu sol. alcool éthylique chaud, insol. dans l’eau. Dér. triacétylé, F. 181° ; dér. tribenzoylé, F. 210-212". FeClg : brun noir ; carbonates : sol. jaunes ; H,S0 4 conc. : sol. jaunes à fluorescence verte. Fusion alcaline : phloroglucinol, ac. p.oxybenzoïque, p.hydroxyacéto- phénone. Dahlia jaune, Andropogon Sorghum, Daphné Genkiva (avec genkwa- nine). Hétérosidks : A PII NE (Apioside) C 26 H, 8 0 14 (7-apiose-glucoside), F. 228°, [a]i, = —130“ (soude). Hydrolyse : apigénine, apiosc, glucose. Dans Persil, Céleri, Matricaria Chamomillu, fleurs Zinnia eleguns, Dahlia variabilis blanc, Anthirrinum ma jus. Anthémis nobilis, Chrysanthemum Leur. COSMOSIIXE (Cosmosiinosidc) C.,,H. >7 0,„ 1,5 OH.„ F. 178° [28a -28d], Hydrolyse : apigénine, glucose (en 7). Dans les fleurs blanches de Cosmos bipinnatus. Glucoside d ’Euphorbia Thymifoliata (7-glucoside). Ether 7-V-diméthylique de l’APIGÉNINE — C 17 H 14 O r , [6]. F. 174-175°. Longues aiguilles jaunes. Fusion alcaline : ac. anisique. Bourgeons de Bouleau. 5-7 dihydroxy, b’-méthoxyflavone — Acacétine ( Acacctol ) — C 16 H 12 0 5 [35-44]. F. 261°. Aiguilles jaune pâle ou incolores. Sol. alcool éthylique, insol. éther. FeCl 3 : brun rouge intense. Fusion alcaline : phloroglucinol, ac. p.hydroxybenzoïque. Dér. diacétylé, F. 203° ; dér. dibenzoylé, F. 201°. Hétérosides : ACACIINE (Acacioside) C 2g Hg 2 0, 3 , 4 OH,, F. 260°. 7-rhamnoside. Hydrolyse : acacétine, rhamnose. Dans Robinia Pseudacacia. LINARINE (Linaroside), F. 263-265° [10]. Hydrolyse : acacétine, rutinose (glucose + rhamnose). Dans le sang de Linaria vulgaris. Source : MNHN, Paris 190 CH. SAN'NIÉ F.T H. SA TWAIN. 5, b-dihydroxy, 7-mèthoxuflavonc Genkwanine ( Genkwanol) - C 16 H 12 0 5 [27 -27 a -41], F. 286°. Aiguilles jaune clair. Sol. alcools méthylique et éthylique, peu sol. dans autres solvants. FeCl 3 : brun ; Mg + HCl : rouge clair. Fusion alcaline : phloroglucinol, p.hydroxyacétophénone, ac. p.hydro- xybenzoïque. Fleurs de Daphné Genkwa Sieb. et Jucc. 5, 7 -dihydroxy, 8-méthoxyflavone — Wogonine ( Wogonnl) — C 1 S H , 2 05 [13- 13 a - 38 a]. F. 199°-200°-203°. Aiguilles jaunes. ■ Sol. alcalis. FeCl 3 : vert puis violet ; alcalis : solution brune, puis bleu-vert, puis vert-jaune. Fusion alcaline : irétol (1, 3, 5-trihydroxy 2-méthoxybenzène). Scutellaria baïcalensis. 5, 6, 7, V-tétrahydroxyflavone — Scutellaréine ( Scutellaréol ) — C 15 H 10 O 6 [8-43]. F. 350°. Cristaux jaune foncé qui avec l’eau de baryte deviennent rou¬ ges, puis verts. Sol. alcools méthylique et éthylique et ac. acétique bouillants, sol. po¬ tasse, insol, eau. FeCl 3 : brun rouge ; nitrate d’Ag ammoniacal : rouge brun à froid. Fusion alcaline : phloroglucinol, p.hydroxyacétophénone, ac. p.hydro- xybenzoïque. Dér. tétraacétylé, F. 235-7". Hétérosiue : SCUTELLARINE (Scutellaroside) C 2 ,H 18 0,o, F. env. 312°, [a]o = —140°. Hydrolyse : scutellaréine, ac. glycuroniqùe. Dans les feuilles et les fleurs de Scutellaria allissima et baïcalensis et Centaurea scabiosa. 7-dihydroxy, 6, V-mêthoxyflavone — Diméthylscutellaréine Sous forme de glucoside dans Linaria viilyaris. 5, 7, 3’, A’-tétrahydroxyflavone — Lutéoline (.Lutéolol) — C, 5 Hi 0 O 5 , 1 ou 2 OH 2 [9- 14-15-26-28 e-32]. F. 328-30°. Aiguilles jaunes. Sol. alcool éthylique et éther, à peine eau ; sol. aussi alcalis, en don¬ nant des solutions jaunes. FeCl 3 : vert. Fusion alcaline : phloroglucinol, ac. protocatéchique. Dér. tétraacétylé, F. 222-4° ; dér. tétrabenzoylé, F. 200-1°. Hétérosiues : CAESIODIDE (primevéroside). Hydrolyse : lutéoline, primevérose. Dans Salix caesia. Source : MNHN, Paris Mis COULEURS DES FLEURS KT I)KS FRUITS. 15)1 GALUTÉOUXE (galutéolosian, 52, 903-12 (1932). 27a. —■ — — •/. Shanghaï Sci. Inst., 1, 1-15 (l933). 28. Nakaoki (T.). — J. Pharm. Soc. Japan, 55, 173 (1935). 28a. — — J- Pharm. Soc. Japan, 55, 967-78 (1935). 28b. — — J• Pharm. Soc. Japan, 58, 197 (1938). 28c. — — J- Pharm. Soc. Japan, 58, 639-47 (1938)- 28d. — — J • Pharm. Soc. Japan, 60, 502-6 (1940). 28e. — — J. Pharm. Soc. Japan, 69, 3204 (1949). 29. Oesterle (O-A.). — Arch. Pharm., 256, 119 (1918). 30. Oesterle (O. A.) et Wander (G.). — Pharm. Acta Helv., 1, 1 (1926). ai. Power (F. B.) et Salway (A. H.). — J- Chem. Soc., 1910, 1006. 32. Rabate (J.). — J. Pharm. Chim., (8* s.), 28, 478 (1938) ; 29, 584 (1938). 33. Rao (K V.) et Seshadri (T.R.). — Proc, lndian Acad. Sci., 23, 213-4 34. (Robinson (R.) et Tsp.no (K. F.). — J. Chem. Soc.. 19SS. 1003 4 et 1006. 35. Robinson (R.) et Venkataraman (K.). — J- Chem. Soc., 1926, 2347. _ _ — J. Chem. Soc., 19J9, 62. 36. Rogerson (H.). — J. Chem. Soc., 1910, 1004. , 1Q .„, 37. Sastri (V. D. N.) et Seshadri (T. R.). — Carrent Sci., 15, 235 (1946). Mémoires du Muséum. Botanique, t. IL " Source : MNHN, Paris 194 CH. SAXXlfi ET H. SAUVAIX. 38- Shah (R. C.), Mehta (C. R.) et Wheeler (T. S.). Carrent Sci., 4, 406 (1935). 38a. Shah , 7, H, 3’, V, S’-hexahudroxuflavvnoI Hibiscétine ( Hibiscétol ) C ts H, 0 O 9 [72d - 75]. F. 350". Aiguilles jaune pâle. Sol. alcool. Acétate de Pb en sol. alcoolique : ppté rouge. Ebullition avec les alcalis : ac. triniéthylgallique. Hétéhoside : HIBISCITRIXE (Hibiscitroside) C. 7 H. tl) O ln . F. 239-4(1", 3-glucoside [74]. Hydrolyse : hibiscétine, glucose. Dans les pétales séchés des fleurs d 'Hibiscus Subdnriffu. â-hydroxy, 3, 3', V. 5’, 6. 8-hexumêthoxyfl0b. 1581-3 (1937). 47. Maunta (C.). — Atti acad. Ilalia, 2, 421-0 (1941). 48. Mayer (F.). — The chemistrv of natural coloring matters. Am. Chem. Soc. Monograph n° 89, traduit par Cook (A. H.). New-York, 1943, 161-212. Reinhold Pub. Corp., Edit. 49. Mitra (C.), Rao (P. N.), Bhattacharji (S.) et Siddiqui (S.). J. Sci. Ind. Res., H, 19 (1947. 50. Murti (V. V. S.) et Siîshadri (T. R.). Proc. Indiun Acad. Sci., 27, 258-9 (1948). 50a. Murti (V. V. S.), Rangaswami (S.) et Seshadri (T. R.). Proc. Indian Acad. Sci., 27, 19-25 (1948). 51. Naghski (J.), Porter (W. L.) et Couch (J. F.). J. Am. Chem. Soc., 69, 572-3 (1947). 52. NAkamura (H.), Ota (T.) et Fukuchi (G.). J. Pharm. Soc. Japon, 55, 1332 (1935).) 52a. Nakamura (H.), Ota (T.) et Fukuchi (G.). J. Pharm. Soc. Japan, 56, 68 <1936). 52b. Nakamura (H.), Ota (T.) et Fukuchi (G.). J. Pharm. Soc. Japan, 57, 938-9 (1937). 53. Nakamura (H.) et IIukuti (G.). — J. Pharm. Soc. Jap - — Proc - Indian Acad. Sci., 9, 365-9 72a. Rao (P. S.) et Seshadri (T.iR.). — Proc. Indian Acad. Sci., 14, 265-8 (1941). 72b. RaMP. S.) ct Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 14, 289-96 72c. Rao (P. S.) ct Seshadri (T. R.). - Proc. Indian Acad. Sci., 14, 643-7 (1941). 72d. Rao (P. S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 15, 148-53 (1942). 72e. Rao (P. S.) et Seshadri , 470-83 (1947). 7. Boatner (C. H.), O’Connor (R. T.), Curet (M. C.) et Sannels (C. S.). J. Am. Chem. Soc., 69, 1270-3 (1947). 8. Bose (P. K.) et Bose (J ). — J. Indian Chem. Soc., 16, 183-8 (1939). 9. Bridel (M.) et Béguin (C.). — Bull. Soc. Chim. biol., 8, 895 (1926). 10. Bridel (M.) et Charaux (C). — ./. Pharm. Chim., 27. 409 et 28, 5 (1923). 11. Briggs (L. H.) et Locker (1t. H.). ./. Chem. Soc., 1949. 2157-61, 1951 3131. 12. Chapman (E.), Perkin (A. c.) et Robinson (II.). ./. Chem. Soc., 1927, 3015. 13. Dussy (J.) et Sannié (C.). - C. B. Acad. Sci., 225, 693 (1947). 14. Fourment (P.) et Roques (H.). — Bull. Soc. Hist. Nat. Afr. Nord (mai 1938). 15. Gakhokidze (A. M.) et Kutidze (N. 1).). ./. Applied Chem. (USSR), 20, 899 (1947). 16. Geissman (T. A ) et Heaton (C. 1).). — J. Am. Chem. Soc., 65, 677 (1943) ; 66, 486 (1944). 17. Horn (G. M.) et Gisvolij (().). — J. Am. Pharm. Assoc., 84, 78-81 (1948). 18. Marini Bettoi.o (G. B.). — Ricerca sci., 18, 627-8 (1948). 19. Mitra (G.), Rao (N. P.), Bhattacharji (S.) et Siddiqui (S.). ./. Sci. Ind. Research India, 6, 19-24 (1947). 20. Murti (V. V. S.), Rangaswami (S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 28, 19 (1948). 21. Nakazawa (K.). — J. Phann. Soc. Japon, 61, 228-9 (1941). 22. Nirinal (I.), Sen (K.) et Banerjea (P. R.). — J. Ind. Chem. Soc., Ind. et News Ed., 10, 53 (1947). 23. Paris (iR.). — Bull. Sci. Pharmacol., 49, 146-50 (1942). 24. Patnayak (K.), Rangaswami (S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad, Sci., 15, 10-15 (1942). 25. Perkin (A. G.) et Phipps (S.). — ./. Chem. Soc., 85, 56 (1904). 26. Rabaté (J.). Bull. Soc. Chim. biol., 17, 319-27 (1935). 26a. — J. Pharm. Chim., 1, 234-40 (1940). 27. Raistrick (H.). — Phil. Trans. Roy. Soc. London, 120, 1 (1936). 28. Rao (P. S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 16, 323-7 (1942). 29. Schmid (L.) et Pietsch (K.). — Monatsh., 57, 305 (1930). 30. Shinoda (J.). — J. Pharm. Soc. Japon, 52, 167 (1932). 31. Sosa (A.). — C. R. Acad. Sci., 224, 165-6 (1947) ; Bull. Soc. Chim. biol., 32, 354 (1950). 32. Sosa (A.) et Sosa-Bourdouil (C.). — C. R. Acad. Sci., 222, 1125 (1946) ; Bull. Soc. Chim. biol., 31, 57-69 (1949). 33. Yokoo (A.). — Bull. Tokyo Inst. Technol., 13, 43-8 (1948). 34. Yu (H.). — Bull. Soc. Chim. biol., 15, 482 (1933). Source : MNHN, Paris ISOFLAVONES. '/’-dihydroxyisoflavone — Dcridzéine (Daidzéol) - C l .,H,„0 4 [7- 15]. F. 320-3“. Prismes jaune pâle. FeCl ;J : violet. Fusion alcaline : ac. formique, 2, 4-dihydroxyphénvl 4’-hydioxybenzvl- cétone. Dér. diacétylé : F. 187°. Hétéroside : DAIDZINE (l)aidzoside) C.,,H., 0 Ü.„ OH.„ 7-glucoside, F. 234-6“ ; [«:„ = — 36“4 (KOH). Hydrolyse : daidzéine, glucose. Dans les fruits du Soja hispida. hydroxy, V-méthoxy isoflavone Formononétine (l'ormononétol) C 16 H 12 0 4 [17]. F. 257“ ; 265". Fils ou bâtonnets en spirale ; petits prismes de l’alcool. Sol. alcool, à peu près insol. eau et éther. Fusion alcaline : ac. P-résorcylique. Par alcalis : 2,4-dihydroxyphényl 4’-méthoxybenzy-lcétone. Dér. acétylé : F. 164-5°. Hétéroside : ONONINE (Ononoside), 7-glucoside. Hydrolyse : formononétine, glucose. Dans Ononis spinosa. 7, 4’-tri hydroxy isoflavone — Génistéine ( Gémstéol) — C 13 Hi 0 O r> [5 - 15]. F. 290-1" ; 296-8°. Prismes jaune pâle ou aiguilles incolores. Sol. alcalis et HCl conc. en donnant des solutions jaune foncé et jaune citron respectivement. FeCl s : rouge violet puis vert brun. Dér. triacétylé, F. 205-6“ ; tribenzoylé, F. 239°. Fusion alcaline : phloroglucinol, ac. p.hydroxyphénylacétique. Hétérosides : GÉNISTINE (Génistoside) C 21 H 20 O,„, F. 254-6“ coside en 7. Hydrolyse : génistéine, glucose. Dans Genista tinctoria. Soja hispida. SOPHORICOSIDE F. 297" ; glucoside Hydrolyse : génistéine, glucose. Dans les fruits de Sophora japonica. SOPHORABIOSIDE C 27 H 30 0„ 3 OH,, F. 245-8“ ; noglucoside [19]. glu- rham- Source : MNHN, Paris 214 CH. SANNIK ET II. SAUVA1N. Hydrolyse : génistéine. sophorabiosc ou rutinose (rhamnose + sili¬ cose). Dans Sophora japonica. ii, 7. 2’-trihydroxn isoflavone Isogénistéine .Isoyênislêol) [ 10 ]. F. 302". Hétéroside : ISOGÉNIST1XE (Isosénistosidc) C 2 ,H 20 O i0 , F. 2(55". Hydrolyse : isogénistéine, glucose. Dans le Soja hispida. 5, i'-dihydroxy, 7-méthoxy isoflavone Prunétine < Prunétol) C 16 H 1S 0 3 [2-13]. F. 242°. Aiguilles incolores. Difficilement sol. solvants organiques. FeCl 3 : rouge brun. Dér. acétylé, F. 224-6” ; benzoylé, F. 215". Hétéroside : PRUXITRIXE (Prunétosidc) C 22 H U <),,, 4 OH 8 . Hydrolyse : prunétine, glucose. Dans Primas emarqinata et avili ni (genre de cerisier sauvage). V, 7-dihydroxy, 5-méthoxyisoflavone Prunusétine ( Pninusêtol) - C 16 H 13 0 5 [4]. F. 237-8". Dér. diacétylé, F. 220-2". Déméthylée par HI donne génistéine. Ecorce de Primas Puddam Roxb. .5, i’-dihydroxy, 8-méthylisoflavone Tatoïne ( Tatoiol) [10]. F. 318°. Aiguilles incolores. Dér. diacétylé, F. 185". Dans Soja hispida. 7-hydroxy, 3’-i’-méthylènedioxyisoflavone — Pseudobaptigénine (Pseudobaptigénol ) — C 16 H 10 O-, [21>]. F. 298-9". Cristaux incolores. A peine sol. dans la plupart des solvants, un peu sol. ac. acétique crist. et nitrobenzène à chaud. Fusion alcaline : ac. formique, 2, 4-dihydroxyphénvl 3’-4’-niéthylène- dioxy benzylcétone. Hétéroside : PSEUDOBAPTIS1XE (Pseudobaptisoside) C 28 H so 0 14 , F. 249-51?, [ali> = —101° (inéthanol), 7-rhamnoglucoside. Hydrolyse : pseudobaptigénine, rhamnose, glucose. Dans les racines de Baptisia tinctoria. 5, 7, 3’, V-tétrahydroxyisoflavone — Orobol — Ci r ,H, 0 O u (Norsantal) [5a -11]. F. 270-5°. Aiguilles jaune pâle. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES PLEURS ET DES FRUITS. 215 FeCI ;! : vert puis brun pourpre ; H 2 SO, : jaune vert devenant rouge sang par NO s H cône. ; NO s H : brun rouge devenant jaune. Fusion alcaline : phloroglucinol, ac. a-honioprotocatéchique. Hétérosiof. : OHOROSfDE F. 220-1" ; glucoside. Hydrolyse : orobol, glucose. Dans Orobus tuberosus et dans le bois de Santal ( Plerocarpus santa- linus ). .T, V-trihydroxy, 7-méthoxyisoflavone — Santal — [11]. Dans le bois de Santal avec le précédent. ~>. i ■ S’-trihydroxy, 8-méthylisoflavone — 8-Méthylisogénistéine (8-Mè- thylisogénistéol) — C, 6 H, 2 0 5 [10]. F. 255° : 301-2°. Aiguilles jaunâtres. Hétérosiok : MÉTHYLISOGÉNISTINE (Méthylisogénistoside) F. 255“ ; glucoside. Dans le Soja. 5, 7, V-trihydroxy, 8-méthylisoflavone 8-Méthylgénistéine < 8-Mé- thylgénistéol) — Ci U H 12 0.-, [10]. F. 298”. Aiguilles jaune pâle. «& Dér. triacétylé, F. 184". Soja hispida. 5, 7, V-trihydroxy, 6-méthoxyisoflavonc — Tectorigénine ( Tectorigé- nol ) — C 16 H 12 0 6 [10-13a]. F. 227°. Feuillets jaune pâle. FeCl 3 : vert bleu. Fusion alcaline : ac. formique, ac. p.hydroxyphénylacétique, irétol. Dér. triacétylé, F. 187° ; tribenzoylé, F. 238°. Hétéroside : TECTORIDINE (Tectoridoside) C 22 H 22 O n ou SHÊKA- NINE, F. 257° ; 7-glucoside [8]. Hydrolyse': tectorigénine, glucose. Dans les rhizomes de Balamcanda chinensis et Iris tectornm. Dans Pardanthus chinensis. 5, 6, 7, 3’, V, ô’-hexahydroxyisoflavonc — Irigénine II ( lrigénol II) — C 1B H 10 O 8 [2]. F. 331°. Aiguilles jaune pâle + 1 OH 2 (AcOH aq.). A peine sol. eau, alcool, ac. acétique, benzène et acétate d’éthyle. FeCl 3 : vert olive. Dér. hexaacétylé, F. 237-8°. 5 7, 3’-trihydroxy, 6, V, ô’-triméthoxyisoflavone — Irigénine I (.Irigé- nol /) — C l8 'H 16 0 8 [2]. F. 185°. Aiguilles jaune pâle ou plaquettes. Source : MNHN, Paris 216 CH. SANNI& ET H. SAUVA1N. Sol. acétate d’éthyle, alcool el chloroforme chauds, à peine sol. eau, insol. éther et ligroïne. FeCljj : rouge violet. Lessive alcaline : ac. formique, irétol, ac. indique. Dér. dâaeétylé, F. 169" ; triacétylé, F. 127-8". Hétéroside : I RI DINE ('Iridoside) F. 208" ; 7-glucoside "12’. Dans les rhizomes d'iris florentina, germanica et pâli i fl a. 5, 7-dihydroxy, 4’-méthoxyisoflavone — Biochanine A (Biochanol A) - - Ci 6 H 12 0 3 [3-14]. F. 212°. Courts bâtonnets courbes jaune pâle. Sol. acétone et alcool, moins sol. chloroforme, acétate d’éthyle et éther, insol. éther de pétrole. FeCl s : violet ; alcalis dilués : color. jaune ; H 2 S0 4 : jaune aussi ; N0 3 H conc. : solutions rouges. Dér. acétylé, F. 190°. Déméthylée, donne la génistéine. Hydrolyse : deux cétones cristallisées, dont la plus soluble est la Bio- chanétine A et la moins soluble est la phloroacétophénone. La constitution de la Biochanétine A n’est pas encore élucidée. La Biochianine A est la seule isoflavone non glucidique extraite d’une plante. Dans les germes la graine de Chanet. Source : MNHN, Paris ISOFLAVONES DONT LA FORMULE N’EST PAS EXACTEMENT ÉTABLIE. Isoshehkangénine, 2, V, ii (ou 7)-trihudroxu ô (ou C 16 H I2 O 0 [6]. 7 )-m éthoxy is ofia voue F. 288°. Par alcalis à 10 p. 100 : 3, 5-dihydroxyanisol + ac. p.hvdroxypliényl- acétique. l)ér. triacétylé, F. 185" ; dér. diméthylé, F. 157". Hétérosidf. : ISOSHEHKANINE (Fsoshekanoside), F. 253“ ; glucoside. Dans l’Iris watti. Belamccmgénol ; Pentahydroxifméthoxijisoflavone [16]. F. 227°. Dér. acétylé : F. 184-5°. Hétéroside : BELAMCAXDOSIDE, F. 300". glucoside. Dans Belamcamda chinensis. Isoosajine : contient 1 OH [18- 18a]. Osaiine : dérivé complexe de la 5, 4-dihvdroxvisoflavone C...-,H.> 4 Or, [18-18a]. F. 189°. Cristaux jaune citron. Sol. chloroforme, éther, acétone, pyridine, assez sol. benzène et tétra¬ chlorure de carbone chaud, insol. eau. FeCl 3 : vert foncé puis violet par l’ammoniaque. Fruit de Maclura pomifera Raf. (osage-orange). Pomiférine : dérivé complexe de la 5, 3’, 4’-trihydroXyisofiavone C 25 H 24 0 6 [18-18a]. F. 200-5°. Cristaux jaunes. Dér. triacétylé, F. 154°. Fruit de Madura pomifera Raf. (Osage Orange). Cyanomaclurine : Dérivé isoflavonique complexe, C ls H 12 0(j [18-18a]. F. 290°. Prismes. Sol. alcool, ac. acétique, acétate d’éthyle, à peine sol. eau. En solution alcaline chauffée, donne une couleur bleue caractéristique. Fusion alcaline : phloroglucinol, ac. (3-résorcylique. Dér. tétraacétylé, F. 136-8" ; tétrabenzoylé, F. 171-3°. Artocarpus integrifolia. Source : MNHN, Paris Biochanine B : Probablement une isoflavone, 1 seul groune OCH, [14]. “ F. 205 ". Prismes incolores. Sol. chloroforme, éther, insol. éther de pétrole. (îraines de Chanu en germination plans les germes). Biochanine C : Structure non fixée, C 1IÎ H, S 0 4 N ;1 [14). F. 310“. Gros prismes incolores. Sol. eau, peu sol. alcool dilué et acétone, insol. alcool absolu, éther et éther de pétrole. Dans les germes des graines de Chanu. 1. Appel (H ) et iRobinson (11.). — J. Chem. Soc., 1935, 752. 2. Baker (W.). — J. Chem. Soc., 1928, 1022, 1025. 2a. Baker (\V.) et Robinson (R.). — J. Chem. Soc., 1929, 152. 2b. Baker (W.), Robinson (R.) et Simpson (N. M.). — J. Chem. Soc., 1937, 805. 3. Bose (J. L.) et Siddiqui (S.). J. Sci. and Ind. Research (India), 9, 25-0 (1950). 4. Chakravarti (D.) et Bhah (C.). — J. Indiun Chem. Soc., 22, 301-4 (1945). 5. Charaux (C.) et Rabaté (J.). — J. Pharm. Chim., 22, 32-3 (1935). 5a. — — Bull. Soc. Chim. biol., 21, 1330 (1939). 6. Chi (J. J.), Hsu (S. T.), Hu (M.) et Wang (S.). — J. Chinese Chem. Soc., 15, 26-30 (1947). 7. Mahal (H. S.), 'Rai (H. S.) et Vknkataraman (K ). ./. Chem. Soc., 193b, 1770. 8. Mannich (C.), Siiumann (P.) et Lin (W. H.). Arch. Pharm.; 275, 317-28 (1937). 9. Mitter (P. C.) et Saha (S. K.). — J. ludion Chem. Soc., 11, 257-64 (1934). 10. Okano (K.) et Beppu (I.). - J. Agric. Chem. Soc. Japan, 15, 645-52 (1939). 11. Robertson (A.), Suckling (C. W.) et Wheli.ey (W. B.). — J. Chem. Soc., 1949, 1571-8. 12. Shinoda (J.) et Sato (S.). — J. Pharm. Soc. Japan, 52, 821-2 (1932). 13. Shriner (R.L.) et Hull (L. J.). — J. Org. Chem., 10, 288-91 (1945). 13a. Shriner (R. L.), Matson (E. J.) et Damshioder (R. E.). — J. Am. Chem. Soc., 61, 2322 (1939). 14. Siddiqui (S.). — J. Sci Ind. Research India, b, 68-70 (1945). 15. Walz (E.). — Ann., b89, 118 (1931). 16. Wang (S.) et Hu = +46° (acétone et eau). Dans le cœur du bois du Douglas-Fir. 5, 7, 3’, V, 5’-pentahydroxyflavanonol — Ampéloptine i (N.) et Ghosh (R.). ./. Indian Chem. Soc., 25, 329-32 (1948). 5. Charaux (C.) et Rabatk (J.). C. R. Acad. Sci., 200, 1689-91 (1935). 5a. — Unit. Soc. Chim. biol., 13, 588-97 et 814-20 (1931). 6. Ehdtman (H.). — Svensk. Kcm. Tidskr., 56, 8 (1944) 7. Fujise (S.) et Kubota (T.). - lier., 67, 1905-8 (1934). 8. Fujise (S.) et Nishi (T.). ./. Chem. Soc. Japon, 55, 1020-3 (1934). 9. C.eissman ( I . A.). -■ ./. Am. Chem. Soc., 62, 3258 (1940). 10. Geissman (T. A.) et Heaton (C. I).). - ./. ,4m. Chem. Soc., 65, 677-83 (1943). 10a. Geissman (T. A.) et Heaton (C. D.). - ./. .4/n. Chem. Soc., 66. 486-8 (1944). 11. Hadley (YV. J.) et Gisvold (O.). — J . Am. Pharm. Assoc., 33, 275 (1944). 12. Hattori (S.). — J. Pharm Soc. Japon, 48, 561 (1928). 13. Hattori (S.), Hasegawa (M.) et Kanao (M.). — Acta Phutochim. Japon, 15, 199-200 (1949) ; J. Chem. Soc. Japon, 65, 744-7 (1944). 14. Ichikawa (N.) et Yamashita (T.). — J. Chem. Soc. Japan, 62, 1006-10 (1941). 15. Kimura (Y.) et Hoshi (M.). — Proc. lmp. Acad. Tokyo, 12, 285 (1936). 15a. Kolle (F.) et Gloppe (K. E.). — Pharm. Zentralhalle, 77, 421 (1936). 16. Kubota (T.). — J. Chem. Soc. Japon, 59, 1053 (1938) ; 60, 604-6 (1939). 17. Kuroda (C.). — Proc. Imp. Acad. Tokyo, 5, 32 et 82-85 (1929). 18. Lal (J. B.). — J . Chem. Soc., 1937, 1563. 19. Lal (J. B.) et Dutt (S.). — J. Indian Chem. Soc., 12, 262-7 (1935). 20. Mager (A.). — Z. physiol. Chem., 274, 109-15 (1942). 21. Masquelier (J.) et Blanquet (P.). - Bail. Soc. Chim., 19i8, 1172-5. 22. Mayer (F.). — The chemistry of natural coloring matters. Ain. Chem. Soc. Monograph n" 89, traduit par A. H. Cook. New-York. 1943, p. 161-212, Reinhold Pub. Corp., edit. 23. Ohira (T.). — J. Agr. Chem. Soc. Japan, 9, 448-52 (1933). 24. Oyamada (T.). — J. Chem. Soc. Japan, 55, 755-62 (1934). 25. Patnayak (K. C ), Rangaswami (S.) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 16, 10-15 (1942). 26. Peteri (E.). — J. Chem. Soc., 1939, 1635. 27. Pew (J. L ). — J. Am. Chem. Soc., 71, 3031 (1948). 28- Rangaswami (S.), Seshadri (T. R.) et Veeraraghaviah (J.). — Proc. In¬ dian Acad. Sci., 9, 328-32 (1939). 29. iRao (P. S ) et Seshadri (T. R.). — Proc. Indian Acad. Sci., 14, 29-34 (1941) ; J. Sci. Ind. Research, 8, 178-9 (1949). 30. Russell (A.) et Todd (J.). — J. Chem. Soc., 1937, 421. 31. Seka (R.) et Prosche (G.). — Monatsh., 69, 284 (1936). 32. Shinoda (J.) et Sato (S.). — J. Pharm. Soc. Japan, 51, 576-82 (1931). 33. Shinoda (J.) et Ueeder (S.). — Ber., 67, 434-40 (1934). 34. Sosa (A.) et Sannié (C.). — C. R. Acad. Sci., 223, 45 (1946). 35. Tayeau (F.) et Masquelier (J.). — C. R. Acad. Sci., 227, 602-4 (1948). 36. Uo (H.), Fukushima (B.) et Kondo (T.). - J. Agr. Chem. Soc. Japon, 19, 467-77 (1943). 37. Yamamoto (R.) et Oshima (Y.). — J. Agr. Chem. Soc. Japan, 7, 312-9 (1931). 38. Zemplen (G.), Bognar (R.) et Szekely (I.). — Ber., 76, 386-90 (1943). 39. Zemplen (G.), Tettamanti (A. K.) et Farago (S.). — Ber., 71, 2511-20 (1938). Mémoires du Muséum. Botanique, t. II. Source : MNHN, Paris ANTHOCYANNES. Apigénidine (chlorure) ( Apigénidol) ou Gesnéridine. Chlorure de 5-7-V-trihydroxy-phényl-2-phénopyrylium. Cl Fines aiguilles. Très sol. alcools méthylique et éthylique, modérément sol. eau. Solutions rouges + XaüH : rouge carmin bleuté ; FeCl ;î : brun jaunâtre intense. Hétérosides. GESNÉR1NE (üesnéroside), 5-monoglucoside [37]. Dans les fleurs rouge orange de Gesnera fulyens. ' Glucoside de la «flor de nvanita » ou MACPALXOCHITL [30]. Trois molécules de glucose pour chaque molécule d’anthocvanol + 3 mol. d’acide gatlique. Dans les bourgeons du « Macpalxochitl ». Carajurine (Chlorure) ( Cnrajurol) ou Carajuridine [6a]. Chlorure de 6, 7-dihydroxy 5, V-dimélhoxyphényl-2-phénopyrylium. Fonce à 120" et fuse partiellement à 196". Plaquettes oranges. Fusion alcaline : ac. p.hydroxybenzoïque. Ebullition avec KOH conc. : p.méthoxyacétophénone. Existerait peut-être dans la plante avec le noyau A sous forme quino- nique. Dans le rouge de Chica, pigment des feuilles de Bignonia Chien. Pélargonidine (chlorure) ( Pélyrgonidol ). Chlorure de 3-5-7-i’-télrahydroxy-phényl-2-phénopyrylium. O F. 350". Feuillets (MeOH.Et 2 0), aiguilles (MeOH-HCl). Sol. alcools méthylique et éthylique, peu sol. eau avec solution rouge ; après addition de soude, la solution devient bleue. FeClj, : rien ; réduit à chaud la liqueur de Fehling. Source : MNHN, Paris l.ES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 227 Hétérosides. PÉLARGONINE (Pélargonoside), 3,5-diglucoside [18a - 18e - 18f -19 - 19a - 49 - 49a]. ; Synonymes : Monardine (monardonoside), Salvinine (salvinoside)]. F. anhyd. 180“ (déc.). Fines aiguilles rouges + 4 OH 2 . Sol. eau en donnant une solution rouge orange devenant violette, à peine sol. alcool méthyliquc avec coloration rouge et fluorescence verte. Molybdate d’ammonium : rien. Fleur* du Pélargonium écarlate, île Monarda didymu, de Salvia splen- dens et coccinea, dans les fleurs rouges de Pharbitis Nil Chois. MECOPÊLARGONlDlNE (Mecopélargonoside), diglucoside [35-43], Dans les fleurs et les graines de Papaver Rhoeas. PUNICINE (Punicoside), diglucoside [18ej. Fleurs de Punica Granatum. PIGMENT DE SYMPHYTVM OFFICINALE, diglucoside. CALLISTÉPHINE (Callistéplioside), 3-gkicoside ,501. Fines aiguilles rouge orangé. Sol. eau en donnant une solution jaune rougeâtre qui diluée devient violacée, puis incolore. Dans Callistephus chinensis Xees (Aster rouge). PIGMENT DU DROSERA, pcntoseglucoside [57]. Dans Drosera rotundifolia L. FRAGARINE (Fragaroside), galactoside [45]. Dans Fragaria vesca (fraise sauvage). PIGMENT DES FRAISES, 3-glucoside. Dans Fragaria chilôensis Duch., var. Ananas sa, Barley. PIGMENT DE LA FLEUR JAUNE D’ANTIRRHINUM MAJUS, pigment rouge, 3-pentoseglucoside. Cycmidine (chlorure) ( Cyanidol). Chlorure de 3-5-7-3’-4’-pentahydroxy-phényl-2-phénopyrylium. Cl Aiguilles brun chocolat ou prismes (EtOH-HQl). Très peu sol. HCl dilué, sol. alcools méthylique et éthylique, picrate sol. eau. Source : MNHN, Paris 228 c:il. SAXXlfi HT H. SAUVAIX. Solutions rouge violet, puis violet et bleu par addition de NaüH. Réduit à froid la liqueur de Fehling. Chaulfé dans l’eau, se décolore ; FeCl., : bleu intense ; molybdate d’ammonium, test positif. Hètf.rosides. CYANIME (Cyanoside), 3-5 diglucoside [41-51-54J. F. 203-5° (déc.). Prismes brun violet avec éclat de bronze. Dans les fleurs du Dahlia, du Bleuet, de la Rose rouge, d’.4/iemone hepatica, de Corydalis cava. MECOCYAMINE' (Mécocyanoskle), 3-genlioboside ; 37a-41a]. Aiguilles rouge foncé avec reflets verts. Très sol. eau, à peine alcool éthylique, insol. acétone. Fleurs de Papaver Rhoeas rouge foncé. CHRYSANTHÉMINE (Chrysanthémoside) 3-monoglucoside [14-15-23- 23c - 28 - 38 - 43 - 49b - 50 - 59]. 'Synonymes : Astérine (astéroside), Sambucine (sambucoside), Kuro- mamine (kurommamoside)]. Prismes rouge bronze + 11/2 OH 2 . Sol. HCl dilué, alcool. La solution alcoolique donne une couleur bleu pur avec FeCl ;t , qui vire au violet par CO a Na 2 . Dans les fleurs de Chrysanthemum indicum L., d 'Aster sinensis, le Maïs à cosse pourpre, le Kuromame (Soja Glycine Banth), les feuilles d’automne d’Acer circumlobatum et ornatum, variété Matsumura, les fleurs de Ly coris radiât a, les fruits de Sambucus nigra', du Mûrier. KERACYANINE (Kéracyanoside), 3-rhamnogIucoside [37a - 561. Dans les cerises noires. PRUNICYANINE (Prunicyanoskle), 3-irhamnoglucoside [56b,]. Peau des fruits de Prunus spinosa. IDŒINE (Idœoside), 3-galactoside [11-41-52]. F. 210° (déc.). Prismes rouge brun à reflets verts. Sol. eau, solution brun rouge foncé qui, diluée, devient rouge orangé. Par NaOH r'bleu —>- vert —>- jaune ; par C0 3 Na 2 : solution violette ; FeCl 3 : coloration bleue, puis violette par dilution. Dans la pomme Winnesap et Grimes Golden, dans l’Airelle. HIBISCINE (Hibiscoside), 3-monopentoside [60]. Primes rouges solubles dans l’eau. Dans Hibiscus Sabdariffa L. ANTIRRHININE (Antirrhinoside), 3-rhamnoglucoside [27]. Dans Ribes sanguineum (groseilles rouges), Antirrhinum majus. COLORANT DU SHISO, diglucoside combiné à l’acide p.coumarique [23b]. Feuilles de Shiso (Perilla ocymoides, v. crispa Banth); COLORANT DE CRIOLLO CACAO, glucoside [12-20]. Source : MNHN, Paris LES COULEURS DES FLEURS ET DES FRUITS. 229 PIGMENT DE L’OLIVE, rhamnoglucoside. Fruit mûr à’Olea Europaea. PIGMENT DU RIZ POURPRE, monoglucoside [15d]. Dans Oriza nativa, var. atropurpurea. PIGMENT ROUGE DES FLEURS DE GOSSYPIUM [47]. PIGMENT DES FLEURS « rouge vineux » et « chesnut red » d’HELIAN- THUS ANNUUS [41]. Dérivé de l'ester méthylique en 7 de la Cyanidine. RUBRORASSINE (Rubrobrassicoside) ou ô-méthyl>-sinapgl-cyanidine i8a - 48]. Diholoside combiné à l'acide sinapique. Feuilles du Chou rouge. Delphinidine (chlorure) ( Delphinidol ). Chlorure de 3-5-7-3’-t’-5’~hexahydroxg-phényl-2-phénopgrylium. Cl s/V- ^OH F. 350”. Cristaux rouge brunâtre foncé avec éclat vert. Sol. alcools méthylique et éthylique, acétate d’éthyle, facilement sol. HCl et H 2 S0 4 dilués avec solution rouge bleuâtre. Par NaOH, violet puis bleu. Réduit liqueur de Fehling à froid. Forme des hydrates à 1,2 et 4 OH 3 . Molvbdate d’ammonium : test positif ; FeCl : , : bleu intense stable en solution alcoolique. Hétérosides. DELPHINE (Delphoside), 3-5 diglucoside de Delphinidine [53]. Dans Salvia patens, Salvia pratensis, Musc.ari racemosum. DELPHININE (Delphinoside) (chlorure), 3-5 diglucoside contenant 2 mol. d’ac. oxybenzoïque [22a-36]. F. 202-3° (déc.). Cristaux en feuilles avec reflets de bronze. Insol. dans la plupart des solvants organiques. Réduit liqueur de Fehling à chaud. FeCl 3 : coloration violet bleu. Fleurs de Delphinium Consolida. Source : MNHN, Paris 230 [:il. S AN NI K BT H. SAl’VAIN. VIOLANINE (Violanoside) (chlorure), rhanmoglucoside contenant en outre 1 mol. d’ac. p.oxybenzoïque [17-55]. Tablettes bleu-violet avec reflets métalliques verts. Sol. alcalis et carbonates alcooliques, en donnant des solutions bleues. FeCl 3 aie. : color. bleue. Fleurs de Viola tricolor. GENTIANINE (Gentianosidc), monoglucoside contenant de l’ac. p.oxycin- namique [18b]. Fleurs de Gentianu acanlis ou utdgaris. VICIXE (Vicioside), mélange fie monoglucoside et de monorhaninoside [18c]. Fleurs et graines de Viscia L. (vesce écarlate). PERILLAXIXE (Perillanosidc), monoglucoside contenant de l’ae. proto- catéchique [21]. Dans Perilla ocymoïdes. MAURITIXIXE (Mauritinoside), diglucoside de la Mauritidine méthylée, dé¬ rivée de la delphinidine [34 j. Ecorce de la Canne à sucre (Purple mauritiiis). MATIÈRE COLORAXTE DE L’AUBERGINE, diglucoside + ac. p.coumari- que [23a -23d]. Aiguilles pourpres. Dans Solanum Melongena (var. esculentum, Ness). MATIÈRE COLORANTE DE LA JACINTHE BLEUE, diglucoside [15-15a]. Dans les fleurs bleu foncé de la Jacinthe bleue. MATIÈRE COLORANTE D’AWOBANA, 3-5 diglucoside avec de l’ac. p.cou- marique [22 - 22a]. HIBISCINE, matière colorante (l'Hibiscus Sabdariffa f 61 ]. Chlorure : F. 128”. Chlorure de delphinidine + glucose + pentose. Pœonidine (chlorure) ( Pæonidol ). Chlorure de 3-5-7-4’-tétrahydroxy 3’-méthoxyphényl 2-phénopyrylium. CI O OCH 3 F. 165-7° (déc.). Longues aiguilles rouge brunâtre. Sol. eau, HCl et H 2 S0 4 dilués, facilement sol. alcools méthylique et éthylique. Réduit à chaud la liqueur de Fehling. Se décolore dans l’eau par chauffage ; après addition de soude, la cou- Source : MNHN, Paris FLEURS ET UES FRUITS. J.ES COULEURS DES I lirur passe- au violet puis au bleu ; molybdate d’aniinonium : test négatif ; FeCL : réaction faible. Hétrrosides. PŒOXIXE (Paeonoside), 3-5 diglucoside >54a\ F. 165-7“ (déc.). Chlorure en aiguilles violet rougeâtre + OH... Fleurs de Paeonia rouge (pivoine). OXYCOCCICYANINE (Oxycoccicyanosidc), 3 nionoglucosidc [301. Baies d’Oxycoccûs macrocarpm. PIGMENT DE PHARBITIS XIL Clioisy, glucoside [191. Fleurs violet-rose de Phurbitis Nil Clioisy. PIGMENT DES BAIES DE NERPRUN 4 . Pigment violet foncé identique à la poeonine. Syringidine ou Malvidine (chlorure) (Malvidol ou Syringidoh. Chlorure de 3-5-1-A'-tètrnhydroxy 3'-5‘-dinièIhoxyphényl ‘2-phêrw- pyrylium. Cl O OCH, Prismes et aiguilles à facettes, rouges en lumière transmise, vertes en lumière réfléchie. Assez sol. eau, difficilement sol. HCl à 0,5 p. 100, aisément sol. alcool, peu sol. alcool méthylique. Solution rouge violet qui se décolore dans l’eau par chauffage ; par addition de soude, la couleur passe au bleu vert. FeCL, : négatif ; molybdate d’ammonium : négatif. Hétérosides. MALVINE (Malvoside), 3-5 diglucoside [ 18d - 53]. F. 164". Poudre rouge brun (chlorure) ou aiguilles rouge pourpre. Solution rouge pourpre dans alcool méthylique. Modérément sol. alcools éthylique et amylique, sol. en rouge orangé dans H 2 S0 4 conc. Fleurs de Mauve sauvage (Malvu urborcea ), de Primula viscosa et inte- grifolia. OENINE (Oenoside), 3-p-monoglucoside [9-18-56a]. Déc. 202°. Chlorure en cristaux viqlets en lumière transmise avec reflet métallique jaune. En masse, apparence de bronze. Source : MNHN, 232 CH. SAN'KIÉ ET H. SAUVA1N. Picrate en aiguilles rouges à reflets verts. Grappes de raisin rouge bleu (Vitis hypoglauca). CYCLAMINE (Cyclamoside), identique au précédent ou isomère [18]. Fleurs de Cyclamen persicum Mil). AMPÉLOPSIXE (Ampélopsosidc) [18-56c]. Probablement identique au précédent, ou mélange avec des glucosides de dclphinidinc. Baies d 'Ampélopsis quinqttefulia Michx (Vigne vierge) et d’A. hede- racea. Ces trois derniers glucosides seraient des mélanges de glucosides de delphinidinc ou de son éther monoéthylique. NÉGRÉTINE (Négrétoside) [8-8cJ. Chlorure de malvidine + glucose + méthylpentose. Donne par hydrolyse de l’acide p.hydroxycinnamique. Pommes de terre violettes. PIGMENT DE L’IRIS JAPONAIS [15c\ Monoglucoside de malvidine. Fleurs d’/ris japonica. ULIGINOSINE, monogalactoside [15b]. F. 143,5° (déc ). Aiguilles violet rougeâtre. Dans les baies de Vaccininm nligino.iiim. Hirsutidine (chlorure) ( Hirsutidol). Chlorure de 3-ô-V-trihydroxy 7-3’-;V-triméthoxyphényl 2-phéno- pyrylium. Cl OCHs Prismes rouges ou aiguilles. Assez sol. eau en donnant une coloration qui pâlit à l’ébullition ; la couleur réapparaît par les acides. Facilement sol. alcools méthy- lique et éthylique. La solution rouge violet + NaOH devient violette, puis bleu vert. La solution dans NaOH 0,1 N donne une coloration bleu pourpré puis bleu écarlate, puis vert émeraude. Hétéroside. HIRSUTINE (Hirsutoside), 3-5 diglucoside [18d]. F. 150-3° (déc.). Chlorure en aiguilles opaques (MeOH-HCl aq ). Par acétate Na : violet rougeâtre ; par FeCl 3 : coloration orange stable. Fleurs de Primula hirsute. Source : MNHN, Paris LES COl!|,KURS DES FLEURS ET DES FRUITS- 233 Péhuüdine (chlorure) (Pétunidol). Chlorure de 3-5-7-V-ô’-pentahydroxy 3’-méthoxijphènul 2-phéno- pyrylium. HO OCh 3 / [C-OH OH Tablettes oblongues à section rectangulaire. Se décompose dans l’eau par hydrolyse, puis se dissout (rapidement à chaud), forme de nombreux hydrates. Solution rouge bleuté + NaOH : violet puis bleu. FeCl s : réaction violette dans MeOH, bleue dans l’eau ; molybdate d’ammonium : test positif. Réduit la liqueur de Fehling. Hétéroside. PETUNINE (Pétunoside), diglucoside [50a,. F. 179° env. Plaques + 2 OH 2 , violettes en lumière transmise, avec re¬ flets bronzés en lumière réfléchie. Sol. alcool méthvlique. FeCljj (+ MeOH) : color. violette ; C0 3 Na 2 aqueux : sol. violette puis bleue au repos. Hydrolyse : chlorure de pétunidine + glucose. Fleurs de Pétunia hvbrid. hort. et dans Polygala amara. Pigments anthoeyemiques azotés [44]. BËTANIDINE (Bétanidoside), BOUGAINVILLÉIDINE (Bougainvilléoside) 1 -8b-31 - 33-37-37b]. 2 OH, 2 groupes acides, 2 atomes d’N. Le chlorure de bétanidine serait un produit de condensation d’un sel de flavylium isomère du chlorure de pélargonidine ou de cyani- dine, avec de l’ornithine. Dans Bêla vulgaris (betterave rouge), Celosia cristata, Atriplex hor- tense. Dans le Bougainvillea, on trouve à côté de la quercétine du chlorure de bougainvilléidine (2 parties) et le chlorure de son ester méthv- lique (1 partie). PIGMENT JAUNE DE P AP AVER ALPINUM ET NUDICAULE [32 -37 J. Contiendrait 3 OCH 3 . Par hydrolyse : taux de glucose intermédiaire entre le monoglucoside théorique .et le diglucoside théorique. ....... Présence de NH 2 et ac. p.oxybenzoïque. Par méthylation et oxydation (Mn0 4 K) : ac. anisiique. Source : MNHN, Paris 234 CH. SANNIÉ H. SAUVAIS'. Pigments imparfaitement connus. TUBÉRINE (Tubéroside) [8J. Monoglucoside de forinule lOH) (MeO) 1 approximative. Cl o' ÿ V # ^OH ^ '\^ ÜC s H„O s Dans les pommes de terre violettes. PIGMENT DE RUBUS CHAMAEMORUS 48a . PIGMENT DE LA CANNE A SUCRE BADILLA 29;. Dérive probablement de la Cyanidine, mais en diffère par son spectre d’absorption et sa réaction avec les acides (réaction genre phlo- baphène). PIGMENT DE LA FLEUR DE TABAC [58.. Anthocyanol non défini + monosacclvaride. Picrate insoluble. CAMÉR1NE (Caméroside) [24]. F. 195°. Soluble dans MeOH-HCl à 10 p. 100, d’où il cristallise. Dans les fleurs de Lantana Caviar a Linn. PIGMENT D’IPOMOEA ROXA [10,. Sol. eau, légèrement alcool éthylique, moins alcool méthvlique, insol. benzène, chloroforme et tétrachlorure de carbone. PIGMENT DE SORGHUM SACCHARATUM PERS [16]. Mélange d’anthocyanol et de leucoanthocyanol. Non glucosidique. PIGMENT DE CYNOMORIUM COCCINEUM [39]. Par Pb (OAc) 2 alcalin : précipité rouge violet ; réaction d’Erdmann : coloration rouge. PIGMENT DE L’ÉPINARD [3-26]. Anthocyanoside oxydé ? Dans les feuilles vertes. ANTHOCYANOSIDES DES ÉPIS D’ORGE VIOLETS ET NOIRS [7-25]. CHROMOGÈNE LEUCOANTHOCYANIQUE DE ARACHIS HYPOGAEA 46-47a]. Insol. dans CHC1 3 . HO fY^r_\-_^ 0H /OH OH CH Cysniriol Source : MNHN, Paris I.KS COULEURS DES FLEURS BT DES FRUITS. 235 PIGMENT DES ORANGES ITALIENNES (VAR. SANGUINE) [6], PIGMENT BLEU DE GLYCINE HISPIDA MAXIM \2]. PIGMENT ANTIIOC YANIQUE ROUGE DE LA CANNE A SUCRE « ANC H A » DE FORMOSE [29]. ANTHOCYANOSIDES DE RAPHANUS SATIVl’S ET AUTRES CRUCIFÈRES Acireale, lti, .1. Chem. Soc., 19 27, 1. Ainley (A. D.) et Robinson (R.). - J. Chem. Soc.. 1937. 446-9. 1. Albksandrov (V. G.) et Aleksandrova (O G.). Bull. Applied Botami Genetics Plant Breeding (USSR), n" '/, 3-47 (1935). 3. Baker (H. G.). — Nature, 150. 689 (1942). 4. Bielig (H. G.). Ber., 77, 748-61 (1944). а. Blanquet (P.) et Masquelieu (J.). Bull. Soc. Chim. biol, 31. 935-7 (1943). б. Carrante (V.). .4/i/j. Sla:. Sperim. Frullic 193-236 (1941). 6a. Chapman (F..), Perkin (A. G.) et Robinson (R.). 3015-41. 7. Chaze (J.). C. R. Acad. Sci., 190, 952-5 (1933). 8. Chmielewska (I.). Rocznicki Chem.. 15, 491-505 (1935). 8a. Rocznicki Chem.. 10. 384-7 (1936). 8b. Rocznicki Chem.. 10, 1-8 (1938). 8c. Bull. Soc. Chim.. 3, 1575-88 (1936). 9. Corn-fortii (.1. W.). -- ./. Proc. Roy. Soc. N. S. Wales, 72, 325-8 (1939). 10. Cousin (A. J. C ). — Rev. Quin. faim. (Rio de Janeiro), 1, 298-307 (1936). 11. Duncan (I. J.) et Dustman émulsine . épicatéchols 113, 118, 168 et si Epidemium macranthum . Epinard . Epis d’orge . ,, epistasie .. Equisetum arvense (digluco- side) . Equisetum arvense . Source : MNHN, Paris IÎT 11. SA U VAIN. maximum . 211 équisporol . 75, 211 équisporonosidc . 211 équisporosidc . 211 Eranthemum . 132 érianthine . 204 ériodictyne . 1 (>(> à 175 ériodictyol . .'. 11, 90, 164, 166-172. 221 ériodictyolrhamnoside . 221 Eriodictyon angustifolinm .... 221 — californicum .. . 221 glutinosum. 192, 221 Eriostemones . « Erytrophleum guineense. 12, 211 esculétine . 109, 170, 171 esculine . 140, 170, 171 Eucalyptus macrorhyncha... 199 — marginata . 121 — youmani . 199 Euphorbia longana . 198 Euphorbia thymifolia . 189 euxanthone . 115 Evonymus . 124 Fagopyrum esculentum .. 126, 131 Fagus sylvatica . 162 ferments oxydants.. 126 et suiv. ferriques (sels) . 50 Fève Tonka . 109 fisétine. 49, 51, 114, 197 fisétinidine . 122 flavanone . 48 flavone. 5, 48, 53, 187 flavonols . 48 flavylium (sels de). 14, 61 Flor de Manita. 226 fluorescence . 49, 62 formononétine . 94, 213 Forsythia . 124, 175, 176 Forsythiaflavonoloside . 199 Forsythia pendula .... 198 — suspensa . 199 Fougères . 8 Fragaria chiloensis . 227 — vesca . 227 fragarine . 43, 227 Fraises . 43, 227 Fraxinus . 109, 111 fukugétol . 209 furanoflavones . 97 furanoisoflavones . 96 Fuchsia . 140, 180 fusion alcaline . 29, 38, 49 fustine (fustoside) . 197 fusto-tannoside . 197 Pages G galactosidylquercétinc . 199 galangidine . 99 galangine. 87, 99, 179. 193 (ialeqa officinalis . 191 galutéoline . 191 Gurcinia ovalifolia . 209 spicala . 209 Gardénia tucida . 204 gardcninc . 204 gènes . 150 et suiv. Genistu tinctoria . 191 génistéine . 32. 74, 95, 213 génistine . 34, 213 genkwaninc . 88, 190 Gentiana . 147 Gentiana acaulis .. 230 — vulgaris . 230 Gentiane . 115 gentianine . 230 gentisine . 115 Géranium . 130, 146 Gesnera fulgens . 226 gesnéridinc . 226 gesnérine . 226 ginkgétine . 33, 208 ginkgo . 208 Gleditschia monusperma . 201 — triacanthos . 209 Gloxinia hybrida grandiflora 132 Glycina hispida ... 235 glycuronique (acide) . 29 Gtycyrrhiza glabra . 219 Golden Rod . 198 gossyfulvine . 210 gossvpétine 52, 62, 75, 76, 179, 202 gossypétone (réaction de la) 75 gossypine . 202 gossÿpitrinc . 34, 202 Gossypium herbaceum . . 201, 202, 228 hirsutum 198, 199, 202 — indicum . 201 — uppam . 202 gossypol . 176, 177 G-rape-fruit ... . 2k9 H Helianthus annuus . 199, 229 hématoxyline . 108, 110, 115 Hæmatoxylon Campechianum . 115, 203 Heracleum Spondylium . 174 lierbacétine . .... 52,62,75,76,88,179 ,201 herbacitrine . 34, 201 Source : MNHN, Paris \m.l-: ANAI.YTIQIK l)KS MAÏ'IIOKKS. Pages boprt rlilir (hrspclelol). il. :>i. 72. 74, ino. 17«. 178. . 181. 221 bespéridinc II. 33, 84, (17, . 93, 1(1(1-175. 181. ‘>'22 liibisi-élim- . 88. ‘204 bibisriue . 228. 33» 1111>is<- it ri ne . 204 Hibiscus ciiunubiiiiis . 203 csculcnlus . 202 mulubilis . 132. 147 Subduriffu . . 202, 204, 200. 228. 230 l'itifolium . 202 hirsiitidine 37. 50, (10, 80. 102. . 104. 139, 23? Iiirsutine . 12. 82. 23? homoériodielvol . _ 8(1, 00. 172. 178. '2'21 boinovilexiiie . 224 llurdcuin . 110 llurli-iiKianavoiiolosidé . I9ti Houblon (leuilles) .198 lltuitluyuiu eordutu .... 177. 198 llumitlus joponicus ........ 191 livuluronidase . 171 et suiv. Iludruuijeu lllinteiixiii) . . 144-145. 1 Imllolw chimique 27 et suiv.. hvdrowncclophénone . h\droxyïiséline . 1 h vdroxy fhivone.s 1 IlIjasciiuiuiis muliciis . 1 hvpéririnc . 02. 1 llyprricttnt rrisimm .^ pcrforatum 11, 17(1. 1 h y péri ne . Iiypérincgalnctoside . 1 hvpsoehronie (elle!) . Ht/SSOpllS . 1 icariine . icaritine . idaeine .. incarnalrine ■ • ■ • indigo . Indigofern crée lu insectes . I point >ea Leerli ■ Ho.ru iridine . irigénine I . Iris florentina ■ — qermunicu jnponica . ■ ■ . 201 . 201 14. 43, 228 . 199 '. 190 . 8 . 147 . 234 .. 34, 215 . 215 . 215 . 215 . 120. 215 240 Pages pallida . 215 lectorum . 215 — molli . 217 isoasébotine . 93 isocarthaniidine . 221 isorurthumoside . 221 isoderritol . 90-97 isogenistéine . 214 isogénistine . 214 isokaempféride . 197 isoosajinc . 217 isoquercitrine . 198 isorliamnétine . 99. 181, 200 isorhodéoglueose . 41 isorhodéose . 41 isosacranêcine . 224 isosakuranétine.. 32, 34, 90, 2 20 isu.sakuranétol gauche. 220 isosalipurposide . 93, 219 isoslielik c angénine .. . 217 isoshehkanine . 217 i/alpinine . 88. 195 I ■laeinthe bleue . 230 kaentpleride . 32. 197 kaempférine . 190 kaeinpféritrine . 34. 190 kaempféritroside . 48 kaempférol 32, 51, 02. 88. . 119. 154. 179. 181. 79.5 kanujine . 202 Kaoliang . 109 karanjine . . 32. 97-98 karanjique (acide) . 98 karanjol . 98 Kutsuru . 224 katsuranine . 224 kéraevanine . 14, 43. 228 Kijitsu . 219 kiknkumétol . 220 Kuronianie . 228 L Lainium purpureum . Lantana (.amorti . Utrrea divurietdo . I.athurus odorutus . 139. 151. 152. leptosidine . leptosine . Lespedezo ryrh.br, tryo. lespidine . 0 234 210 155-158 110-112 110-112 190. 221 ... 190 Source : MNHN, Paris Pages leucoanthocvanosides . 34. 58, 69 a 71, 120 et suiv., . 130, 131, 158, 163 lignincs .. 114 Lilas . 131 Lilinm candidtnn . 130, 200 Linaria genistifolia . 191 — vulgaris... 189, 190, 192 linarinc . 189 Linum usitatissimum . 147 liquiritigénine . 219 liquiritine . 34, 219 Lonicera japonica . 191 lotoflavine . 191 lotoflavonol . 33 Lotus arabicus . 191 lotusine . 34, 191 lutéine . 33 lutéoline 50, 86, 119, 125, . 155, 168, 177, 190 luteoline (monoarabinoside).. 191 — galactoside . 191 Lycopersicum esculentum .... 5 Lycoris radiata . 228 M Maclura pomifera . 217 Macpalxochill . 226 Magnolia Kobus . 199 Mahonia . 66 Maïs . 198, 228 malonique (acide) .... 35, 36, 43 Malus pumila . 162 Malva arboraea . 231 malvidine (svringidine) 43, 60, 77 à 80, 102, 103, 138, . 139, 156, 231 malvine . 14, 39 à 42, 61, 77, 80, 82, 155, 231 malvone . 42, 43 Mandarine . 200 Marron d’Inde . 198 Matteucia orientalis . 222 matteucinol. 31,'51, 86, 222 mauritinine . 230 mécocyanine . 14, 43, 58, 77, 79, 104, 141, 143, 228 mécqpélargonidine . 227 mélanines . 2 Melia Azadirachta florida... . 210 Melicopc temata . 204, 210 Melilot . 111 Melilotus . 196 méjiternatine . 209 méiiternine . 204 Melittis . 111 Menlhacrispa . 191 Meratiu praecox ératim mcthylgenistéinc . 95, 8-inéthvlisogénistéinc . métliylisogénistine . niéthoxybntol . niéthoxytriniéthylbutol . Mirabilis Jalapa . Mnnarda didyma . 43, monardéinc . monardine . monogalactosides . monoglucosides . morine . 62. 63. 168, 175. 177, 181, morine (diméthyléther) . morinidino . 99. 123. Munis tinctoria . nuiltiflorine. 33, 34, Mûres . Mûrier . 9, 198, 228 Muscari racemosiun . 229 Myosotis sylvatica . 146 Myrica Gale . 203 N agi . 203 nibra . 203 mvrieétine . 48, 49, 99, 114, 119. 175, 177, 179, 203 myricitninc 203 N naphtoflavone '. 180 naphtohvdroquinones . 105 naringénine . 32, 51, 62, 89-90, 172, 175, 219 naringine (naringoside) 33, 34. 48, 67, 93. 168, 173, 178, 219 négrétine . 41, 232 néohespéridine . 222 néolinaroside . 192 Nerprun . 231 nimbicétinc . 210 nimbostérine . 210 nob'létinc . 192 norkanujine . 202 Nor.santal .. 214 Xothofagus Dombeyi . 223 oenine . 19, 20, 21, 39, 43, 77, 80, 103, 140, 141, 231 Olea enropaea . 229 Olive . 229 ononine . 93, 213 Ononis spinosa . 213 oranges . 13, 204, 235 Source : MNHN, Paris TAHU-; AXAl.YTIQt’K DES MATIERES. Pages Orchis . 111, 180 Orge . 234 orobol . 214 orobosidc . 215 Orobiis luberosus . 215 oroxyline . 189 Oroxylum indicum 187, 188, 189 Oryza sûtiva . 161, 229 Osaje-Orange . 217 osajinc . 33, 217 Oxatis ce rima . 209 oxonium (sels d’). 14, 44, 45, 57, 58, 59, 66, 133, 163 oxyapiine métlvyléther. 191 oxycoccicyanine . 43, 231 Oxycoccos macrocarpiis .... 231 oxydases . 153, 164 Paeonia ulbiflora.. 132, 162, 195 paeonidine 36, 37, 39, 43, 57 à 60, 77 à 79, 99, 102, 138, . 139, 156 230 paconinc . 14, 21, 41, 43, 77, 79, 82, 231 Papaver ulpinum . 137, 233 imtlicaule . 233 Rhoeas, 129, 143, 227, 228 Papillons . 2, 8 Paprika . 166 Pardanthus chinensis . 215 partage (méthode de). 17 patuletine . . . 88, 202 pectolinarigénine . 192 pectolinarine . 192 pélargonidine 7, 8, 36, 37, 38, 43, 57 à 62, 77 à 79, 99, 101 à 103, 105, 119, 138 à . 143, 152 à 158, 178, 226 pélargonine. . 43, 77, 79, 82, 227 Pélargonium écarlate . .....*. 43,60,66,138,227 Pellogyne porphyrocardia. .. 122 peltogynol . 122, 124 pcntosc-gjlucosides . 43 Perilla nankinensis . 161, 162 ocymoides 43, 162, 228, 230 périllanine . 43, 230 peroxydases . 164, 168 Persica vulgaris . 222 Persicaria hydropiper . 200 persicarine . 200 persicoside . 222 Persil . 189 Pétunia . 233 Pages pétunidine 37, 38, 58, 59, 76, 78. 80, 102, 139, 144, 155, . 156, 2 33 pétuninc . 14, 233 |>H . 141-143, 155 Pharbitis Nil . 157, 227, 231 Phuseoûis . 174 P hase oins mnttifloriis . 151 vulgaris . 199 phlobaphènc . 114, 234 phlcbatanins . 108 phloracétophénone (rhamno- glucosidc) .•. 28 phlorétine- 89, 110, 112, 170 phlorizine 28, 89, 93, 110, 112, 170 Phlox . 138 Phlo.v Drummondi . 154 phloroglucinol . 38, 39 phloroglucinol d.glucoside... 28 phlorozide . 28 phosphatases . 178 photosynthèse. 132 et sniv. picrocfocinc . 180 pigments animaux. 2 anthraquinoni<|(ucs. 3 caroténoïdes . 2 jaunes de Tswctt.. . 69, 70, 71 porphyriques . 2 puriques . 2 tétrapyrroliques .. ■ 3 xanthoniques . 3 pinobanksine ... 223 pinocembrine ... 188 pinostrobinc . 188 Piims banksiana . 223 Cembra . 188 - Slrobus . 187, 188, 219 — Toringo . 187 Pislacia Lentiscus . 114, 203 Pivoine . 43, 198 polarographique (analyse)... 73 Polygah amara . 233 Pulggonum aviculare .... 196, 199 ’ 1— Hydropiper . 200 Polystictus sanguineus.... 8, 209 pomiférine . 33 pomme Grimes Golden. 228 — Winncsap . 228 — de terre, 38, 41, 232, 234 poncirine . 224 Pondras trifoliata . 224 Pongamia glabra . 202 ponkanétine . 222 pratol . 88, 188 Primevère . 43 priméïine. 49, 87, 88, 188 Source : MNHN, Paris primcvérosidc . Primula denticulata . — florindae . — hirsula . — imperialis . — integrifolia . modesiu . — sineitsis.... 152, Primula vertieillata . — vise osa . primulétine.. protocatéchique (acide)... prunétine .. 32, prunitrine . prunicyanine . Prunus aoium . emarginata . Puddum . — serotina . — serrulata . — spinosa . — yeddoensis . prunusétine . Pseudaegle trifoliata . pseudobaptigénine . pseudobaptisine. Pterocarpus santalinus ... Pueraria hirsula . Pueraria (rhamnoside)... Punica Granatum . punicine . ... 190 . 5, 187 ... 187 139, 232 ... 187 ... 231 ... 188 153, 155 ... 187 ... 231 ... 187 43, 49 94, -nk 34, 2 U . .. 228 ... 214 ... 214 214, 220 199, 223 ... 220 196, 228 ... 220 ... 214 .... 220 94, 2 U ... 214 ... 215 ... 196 ... 196 Q Quehracho Colorado . 114, 197 quercétagétine.. 34, 48, 179, 201 quercetagitrine . .. 202 quercétine (quercétol) 11, 28, 29, 33, 52, 62, 67, 73, 75, 76, 99, 113, 119, 125, 141, 154, 158, 164, 167, 168, 171 . 172, 176 à 179, 181, 198 quercétine (4’méthyléther).. - 200 querciméritrine . 34, 119 quercitrine... 6, 28, 51, 67, 166, 167, 172, 173, 175 à 178, 198 quercitroside . 48, 168 quercituron . 199 Quercus pedunculaia . 134 — tinctoria . 198 quinoïde (structure).. 44, 56, 143 Raisins. 43, 129, 232 Raphanus sativus . 235 réactif de la evanidine 79 et suiv. — de la deîphinidine 79 çt suiv. réaction de Bargellini. .. . 71, 72 Blaschko . 76 Bose . 73 la gossvpétone. 75 Marini - Bcttolo .ct Ballio . 73 Perkin . 75 Quastel . 73 Shinoda . 71, 72 Sosa . 74 Tauber et Laufer 73. 75 de Wilson . 74 Reseila luleola . 177, 191 résistance capillaire. . 167 et suiv. résomorol . 195 résonance . 45 résorcine . 49 Regnonlria japonica. ... 198, rhamna/.ine . 88, 181, rhaninétine . 99 168, 172, 175, 176, 178, 181, rhamnitidine . rhamnocitrine . 88, rhamnodiastase . rliamnoflavonoside . rhamnoglucoside . 11, 33. Rhamnus catharticus 196, 197, - infectorius . tinctorius . utilis Rhododendron (glucoside).. . flaviim . — obtiisum .... Rhus Coriaria . — Cotinus . 197, 203, — glabra . — Metopium . — rhodanthema . 197, succedanea . 197, Ribes sanguineirm . 16, Ricin . Riz pourpre . robinétine . 49, 88, Robiniaflavanosidc . Robinia pseudacucia . . . 189, 196, 201, robinine . 33, 34, robinoside Rodosphoera rhodanthema... Rosa . Rosa Gallica rnbra . — multiflora ( Eijitsu )... . Rose . 66, roténone . Rouge de Cacao. — de Chica . rougissement automnal.. 198 203 223 Source : MNHN, Paris ANALYTUjrK DES MATIBKES. 253 Pages rubrobrassine . 43, 22!) Habits Chamaemonis . 234 fructicosus . C Nuta graueolens .... 174, 181, 199 rutine (rutoside) 11, 12, 13, 27, 28, 29, 33. 67', 7(i, 141, 168, 170 à 175, 177, 178, . 181, UH) rutinose . 11, 33 S sa bda rétine . 209 sabdaritrine . 209 Safran .. 180 Safran (glucoside) . 200 safranal . 180-181 sakuranétinc. 72, 90, 93, 220 sakuranine . 34, 181 salinigroflavonol . 210 salinigroflavonoside . 210 salipurposide . 93, 219 Salix ruesiu .. 190 — pnrpurea . 219 Salvia coccinea . 43, 227 - païens . 15, 141, 229 pralensis . 229 s plein) ens... 43, 153, 227 Samagoura . 208 Sambtiens .129 Sambucns c/madensis . 199 nigra . 174, 228 Santal . 215 Sapium sebiferum . 198 Saponaria officinalis . 224 Sarothamnus scoparius.. 177, 199 Sarrazin . 12, 174, 199 Sehwenkia americana . 208 schwenkiol . 208 schwcnkioside . 208 scoparoside . 173, 199 scorbut . 166 et suiv. Scrophuluriu nodosa . 191 Sculellaria altissima . 190 baïcalensis 29, 188, 190 eolumnae . 188 scutellaréine 190 scutellarine . 29. 190 Seigle . 119 séné . 196 Shiso . 15, 43, 228 Silene inflatu . 146 — rtipeslris . 146 sinapique (acide) . 43 Soja . 7. 215 Soja qlucine . 228 _ hispida . 213. 214, 215 Pages Solanum Melongena . 230 luberùsuin . 7. 174 Solidago . 198 Sophnra japonica 11, 196, 19, 214 sophorabioside . 213 sophoraflnvonoside . 13, 19H sophoricoside . 11, 13, 21 3 Sorghnm saccharatnm . 234 spiraeoside 199 Spirée .. 199 Spirodela oligorrhiza . 127 Slreplocarpus . 138, 139, 141. 151, 152, 153, 155-156 strobopininc . 31, 219 suc cellulaire . 5 sulfites . 60 Sumac . 198 Suiartzia niadagascariensis 13, 208 swartziaflavonosidc . 208 swartziol . 208 Sgmphituni officinale . 227 svri’ngidine (malvidine) 37, 39, ‘ 40, 42, 58, 59, 138, 155, 156, 231 svringique (acide).... 39, 40, 42 Tabac. 12, 174, 198, 234 Tagetes ereeta . 202 — palnla . 202, 203 takadiasta.se . 29 talifla\’onol . 211 taliflavonoloside . 211 Tamarix africana . 211 gallica . 211 Tambul .. 203 tambulétine . 203 tambuline . 10, 203 tangérétine . 88, 201. tanins. 108, 113, 117-118 tatoïne . 214 taxifoline . 51, 223 tectochrysine . 51, 188 tectoridine . 215 tectorigénine . 215 termones . 180 ternatine . 209 Thé (feuilles) . 198 Thé vert . 198 Theobroma Cacao . 224 Thespcsia populnea . 201 Thevetia nereifolia . 200 Thgpha angustata . 200 Tomate . 174, 199 toringine .• - 93. 187 tnxicai’ol . 96-97 transpiration . 160-161 Source : MNHN, Paris 234 .CH. S.VNNlf: liT II. SAl'VAIN. Pages Pages Trèfle blanc . tricine . Irifoliine . Trifolium iiicarnatui — pratense.. Trilivnm . Triticnm dicoccum ■ Tropaeolum . lubérine . Tulipa . 88 , 130, U minor . 196 Viola odorctu . 147 tricolor . 6, 43, '230 violaninc. 14. 43, 230 vitamine B: . 176 C. . 166 à 173 K . 173 P . 166 à 175 Vit ex litomlis . 224 vitexinc . 224 Vilis hypoglauca . 232 U le. c europaeiis . 209 ulexogenol . 209 uliginosinc . 232 ultra-violets (rayons). 32 umbelliférone . 109 U varia Gambir . 113 W wliaranginc,.. 210 Winnesap apple . 17 wogonidine . 99 wogonine. . . . 49, 52, 88, 99, 190 V X Vaccinium uliginosum . 232 vanillique (acide) . 39 Verbena . 143, 152-154, 158 Verge d’or . 198 Vesce écarlate . 230 vicine . 230 vicinine Victoria regia Vigne (feuilles) Vinca major .. 120 198 196 xanthones.. . . 108, 110, 114, 115 xantliorJmmnine 34, 200 Z Zantho.vulum acanthopodium . . 10, 203 Zen .•• 154 Zea Ma g s . 198 Zinnia elegans . 138, 189 Source : MNHN, Paris TABLE DES MATIÈRES. 4ff I. Généralité. — La pigmentation dans le règne végétal et le règne animal. Les pigments végétaux : flavones et anthocyannes.. I II. Localisation. Distribution. - Ltat du pigment dans la plante ; dis¬ tribution histologique ; répartition dans les organes végétaux. Existence des flavones dans le règne animal. 5 III. Isolément et préparation. Quelques exemples d’extraction de flavones. Préparation des anthoevannes : méthodes de Wil- lstâtkr, (I’Onsi.ow, etc. ; méthode de partage entre solvants non miscibles ; chromatographie ; cas des pigments azotés.. 10 IV. Constitution. - Squelette fondamental des pigments flavoniques. Hydrolyse des hétérosides — Paglyeone, sa constitution constitution de l’hétéroside. Constitution des pigments anthocyanniques. Hydrolyse. — Les anthocyanols : fusion alcaline, décomposition par la baryte, oxydation par H-0~. - Les anthocyanosides. — Ana¬ lyse : méthode de Karrer. — Classification des anthocyano¬ sides. Structure. Pigments azotés .'..... 27 V. Propriétés physiques et chimiques. Flavones. Action des acides, des alcalis, des réducteurs, de (XFe. — Action de CL Al, de BOs H;i. — Copulation avec les sels de diazo. — Activité optique. Méthylation et déméthylation. — Spectres d’ab¬ sorption .. 48 Anthocyannes. — Formes cristallines. — Solubilité. — Action des alcalis, de CLFe et des sels de fer, de SO s et des sulfites, de l’hydrogène naissant et des réducteurs. Liqueur de Fehling. - HatL — Spectres d’absorption. Fluorescence des pigments flavoniques. Propriétés des anthocyannes azotés . 57 VI. Tests d’identification. A. Méthodes microchimiques. B. Analyse chimique. — Différenciation des deux sortes de pigments, des anthocyanosides et des an¬ thocyanols. Techniques de Baxo.roft et Rutzler. -- Iden¬ tification des flavones. — Réactions colorées (Bargei.lini — Shinoda Asahixa — Ixlbuse — Bose — Quastel). Test de Wilson. Technique de Talber et Lavfer. - Réaction de la gossypétine. - Réaction avec Sn Ch, avec Mo Am. — Mé- thvlation. Identification des anthocyanols et des antho¬ cyanosides. — Méthodes de Robinson. - Purification des anthocyanosides. - Chromatographie sur papier (Bate-Smith) 66 VII. Synthèse. — A. Flavones. Synthèse du noyau. — Méthodes de Kostanecki, d’HuTCHixs et Wheeler. - Cyclisation des hv- droxystyrylcétones et des chalcones en flavanones. — Cycli¬ sation des dibenzoyl-méthanes en flavones par l’acétate de Na et l’anhydride acétique. — Méthodes de Baker, de Chavan et Robinson. — Synthèse d’ALi.AX et Robinson. — Autres mé- Source : MNHN, Paris 256 Cil. SAN NIÉ II. SAC VA IX. Pages thodex : action des uryluldéhydes suc les hydroxyacétophé- nonés. Méthode de Zkmhi.en et Rooxak. Oxydation des sels île benzopyrylium en flavonols. Méthode de Iyer et Venkataramax. Oxydation par le pcrsulfate de potassium (Sf.shaori). Synthèse des hétérosides. Synthèse des iso¬ flavones (Wksski.v Venkataramax Baker Robinson et col!., etc.) . 85 B. Pigments anlhocgttnniqties. Formation à partir des flavonols par réduction. - Synthèse de Wii,i.stater, de Robinson. — Synthèse des hétérosides (Robinson et coll.) . 98 VIII. Relations des pigments benzopyraniques avec d’autres constituants végétaux. Coumarines. — 2-hydroxychalcones et flavano- nes. - Flavones et caléchols. Passage des anthocyanols aux catéchols. Les lignines. — Autres pigments apparentés 108 IX. Formation dans les plantes. •— Hiogêltèse : à partir des tanins, à partir des pigments flavoniques par oxydation, par réduction (anthoevannes). Les réactions endocellulaires. — Leuco- anthocyanosides. Théorie de Robinson sur leur structure. — Leur isolement. Théorie de Bancrokt et Rvtzler. - Hypothèse de Robinson : formation à partir de petites molé¬ cules. Rôle des facteurs métaboliques dans la formation des pigments. Action des glucides, des substances azotées, des facteurs exter¬ nes : radiations lumineuses diverses, intensité et durée de l'illumination, température, photosynthèse. — Facteurs se¬ condaires . 117 X. Facteurs intervenant dans les coloris des plantes. Influence de la constitution chimique du pigment : nombre d’hydroxyles, méthylation des hydroxyles, type de l’hétéroside présent. Co-pigments. — pH~du suc cellulaire. Coloration bleue des fleurs — cas de l’hortensia. — Influence de l'altitude, de la lumière, de la température. -- Intervention des autres facteurs de pigmentation sur la coloration. -- Changements rapides des couleurs des fleurs . 137 XI. Génétique et pigmentation des plantes. — Règles de l’hérédité. — Gênes. — Etude du Dahlia, du Streptocarpus. — Intervention des gênes sur la formation du pigment, sur sa structure, sur le nombre et la position des oxhydryles, des méthoxvles, sur le pH cellulaire. — Facteurs récessifs et dominants. — Cas du Dahlia, du Streptocarpus. Contrôle de la copigmentation par les gènes. — Etude de Beale sur les anthocyanosides du Maïs. — Conclusion . 150 XII. Rôle physiologique des pigments benzopyraniques dans la plante. — Régulation de l’absorption lumineuse par la plante et de sa température. -- Rôle dans les échange» respiratoires, dans l’assimilation. — Rôle de la partie glucidique du pigment. — Fonction respiratoire. — Rôle d’attraction pour les insectes et les oiseaux. — Intervention des flavones dans le système oxydo-réducteur : théorie de SzEXT-GyonGYi .. 160 XIII. Actions pharmacologiques des anthocyannes et des flavones. — Fla¬ vones et vitamine P. — Isolement de la citrine, sa nature. — Résultats expérimentaux. — Hypothèse de Lavoi.lay : Source : MNHN, Paris «I TABLE DES MATIÈRES. 257 Pages action des dérives flavoniques sur l’oxydation de l’adréna¬ line. Activité des catéchols, des formes chalcones, des flavanones. La rutinc, son action. — Les méthodes de me¬ sure de l'activité de la vitamine P. - - Les sources de vita¬ mine P. Autres actions des dérivés flavoniques : sur la pression arté¬ rielle, sur le cœur. — Toxicité de certaines flavones. — Action diurétique. -- Autres actions pharmacologiques. — Théorie de Kt'HN et coll. sur le rôle sexuel des dérivés flavoniques.. lfifi XIV. Systématique. A. Flavones . 187 B. Anlhocyanols cl leurs ylncnsides - Flavonols .. Isoflavones Flavanones Flavanonols 195 213 219 22(i Source : MNHN, Paris Le Gérant : René JEANNEL. Imprimerie M. Declume, Lons-le-Saunier. — 239-51-370. Février 1952 «Dépôt légal 1" trimestre 1952, n* 4000». Source : MNHN, Paris Source : MNHN, Paris Les Mémoires du Muséum national d’Histoire naturelle parais¬ sent sans périodicité fixe. Chaque volume est formé d’un nombre va¬ riable de fascicules, publiés isolément et ne contenant qu’un seul mé¬ moire. Les auteurs reçoivent 50 tirages à part de leurs travaux, brochés et sous couverture. Ils s’engagent à ne pas les mettre dans le commerce. Le prix de l’abonnement, pour un volume, est de 1200 francs. Le montant des abonnements et les demandes de fascicules doivent être adressés au Muséum national d’Histoire naturelle, service des ventes, 36, rue Geoffroy-Saint-Hilaire, Paris (5*). Compte chèques postaux : Paris 124-03. ÉDITIONS DU MUSÉUM NATIONAL D'HISTOIRE NATURELLE 36, rue Geoffroy-Saint-Hilaire, Paris Bulletin du Muséum national d’Histoire naturelle (commencé en 1896). Un volume in-8° par an. Abonnement annuel : 1.200 francs. Mémoires du Muséum national d’Histoire naturelle, nouvelle série (commencée en 1936). In-8°, sans périodicité fixe. Abonnement pour un vol. : 1200 fr. Archives du Muséum national d’Histoire naturelle (commencées en 1802 comme Annales du Muséum national d’Histoire naturelle. Un volume in-4° par an. Prix du volume : 1.500 fr. Publications du Muséum national d’Histoire naturelle (sans périodicité fixe). Pa¬ raît par fascicules in-8°. Prix du fascicule : 300 fr. Revue française d'Entomologie (Directeur : D r R. Jeanne], laboratoire d’Entomolo- gie). Paraît depuis 1934, in-8°. Abonnement annuel : 1.000 fr. Notulae sgstematicae (Directeur : M. H. Humbert, laboratoire de Phanérogamie). Paraît depuis 1909, in-8°, sans périodicité fixe. Index seminam in Hortis Musaei parisiensis collectorum (Laboratoire de Culturel). Paraît depuis 1822. Echange. Revue de Botanique appliquée et d’Agriculture coloniale (Directeur : M. A. Che¬ valier, laboratoire d’Agronomie coloniale). Paraît depuis 1921, in-8®. Revue Algologique (Directeur : M. R. Lami, laboratoire de Cryptogamie). Paraît depuis 1924, in-8°. Revue Brgologique et Lichénologique (Directeur : Mme Allorge, laboratoire de Cryptogamie). Paraît depuis 1874, in-8°. Revue de Mycologie, anciennement Annales de Cryptogamie exotique (Directeurs : MM. R. Heim, J. Duché et Malençon). Paraît depuis 1928 ; in-8°. Mammalia (Directeur : M. E. Bourdelle, laboratoire de Mammalogie). Paraît de¬ puis 1936 ; in-8°. Bulletin du Laboratoire maritime du Muséum national d’Histoire naturelle, d Dinard (Directeur : M. E. Fischer, laboratoire maritime de Dinard). Paraît depuis 1928 ; in-8°. (Prix variable par fascicule). Source : MNHN, Paris